When is intradermal injection used in rodent research?

Intradermal injection delivers compounds into the space between the epidermis and dermis layers. This route is typically used to assess inflammation, measure cutaneous blood flow, or evaluate allergenic reactions to antigens. The procedure requires anesthesia and specialized training to ensure accurate placement and minimize tissue damage at the injection site.

What are the key advantages of intranasal administration in laboratory animals?

Intranasal administration is non-invasive and requires minimal training and simple equipment like a calibrated micropipette. The nasal mucosa's rich blood vessel and nerve supply enables rapid systemic absorption and direct central nervous system targeting. This route is commonly used for vaccine delivery and local decongestant applications in rodents.

Why is anesthesia recommended for intranasal dosing in conscious rodents?

Anesthesia during intranasal administration ensures proper compound placement at the nares for accurate dosing, prevents animals from biting equipment, and eliminates head jerking that could injure nasal tissue or eyes. Anesthesia also reduces the likelihood of the animal snorting and spraying the compound from the nares upon administration.

What volume limits apply to intranasal administration in different rodent species?

For rats, intranasal administration should not exceed 50 microliters per administration. For mice, the maximum total volume is less than 20 microliters. These volume restrictions prevent complications and ensure compliance with institutional guidelines and IACUC-approved protocols for safe compound delivery.

How is needle depth controlled during neonatal intracranial injection?

A needle guard is created by measuring the correct needle against its cap, marking the desired length, and cutting the cap with a razor blade to produce a clean, level cut. This custom depth-control device is prepared aseptically and ensures the needle penetrates only to the validated depth appropriate for the target brain structure and animal age.

What preparation steps are essential before intradermal injection in rodents?

The injection site must be shaved using an electric razor or depilatory cream, then thoroughly cleaned with water-dampened gauze to remove lingering hair. A topical antiseptic solution is applied to the shaved area. The skin is stabilized by stretching it between thumb and index finger before needle insertion to ensure accurate bleb formation.

Why is a separate needle used to draw test articles for intracranial injection?

A separate needle is used to draw the test article because insertion into the stopper significantly dulls fine-gauge needles, which compromises injection quality. Using a fresh needle for intracranial administration preserves needle sharpness and ensures precise, trauma-free delivery directly into the neonatal rodent brain.

複合行政 III

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1. 皮内投与

最も皮内注射は、水性化合物です。解決策は、注射部位の組織の壊死を避けるために中性の pH を持っている生理学的バッファーする必要があります。
針のサイズ範囲は、25-30 ゲージ、可能な最小です。
注射部位あたりの線量範囲は 50-100 μ L. 注入する過剰なボリュームは注射部位または化合物の圧力のためサイトからの漏洩で壊死に。
針の皮内の空間に正確に配置、マウスやラットを麻酔する必要は。吸入麻酔は、急速な誘導と回復。ただし、注射麻酔の領域の準備のための十分な時間を提供して注射を実行する利点があります。¹
注射部位周辺を剃毛、脱毛クリームを使用することで髪を削除します。
徹底的に任意の残留の脱毛クリームや髪の残骸を削除します。
ヨード、クロルヘキシジン液剤、アルコールなどの局所消毒薬をつけます。
管理手順
1. 親指と人差し指の間にピンと張った肌をストレッチします。これは針を位置決めするとき皮膚に安定性を提供します。
2. 針ベベルを皮膚の上に置きます。
3. 優しく、表皮と真皮の間の皮膚に針を挿入します。ベベルを指し示す針を進めます。
4. 物質をゆっくりと注入します。化合物の注入は、皮膚に水疱、または小水疱が作成されます。
5. 皮膚のストレッチし、針を撤回する前に調整を許可する注入後一時停止します。
注意事項
1. プランジャーを手前に引く必要はありません。
2. 針を皮下組織に挿入する場合、水疱が形成されません。皮下注射の結果あまりにも深くに注入します。
3. 注射部位から漏れ化合物を引き起こすことができるしみや、区域を拭くことを避けてください。
4. 複数の注射を実行すると、宇宙に、鉱物が重複しないようにします。

図 1。皮内注射マウス。

2. 鼻腔内投与

機器
1. 正確なボリュームを提供する校正することができます micropipetting ユニットピペットを使用します。
2. 使い捨てのピペットチップを使用して、クロス汚染を避けるためにください。TB 注射器、鈍針やフレキシブルチューブは、投薬の使用もできます。
3. ラットの総注入量 40-100 μ L を超えないし、6-10 μ L が値下がりしましたに与えられる必要があります。マウス、最大容量は 24 μ L、3-4 μ L 滴で与えられます。
意識した動物の管理
1. 意識した動物のマニュアルの束縛ピペットチップまたは鈍針配置できる化合物を提供する鼻孔に十分近いので、比較的不動ですが突くか鼻のティッシュを裂くので近くにない頭であることが必要です。
2. 動物を抑制し、垂直方向の位置でそれを保持します。
3. 鼻のオープニングで化合物の液体の小滴を配置します。動物は、液滴を吸い込む必要があります。
4. 全体のボリュームを与えられているまで、鼻孔を交互、追加のボリュームを管理します。
5. 大きなボリュームを管理している場合ない拘束中に胸を圧迫することが重要です。胸骨圧迫は、気管支や肺に液体を引くため十分に深い呼吸をする動物の能力を妨げます。

図 2。意識下マウスにおける鼻腔内投与。

意識不明動物の管理
1. 吸入麻酔薬を使用するアプローチと化合物の配信中に固定化した動物のできます。これは注入装置、ヘッド、顔の皮膚や目、鼻の組織動物の傷害のけいれんによる化合物の損失を噛む動物の可能性を排除します。動物はまた鼻息し、管理に鼻孔から化合物をスプレーしにくいです。
2. 仰臥位に動物を配置します。頭の位置は、鼻孔のソリューションの配置を影響します。中枢神経系配信のための理想的な位置は、仰臥位の動物が示されています。これによりより良い吸収。²
3. 鼻の開口部、吸入のタイミングの 1 つの側面に直接化合物の半分を管理します。その後、動物を裏返します。
4. 上記のように、管理、その他、ボリュームの半分他の鼻の開口部に。

図 3。無意識のマウスの鼻腔内投与。

3。新生児マウスおよびラットの頭蓋内圧亢進の管理

マウスやラットは、頭蓋内注射用麻酔する必要があります。

マウス		ラット
期間 (日数)	針のゲージ (g)	期間 (日数)	針のゲージ (g)
0-7	29-30	0-5	27-29
7-14	27	5-10	25-27
14-28	25	10-14	25
期間 (日数)	針の長さ (mm)	期間 (日数)	針の長さ (mm)
0-7	2	0-4	2-3
7-14	3	4-7	3
14-21	4	7-10	4
21-28	5	10-14	5
期間 (日数)	(Μ l)	期間 (日数)	(Μ l)
0-5	< 20	1-3	< 20
6-20	< 60	4-10	< 60
20-28	< 100	11-14	< 100

表 1。針のゲージ、針の長さ、マウスおよびラットの年齢に従って頭蓋内投与の最大ボリューム。⁴

機器
1. 正しい針のゲージと最大の表 1に従って投与量を決定します。
2. 動物の麻酔前にニードルガードを準備します。
  注記: 針の注入深さは、ニードルキャップで作成されたガードを使用して制御されます。
  1. 針、ニードルキャップいらずでガードを作成して、カットする場所を示すキャップにマーク表示されます。カットは 2 ~ 5 mm の針は、針のキャップを交換するときにさらされているようにすべきであります。
  2. 皮膚や頭蓋骨を貫通し、脳の目的の深さに達するのために随分露出針の長さがある必要があります。
  3. マウスおよびラットに必要な針の長さは、表 1に示します。
3. 加熱源が仔ラットの低体温症を防ぐために必要です。いくつかの種類があります: 低、循環水毛布、または再利用可能な化学反応の熱ポーチに電気加熱パッドを設定します。
拘束
1. マウスおよびラットの子犬 10 日は、この手順で麻酔を必要は。頭の後ろにちょうどそれらを持ち、尾肩にわずかな圧力をかけるため皮膚を引いて手動でそれらを抑制します。
2. 麻酔子犬イソフルラン吸入と年齢の 10 日間。イソフルランを浸した綿球を誘導室を精度の気化器やガラスベルジャーに接続します。一度子犬を固定すると、麻酔は、効果的な約 40 秒間注入のための十分な時間を提供します。
注入法
1. 注射器に物質を描画し、針にキャップ/注射針ガイドを配置します。
2. 注入量として 100 μ L であり、最大 300 μ L、離乳や古いマウスの新生児マウスまたはラットごとの最大数量をお勧めします。
3. 新生児の大脳皮質を注入するには、目、頭蓋骨の正中線から約 3 mm の後ろ 5 mm 針を挿入します。
4. 幼マウスの注射部位は、眼と耳の間と正中線のすぐそばの約半分の方法です。

図 4。頭蓋内投与マウスの子犬。

ソース: ケイ・スチュワート、RLATG、RVT CMAR;ヴァレリー A. シュレーダー、RVT、RLATG。ノートルダムのノートルダム大学

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