Name: マウスとラットの拘束マニュアルと共通の複合投与経路 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: 学ぶマウスとラットの安全な拘束法と腹腔内・皮下・経口投与などの複合投与技術。動物福祉と研究精度を両立させる実践的ハンドリング方法を習得できます。

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ここで紹介する研究はチャールズ川によってサポートされていました。

<ol><li>Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+routes+of+administration+and+factors+to+consider%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider.</a> JAALAS. 50, 600-613 (2011).</li>
<li>Diehl, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).</li>
<li>Hurst, J. L., West, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taming+anxiety+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Taming anxiety in laboratory mice.</a> Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).</li>
<li>Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+gentling+programme+on+the+behaviour+of+laboratory+rats+towards+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).</li>
<li>Cloutier, S., Newberry, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+conditioning+technique+to+reduce+stress+associated+with+repeated+intra-peritoneal+injections+in+laboratory+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).</li>
<li>Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methodology+of+fever+research%3A+why+are+polyphasic+fevers+often+thought+to+be+biphasic%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic.</a> Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).</li>
<li>Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+equipment+considerations%2C+vehicle+selection%2C+and+solute+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation.</a> JAALAS. 50, 614-627 (2011).</li>
<li>Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+route+of+absorption+of+intraperitoneally+administered+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">The route of absorption of intraperitoneally administered compounds.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+Mouse+Handbook%22">Laboratory Mouse Handbook</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LAT+Training+Manual%22">LAT Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LATg+Training+Manual%22">LATg Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>Barnett, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarnett%2C+SW+%22Manual+of+Animal+Technology%22">Manual of Animal Technology</a>. , Wiley-Blackwell. 440(2007).</li>
<li>Baumans, V., Pekow, C. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaumans%2C+V+%22Handbook+of+Laboratory+Animal+Science%22">Handbook of Laboratory Animal Science</a>. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).</li>
<li>Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBogdanske%2C+JJ+%22Laboratory+Mouse+Procedural+Techniques%22">Laboratory Mouse Procedural Techniques</a>. , CRC Press. (2011).</li>
<li>Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDanneman%2C+P+%22The+Laboratory+Mouse%22">The Laboratory Mouse</a>. , CRC Press. (2000).</li>
<li>Sharp, P. E., La Regina, M. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharp%2C+PE+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. , CRC Press. (1998).</li>
</ol>

著者はチャールズ川の従業員です。

このプロトコルは、ハンズオン·研究者の施設で行う研修を補完するためのもの、動物取扱及び物質管理への導入として見られるべきである。使用され、物質の投与経路は、研究倫理委員会のプロトコルまたはプロトコルが書き込まれるときに実験的な設計で考慮しなければならない拘束する手段。 動物関連の手続きの訓練、研究の成功に不可欠です。ほとんどの実験を行うために、動物を研究スタッフによって処理される必要があり、より良い動物取扱、少ない動物3を強調した 。優しい人間との接触に動物を慣らし、ストレスを軽減し、より扱いやすい研究対象は4,5動物を作ることができます。ハンドリングストレスが研究6のいくつかの種類に影響を与えることが示され、それはそれは同様に他の人に影響を与えることが可能ですされています。げっ歯類の拘束を一時的な（慎重に、しかし、しっかりとしたハンドリングに達成されるべきであるグリップは、げっ歯類やハンドラへの傷害を招く可能性がある）と実用的な最短の期間中でなければなりません。拘束メソッドは、通常、動物の大きさに基づいて選ばれた、またはアクセスが求められている。例えば、可能なものの、首筋によって成体ラットを取り扱う、しばしばハンドラが未熟である場合は特に、ラットによる強い抵抗に会っている。手でマウスまたはラットを保有していることで尾静脈へのアクセスを困難にすることができると拘束装置は、多くの場合、まだ可能な限り動物を維持するために選択されます。 研究者は、動物を取り扱う際には、彼らはしばしば、さらなる研究のための化合物、または生物学的に管理しようとしている。物質の投与経路、吸収、生物学的利用能、および特定の実験のための適合性に影響を与えることができる。様々な経路を熟知自分の研究のために可能な限り最善の方法で彼らの物質を投与する能力を研究者に提供する必要があります。物質の急速な吸収を促進たとえば、ルート研究者はゆっくりと作用する方法で物質を投与しようとする場合、例えば、静脈内または腹腔内など、使用すべきではありません。ボリューム、機器、および溶質のため、これらの技術と問題のいくつかの最近のレビューは、ターナーらによる二つの論文で見つけられるかもしれません。1,7 物質は実験用げっ歯類に投与されるたびに、配慮が機器や物質の体積の適切なサイズ（ 表1に記載）に与えられるべきである。不適切なサイズの機器や、大量のは、不快感、傷害、または動物の死に至ることがある。一般的に、非経口的に投与する物質が研究の目標（ すなわち 、細菌の研究）は、これが不可能になる場合を除いて、滅菌されている。化合物と生物学的製剤は、動物に少なくとも影響を及ぼします溶質または車両でなければなりません。生理的pH（7.3 -7.4）は特に皮下、筋肉内およびintrapeため、一般的によく受け入れられているritonealルート。これらの経路によって投与物質の非生理的なpHレベルは、痛みや壊死や組織の損傷を引き起こす可能性があります。 pHの広い範囲は、胃内および静脈内経路7で許容される。小型げっ歯類では、別の重要な考慮事項は、室温での液体の大ボリュームが与えられている場合に冷えるの可能性である。流体は特に病気の動物を支援するために、静脈内または腹腔内投与されている場合、それらは体温（37℃）に温めなければならない。 このプロトコルで議論の投与経路は、マスターに単純であり、一般的には麻酔を必要としない、一般的に多くの研究プログラムで使用されているものです。投与経路のほとんど無限の多様性は、頭蓋内、髄腔内、硬膜外、気管内、骨内、関節内へと名前が、いくつかを含めて、しかし、可能です。政権のこれらの特殊なルートでのトレーニングは、人WHを求めるべきであるoはルートと良い結果と豊富な経験を持っています。 気管内注入より法、げっ歯類では、鼻腔内経路は、通常、より &quot;自然&quot;を介して肺に導入された物質を研究するために使用されています。マウスとラットは絶対的鼻呼吸であるため、流体の非常に少量を吸い込むためにそれらを誘導さえ意識のある動物では、難しいことではありません。鼻粘膜が血管によく供給されているので、いくつかの物質の鼻腔内投与、静脈内投与と同様とすることができる。このルートはその吸収を損なう可能性がありますので、しかし、鼻炎を持つ動物ではお勧めできません。鼻腔内経路によって大きなボリュームを管理しようとする試みは、動物の呼吸困難や溺死になることがあります。 筋肉内注射は物質の急速な吸収を提供します。筋肉内注射は、その小さなサイズとそれに対応して小さな筋肉に起因するラットやマウスに挑戦することができます。彼らは後ろ足で実行されsである。坐骨神経の損傷が発生する可能性があるため、大腿四頭筋は、選択肢の筋肉です。 皮下および皮内経路の両方が肌を伴うものの、皮下組織対皮膚に置か物質の生物学的利用率には違いがあります。皮下投与は、多くの場合、静脈内または腹腔内のような他のルートより遅い吸収と、 &quot;堆積&quot;ルートと見なされます。皮内投与は、通常、物質、そのようなアジュバントと抗原の混合物などの免疫賦活物質の非常に少量のために使用されます。両方のケースにおいて、投与物質は生理学的pHと非刺激性であるべきである。これはげっ歯類を抑制するための一般的に使用されるサイトですので、皮内または皮下注射は、首筋に行われるべきではない。 静脈内および腹腔内投与は、しばしば、げっ歯類に相当すると考えられている。以上のrを提供投与の静脈内経路化合物の取り込みAPIDしかし、腹腔内投与は、経口投与8とほぼ同等とみなされるべきである一方。不適切にバッファリングされた場合、彼らは痛みを引き起こす可能性があるため注意が化​​合物を腹腔内投与して撮影する必要があります。げっ歯類における静脈内ボーラス投与の一般的なルートは、尾静脈を介して行われます。物質の慢性静脈内投与が望ましい場合には、静脈または動脈カニューレの移植を考慮すべきである。静脈内に投与した物質は無菌的に配信されるべきであり、静脈内投与することが安全であることが示されるべきである。例えば、溶血、血栓症、または血管炎を誘発する可能性がある物質は、静脈内投与には適していません。 胃内または経口強制ルートはしばしばヒトで共通の投与経路を模倣するために使用されています。食べ物や水を介して経口投与と比較した場合、それはまた、物質の正確な投与を可能にします。化合物のバイオアベイラビリティ強制経口投与を介して投与した動物の飼育/絶食状態、ならびに化合物又は生物の溶質または車両によって異なります。強制経口投与または給餌針が使用されている動物に適したサイズである必要があり、使い捨て強制飼養針が実用的でない場合は、動物との間にクリーニングする必要があります。強制経口投与による傷害は珍しいものではなく、肺や胃や食道破裂への物質の堆積を含む。目を覚まし動物に強制経口投与が試行される前に、訓練は、経験豊富なパーティが監修して、最初の安楽死させた動物は、麻酔した動物（安楽死されるもの）で行われるべきである。目を覚ました動物の最初の強制経口投与の試みは手続きがゆがんで行く場合、傷害を引き起こすことはありません生理食塩水などの平均的なサイズの動物や物質の少量を、関与させるべきである。動物は密接に強制経口投与し、安楽死させた後、必要に応じて、青、出血、または過剰な唾液分泌を回すと、そのようなあえぎとして苦痛の徴候を評価すべきである。もしeuthanasiaが必要な場合は、動物は強制経口投与手順が失敗した理由を判断するために剖検されるべきである。

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬の名称 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td><td> 注釈 </td></tr><tr><td>針</td><td>さまざまな</td><td>さまざまな</td><td>針はゲージと長さの両方で販売されています。ご注文の前に両方をチェックしてください。 </td></tr><tr><td>シリンジ</td><td>さまざまな</td><td>さまざまな</td><td>常に投与すべきボリュームの適切なサイズを選択します。 </td></tr><tr><td> DecapiCones </td><td>トリーサイエン</td><td> DC-200は、DCL-120、MDC-200 </td><td>マウスおよびラットのサイズで利用できる。 </td></tr><tr><td>げっ歯類の制止</td><td>ハーバード装置、トリー·サイエンティフィック、プラス·ラボ、他</td><td></td><td>明確なプレキシガラス、調節可能なプラスチック、マウスおよびラットのためのサイズで利用できる。 </td></tr><tr><td> 50 mlコニカルチューブ</td><td>さまざまな</td><td> ＆nbのSPの; </td><td></td></tr><tr><td>餌針</td><td> VWR、ポッパーと息子</td><td>さまざまな</td><td>上記のような動物に針ゲージと長さを合わせます。両方の使い捨てと再利用可能な餌針が用意されています。 </td></tr></tbody></table>

マウスとラットの拘束マニュアルと共通の複合投与経路

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

安全かつ効果的にマウスやラットを抑制することができれば、研究を行うことの重要な部分です。マウスやラットで安心と人道的に働くことはハンドリングと拘束方法の基本的な能力を必要とします。この記事では、安全に動物を処理するために必要な基本的な原則を提示します。片手、両手、そして特別に設計された拘束オブジェクトと拘束を説明する。多くの場合、動物の研究やテスト使用の別の部分がマウスとラットへの化合物の効果的な投与である。可能な投与経路の数が多い（唯一の動物の大きさや臓器によって制限される）がありますが、ほとんどが研究に定期的に使用されていません。このビデオでは、静脈内、筋肉内、皮下、経口胃管栄養を含むより一般的な経路のいくつかを説明します。この記事の目的は、基本的な拘束や物質投与ルートにこれらの技術に不慣れなビューアを公開することです。このビデオあなたの施設で訓練に参加の必須に代わるものではありませんが、その訓練を補強し、補完することを意図している。

研究用げっ歯類で安全かつ人道的に働くことはハンドリングと拘束方法のコアコンピテンシーを必要とします。この記事では、安全に処理するために必要な基本的な原則を提示し、効果的にマウスやラットに化合物を投与するであろう。

マウスやラットを安全かつ効果的に保定できることは、研究を遂行する上で重要な要素です。マウスや……に対して、自信を持って人道的に扱うことは、

本動画の目的は、マウスおよびラットにおける手動での保定および薬物投与に用いられる様々な手法を習得することです。マウスとラットの保定には、片手または両手を用いた数種類の技法、あるいはプラスチック製保定具が使用されます。また、腹腔内、皮下、血管内、皮内といった投与手法についても解説します。本動画では、これらの注射方法に加えて、経口ゾンデ投与および経鼻投与についても実演します。動物を自信を持って、優しく、そして安全に扱う方法を習得することは、in vivo研究において重要な要素です。動物の取り扱いは、常に動物と研究者の双方にとって安全な方法で行わなければなりません。一般的に、これらの手法に不慣れな人は、げっ歯類の取り扱いに慣れるまで時間がかかるため、苦労することがあります。齧歯類は、取り扱いに不慣れな人を威嚇したり、怖がらせたりすることがあります。投与量および保定技術を視覚的に実演することは、化合物の確実な投与だけでなく、動物および保定者のストレスや怪我を防ぐためにも不可欠です。マウスの保定は、片手または両手を用いた手動の手法で行うことができます。どちらの手法であっても、最初のステップは、マウスの尾の付け根をそっと持ち上げ、ケージ蓋のワイヤーバーや同様の粗い表面に乗せることです。片手での手技の場合、尾をそっと後ろに引きながら、尾の付け根を第3指と第4指の間に挟みます。これにより、マウスが表面を掴んで前方に引っ張る動作になります。次に、尾を保持している方の手で、マウスの項（うなじ）をしっかりと掴みます。人差し指と親指で頭部の付け根付近を掴み、中指と薬指を加えて背中の方まで掴みを広げます。マウスが回転したり身をよじったりしないよう、首回りの皮膚に適切な圧力をかけて固定しますが、動物が呼吸できなくなるほどの強い圧力をかけないように注意してください。両手を用いる手法は似ていますが、片手で尾を優しく後ろに引いている間に、もう一方の手でマウスの項皮を素早くしっかりと掴み、片手で尾を、もう片手で項皮を保持します。マウスを持ち上げ、項皮を掴んでいる手の掌と第3または第4指の間に尾の付け根を挟み込んで固定します。前述と同様に、動物が呼吸できる状態を維持しつつ、しっかりと保持してください。ラットの項皮把持（スクラフ）は通常、両手で行います。まず、ラットをケージから出し、ざらつきのある表面の上に置きます。次に、非利き手でラットの尾を掴んで引きます。尾を片手でしっかりと保持しながら、ゆっくりと後方に引き、もう一方の手で後方からラットの項（うなじ）に近づけます。肩甲骨に向かって移動しながら、ラットの背中に軽く圧力をかけます。最後に、指と手のひらで項皮を把持します。このように保定すると、ラットが鳴き声を上げることがあります。肩越し把持法を用いる場合は、利き手でラットの尾を掴み、ゆっくりと後方に引きます。次に、非利き手をラットの後方から背中に添えます。薬指、小指、親指でラットの胸部をしっかりと掴みます。このとき、ラットの頭が人差し指と中指の間に来るようにしてください。別の保定法として、肩の下でのグリップ法があります。前述のように利き手で尾を掴み、もう一方の手を後方からラットの背中へと回します。次に、肩甲骨のすぐ下の胸部を掴みます。親指と人差し指で、ラットの前肢をそっと上に押し上げます。前肢をラットの顎の下で交差させることで、噛みつきを防ぎます。身体を操作者に固定できれば、片手でこのように保持することが可能です。デキャッピングコーンと呼ばれる柔軟な円錐形の薄いプラスチック製の器具も、保定に使用できます。動物を前方へ押し込み、鼻がデキャッピングコーン先端の穴から突き出るまで進めます。その後、袋を尻尾の周りで閉じて保持するか、ゴムバンドまたはツイストタイを使用して動物を固定します。保定が完了すれば、プラスチック素材越しに注射を行うことができます。また、尻尾へのアクセスが必要な場合は、硬質プラスチック容器が有用です。装置メーカーの指示に従ってラットを挿入します。このタイプの固定具では、ラットの尾を軽く後ろに引いて固定具に入れます。装置の前方にクロージャーを設置し、動物の動きを制限するように調整します。動物が興奮しているように見える場合は、タオルによる保定を行うことができます。動物の上にタオルをかけることで、暗闇と緩やかな抑制効果が得られ、気性の激しいラットを落ち着かせることができます。タオルをラットの上にそっと被せ、その後、胴体あたりを注意深く掴みます。ラットの鼻を塞がないように注意しながら、タオルでラットを包み込みます。タオルを動かし、注射を行う部位を露出させます。以下の投与手技を行う前に、シリンジの操作を練習しておくことが有益です。理想的には、片手でシリンジを操作し、もう一方の手で動物を保定します。針を挿入する際は、特に静脈注射の場合、針先（ベベル）を上に向けて挿入するのが最適です。細いゲージの針は、バイアルストッパーへの刺入時に損傷しやすくなります。物質の抽出には太いゲージを使用し、その後、投与用に細いゲージに交換してください。鼻腔内投与は、アレルギーおよび喘息研究における一部の感染剤や、肺に関わる一部の研究で使用されます。鼻腔内投与は、気管内注入のような麻酔や手術を必要としません。鼻腔内投与を行う際は、前述のように動物を固定し、シリンジまたはピペッターを用いて、吸入させる物質を少 amount 動物の鼻孔に滴下します。物質が鼻孔内に消失したことを確認し、必要に応じてこれを繰り返します。迅速な吸収が必要であり、かつ極めて少量で投与可能な化合物は、筋肉内に投与します。筋肉内注射の際の保定には、注射を行う片側の後肢を自由にし、安定させる必要があるため、2名で対応する場合があります。動物の大腿四頭筋または大腿外側筋の筋肉量がある部位に対し、皮膚と垂直に針を刺入してください。坐骨神経を損傷させる可能性があるため、後肢の筋肉量が多い部位への注入は避けてください。投与する化合物の量が多い場合は、吸収速度が経口投与に近いと考えられる腹腔内投与を選択します。腹腔内注射を行うには、動物を保定し、鼻先を床に向かせます。腹部を露出させ、動物の正中線を確認し、腹部を4つの領域に想定して分割します。下腹部の、特に動物の右下腹部の部位を注射部位として選択し、適切なサイズのシリンジと針を用いて物質を動物に注射します。物質の緩徐な吸収を目的とする場合に、皮下投与が行われます。マウスやラットは皮膚のたるみが大きいため、ヒトと比較して相対的に多量の液量を皮下投与することが可能です。皮下注射を行う際は、前述の方法で動物を緩く保定します。皮膚をつまみ、上にそっと引き上げます。適切なサイズの注射器と針を用いて皮膚をテント状に持ち上げ、テント状にした皮膚に針を30〜45度の角度で刺入し、薬剤を注入します。皮膚の下に小さな腫れができれば、注入に成功した印となります。皮下注射後に動物を日常的に扱う場合は、項皮（スクラフ）を持って操作しないでください。代わりに、背側の臀部の皮膚を使用してください。動物に複数回の皮下注射を行う場合は、注射部位を交互に変えてください。皮内投与中の動物の保定は困難な場合があり、化学的鎮静の導入が必要となることがあります。麻酔剤を使用する場合は、それが研究目的を妨げないことを確認してください。皮内注射を行う際は、まず注射部位の皮膚がはっきりと見えるように、注射部位の除毛を行います。適切なサイズの針を、皮膚に対して15〜30度の角度で挿入します。針を深く挿入しすぎないように注意してください。正しく挿入されていれば、注入時に抵抗が感じられます。注入に成功すると、周囲の皮膚よりも色が淡い小さな膨起（ブレブ）が見られます。薬剤の逆流を防ぐため、軽く圧迫してください。血管内投与は多種多様な化合物に使用され、化合物が適切に製剤化されており、かつ極めて迅速な効果が求められる場合に最適な投与経路となります。外側尾静脈への血管内注射を行う際は、脱走防止用コーンまたはプラスチック製げっ歯類用保定具で動物を固定してください。既報の手順通り、非利き手で動物の尾の先端を持ち、真っ直ぐに伸ばして回転させます。尾静脈が背側に位置するように4分の1回転させます。腹側尾動脈を避けながら、注射に使用する2本の側尾静脈のいずれかを特定します。針を15～20度の角度で尾部の遠位端に刺入し、薬剤を注入します。注入が成功すると、薬剤が抵抗なく静脈に入り、注入の間、尾静脈が白濁します。注入部位をより遠位に設定することで、最初の試行が不成功だった場合に利用可能な、損傷を受けていない静脈部位を確保できます。経胃投与または経口ゾンデは、拘束した覚醒動物に対してのみ行われます。麻酔や鎮静は誤嚥のリスクを高めるためです。ヒトへの経口投与に向けて安全性試験が行われる化合物は、多くの場合この方法で投与されます。まず、適切なサイズの経口投与用針を選択することから始めてください。拘束した動物を吊り下げ、口角から計測して長さを決定します。経管栄養針のボールチップが動物の最終肋骨に達するようにし、頭部と身体が垂直に一直線になるように動物を拘束してください。これにより食道が真っ直ぐになり、給餌針が通りやすくなります。針のボールチップを、舌の上に沿わせて動物の口に挿入します。針が定位置に収まったら、動物の鼻が天井に向くように、口蓋を軽く押さえながら針とシリンジを持ち上げます。喉の奥を通過する際、針の方向をわずかに調整する必要がある場合があります。針に抵抗（テンション）が感じられた場合は、位置を調整する必要があることを示しています。あらかじめ設定した距離に達するまで、針を挿入し続けてください。針はスムーズに通過させる必要があり、動物が喘いだり窒息したりしないようにして物質を投与してください。抵抗がある場合や、動物が喘ぐ、むせる、あるいはチアノーゼ（青くなる）が見られた場合は、直ちに中止して針を抜いてください。これらの手技を習得すれば、ラットとマウスの両方に安全に投与を行い、効果的に保定できるようになります。これらの処置を行う際は、正しく保定された動物こそが、動物と操作者の双方にとって処置の安全性を確保することを忘れないでください。科学研究において動物を扱うことは、特権であると同時に責任を伴うものであることを忘れないでください。適切な保定方法と投与経路を選択することは、優れた科学であるとともに、適切なアニマルウェルフェアの実現につながります。

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Research

JoVE Journal

Biology

生物学

中枢神経系に作用する薬剤の徹底した前臨床試験は、しばしば特定の投与経路に関連して薬剤の生体内分布を評価し、比較が行われ。ここでは、三、一般的に使用される全身送達の方法（、静脈内、腹腔内、および経口）と同様にローカル配信するための方法（対流強化配信）はマウスで実証されています。...

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ここでは、マイクロピペットガイド下薬物投与(MDA)を経口強制経口投与の代替方法として説明し、研究動物がストレスや不快感を最小限に抑えて治療を容易に摂取するように促します。...

げっ歯類モデルにおける経口強制経口投与の代替方法としてのマイクロピペットガイド下薬物投与の使用

ラットにおける養子遅延型過敏症の誘導とモニタリング

我々のプロトコルは、ラット腹部乳腺を細かく分析し、どのように乳腺全体のマウントを準備する方法について説明します。また、3つのエンドポイント（終端蕾の数、上皮伸長と分化）を使用して、乳腺の形態を分析し、食事の修飾にさらされたラットで乳腺がんのリスクを予測するためにこれらの結果を使用する方法について説明します。...

ラットにおける乳腺の形態と乳癌リスクの変化

この記事では、マウスやラットの基本的な剖検を実施するための手順、および基本的な器官の集合体、ならびに、組織学的微生物学的、およびPCR評価のためのより多くの困難なサンプルの種類を説明します。...

診断剖検及びラット及びマウスで選択された組織とサンプル集

シラスティックカプセル及び経口ヌテッラによる卵巣摘出および17β-エストラジオールの後続の置換は、ラットとマウスで実証されています。...

ラットとマウスにおける卵巣摘出および17β-エストラジオールの交換：ビジュアルデモ

2001年には、UCLAの研究者は、成体幹細胞の集団の単離を説明した脂肪組織から、脂肪由来幹細胞またはASCをと呼ばれる。この記事では、コラゲナーゼを使用して手動、酵素消化プロトコルを使用して脂肪吸引物からASCの分離の概要を説明します。...

人間の脂肪吸引物からの脂肪由来幹細胞を手動で隔離

ライブの検出<em&gt;エシェリヒア·コリ</em&gt; O157：PMA-qPCRによりH7細胞

繁殖や生体内研究に適したゼブラフィッシュ施設は、簡単で手頃な価格で建設されています。メンテナンスは最小限で済みます。この施設は、学生の参加と独立した研究に最適です。...

手ごろな価格で簡単に構築ゼブラフィッシュ施設の建設

プロモーター発現解析は遺伝子の規則の理解と標的遺伝子発現の時空間を改善するために重要です。ここを識別、分離、および植物プロモーターのクローンを作成するためのプロトコルを提案する.さらに、一般的な豆毛状根における根粒特異プロモーターの特性について述べる。...

植物プロモーター解析: 同定とルート、インゲンの根粒特異的プロモーターの解析

学ぶマウスとラットの安全な拘束法と腹腔内・皮下・経口投与などの複合投与技術。動物福祉と研究精度を両立させる実践的ハンドリング方法を習得できます。

マウスとラットの拘束マニュアルと共通の複合投与経路

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