Name: 皮下ムスカリン拮抗薬の管理およびマウスにおける挙筋オーリスの筋筋のトリプル免疫染色 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 9 s
Description: 学ぶ マウスの挙筋オーリス長筋へのムスカリン拮抗薬の皮下投与と三重免疫染色法。この手法により神経筋接合部の形態変化を可視化し、ムスカリン受容体阻害の影響を評価できます。

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この作品は、筋ジストロフィー協会、NIH（NS062320）によってサポートされていました。

1。ムスカリン性アセチルコリン受容体（mAChR）拮抗薬の皮下投与<ol><li> 1.5mlの反応チューブに滅菌生理食塩水で薬物を溶解することにより無菌条件下でmAChR拮抗薬、（参照、表）の適切な投与量を準備します。以下の拮抗薬を使用した：アトロピン、Methoctramine、4 - DAMP、AFDX - 116、AFDX - 384、MT 7。 </li><li> a1ccインスリン注射器に溶液の50μlのを描き、それぞれのマウスに別々のシリンジを使用してください。また、唯一の対照群の各マウスの生理食塩水を含む注射器を準備。氷の上で注射器に注入する準備が整うまで保管してください。 </li><li>ケタミン - キシラジンカクテルを持つマウスを麻酔する（120 mg / kgのケタミン、8 mg / kgをキシラジン）つま先のピンチに応答がないことを観察することによって適切な麻酔深度を確認してください。 </li><li>適切な鎮静した後、首の尾部領域に頭の吻側領域をカバーする毛を剃る、70％エタノールで離れて残りの髪を拭いてください。 </li><li>場所の実体顕微鏡下でマウス、および注射器の針（ 図1A、B）を軽く引き上げながら、LAL筋肉に針を平行に挿入する。これは、針が結合組織の上に横たわって挿入されると直接LAL筋肉自体を損傷しないようにします。先端がLAL筋肉の尾側面を覆うように針を挿入します。 </li><li>非常にゆっくりとシリンジを引き出しながら、右LAL筋肉上のソリューションを注入し始める、総噴射時間は約1分にする必要があります。適切に注入した場合、解決策は、少なくとも1時間にとどまるが覆っている皮膚に、直径約1 cmである"ドーム"を形成すべきである。一様に注入されたソリューションは、右のLAL筋肉の全体の吻側および尾側の地域をカバーします。 </li><li> 1〜7日間12時間ごとに手順を繰り返します。他のstudies1では、最大21日間の増殖因子を12時間おきに注入するために同じプロトコルを使用していました。異常応答は、最大21日までの日を2倍の麻酔を投与したマウスから観察されなかった。 </li></ol> 2。 LAL筋肉の解剖<ol><li>ペントバルビタールナトリウムの過剰投与（390 mg / kg体重）をマウスを安楽死させる。死は、開胸が行われた後、ハートビートの欠如を評価することによって保証されます。 </li><li>それぞれの足の1ピンと鼻から1ピンで、解剖皿の中で背側にマウスを突き止める。 </li><li>左の肩甲骨周辺の領域への耳にちょうど近位領域から左LALに沿ってカットする小さな春のはさみを使用して、唯一の皮膚を介して最初の切開を加えます。 </li><li>慎重にこの地域で皮膚を取り除くが、これは右のLAL筋肉のための付属のポイントの一つであるとして、右耳に近すぎるカットは避けてください。 </li><li>右と左のLAL筋肉が満たしてヘッドの表面的な面で、正中線に沿って脂質の中央に位置脂肪組織のストリップを見つけます。小さ ​​な春のはさみを使用して、肩（ 図1C）に達するまで左LAL筋の近位端から脂肪組織（左耳に向かって）の右側に1センチメートルカット。 </li><li>一度切開は筋肉の腹側を露出させる小さな鉗子で背面剥離、右LAL筋肉が行われます。慎重にピンセット（ 図1C）で右LAL筋肉を引き上げながら、結合組織や筋膜をトリミング。 </li><li>耳の付け根で右LALの尾方端の周りにカット。に引き渡した右LAL（図1C）を維持、右耳の吻側端に向かって移動し、切断を続行。。 LAL自体を損傷する危険性よりも、このステップでより多くの組織を含める方が良いです。筋肉は、筋肉の上にピペット1X PBSを乾燥し始めた場合。 </li><li>場所は、最大1 × PBS、背側を含む30ミリメートル文化Sylgard皿で右LAL解剖。小さな虫ピンで筋肉の四隅を突き止める。 </li><li>右LAL筋の背側と腹側の表面から小さな鉗子と春のはさみ、クリーンな結合組織を使用する。腹側表面をきれいにするために筋肉を裏返しにして、再度ピン。 2月3日の筋肉は、同じ30ミリメートル皿に置かれるかもしれない。 </li></ol> 3。 LAL NMJsのトリプル免疫染色：1日目<ol><li>免疫染色を開始する前に、すべての必要な試薬を準備する。 1X PBS、2％ウシ血清アルブミンBSA）/ PBS、2％の0.1MグリシンBSA / PBS、2％BSA / PBS、および1X PBS中4％パラホルムアルデヒド（PFA）で0.2％トリトンX100が必要になります。 -20℃の冷凍庫内プレクールメタノール。 </li><li>このプロセスの間に皿の背側にまで固定されたLAL筋肉を残す。 1X PBS溶液を捨て、筋肉をカバーするのに十分な4％（PFA）を追加します。シェーカー上に置いて料理は20分間スピード2または3に設定。特に断りのない限り、料理は、以下のステップのためにシェーカーに配置する必要があります。 </li><li> 4％PFAを破棄し、1X PBSで3回、10'それぞれで筋肉を洗う。 </li><li>最後の1X PBSの洗浄を破棄し、30'のために2％BSA / PBS溶液に0.1Mグリシンを追加。 </li><li> 0.1Mグリシン溶液を捨てるdは、1 × PBSで15'の1:200の濃度でローダミン共役α-ブンガロトキシンを含む追加。 </li><li> α-ブンガロトキシンの液を捨て、それぞれ3回、1 × PBS中で10'の筋肉を洗う。 </li><li>あらかじめ冷却メタノールを添加することにより組織を透過し、正確に5分間-20℃の冷凍庫に皿を置く、ない必要に応じて揺れていない。 </li><li>メタノールを取り外し、10'1X PBSでそれぞれ3回洗浄します。と最後の洗浄およびブロックの組織を捨てる0.2％トリトンX - 100を2％BSA / PBSで1時間。洗浄及びブロッキングのステップは室温で実施されています。 </li><li> 4で、揺れ、一晩筋肉をインキュベートしますブロッキング溶液（参照、表）で希釈した一次抗体のカクテルでC。 </li></ol> 4。 LAL NMJsのトリプル免疫染色：2日目<ol><li>室温で1 × PBSで3回、10'それぞれの筋肉を洗う。 </li><li>室温で1時間（参照、表）のためにブロッキング溶液に二次抗体のカクテルを追加。アレクサ - フルーア647蛍光の光退色を防ぐために、筋肉はこのステップ以降からの光から保護する必要があります。 </li><li> 1X PBSで3回、10'それぞれの筋肉を洗う。 </li><li> 1X PBSの残りの結合組織をきれい、ガラスカバースリップとマウントメディアを使用して、スライド背側LAL筋肉とマウントの外側の境界線をカット。代わりにカバースリップを確保するために明確なマニキュアを使用してください。 </li><li>分析の準備が整うまで-20℃で光とストアからスライドを保護する。 </li></ol> 5。 LAL NMJsの共焦点イメージング<ol><li>高解像度の共焦点画像は、ライカTCS 4D共焦点顕微鏡ライカのプランアポ63Xの油浸対物（1.4NA）で得られる。 </li><li>フルオレセインおよびAlexa 647の信号が同時にそれぞれ、レーザライン488nmの（アルゴン、488 nmの、20 MW）と633 nmの（HeNeレーザ、633nmの、10 mWの）でスキャンした。順次、ローダミンの信号は、レーザーライン561 nmの（DPSS、561、20 MW）でスキャンされます。光学切片を0.3μmの間隔で収集し、z平面上の画像の数が60から80まで変化させた。ピンホールは、エアリー1（107.97 UM）に調整されます。画像フォーマット1024 × 1024（X、Y）、234.32μmのX 234.32μm及び229.05 nmのピクセルサイズ× 229.05 nmの画像サイズで400Hzの速度の結果で1のズーム倍率、と。 </li><li>ライカTCS - NT取得ソフトウェアは、最大強度の予測にZシリーズの画像を再構成するために使用されます。 </li><li>マルチパネルの画像はAdobe Photoshopを使用して明るさとコントラストに調整されます。 </li><li>典型的なLAL筋肉のために、人は顔の NMJs 途中で約75から100を分析することができるはずです。シナプスの安定性は、事前に、周術期およびシナプス後要素の空間的配置（すなわち、神経、シュワン細胞や筋肉）などの機能、及びシナプス面積の測定（すなわち、シナプスの大きさ）によって決定されます。 </li></ol>代表的な結果： 、正確にニコチンAChRsのシナプス後のクラスター（ 図2、レッド）に並列した単一の筋線維で、成体哺乳類NMJで、単一のモータの軸索は、神経終末の高度に差別化喬木（グリーン図2）を形成細かい枝を詳しく説明。 Perisynaptically、ターミナルシュワン細胞が密接にシナプス前神経末端のすべての支店（;ブルー図2）をカバー。この三者の組織の構造的および機能的完全性は深刻なサブタイプ固有のmAChR阻害剤の毎日のアプリケーションによって摂動されています。 （ 図3）ここで紹介する例では、4 - DAMP、M1、M3、M4とM5 mAChRサブタイプに高い親和性を持つmAChR拮抗薬は、筋肉の表面（ 図3B、全体に多数のNMJsから神経端末の選択的除去を呼び起こすC）。プロセスの拡張子を除いた明るいS100のラベリング（ 図3B"、3C"）によって証明されるように加えて、ターミナルシュワン細胞は8異常に静止です。 Postsynaptically、筋線維は正常であり、nAChRsの失われた（ 図3B"、3C'）はありません。 <img src="/files/ftp_upload/3124/3124fig1.jpg" alt="図1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図1"> 図1。LAL筋肉の解剖学的位置と組織。吻側（rLAL）、尾側（cLAL）、およびLAL神経（LALn）と対応するエンドプレートのバンドの位置は（、挿入図）が示されている。 LAL筋肉に関しての針の位置と方向は、注射の手順（B）のために示されています。切開ポイントは解剖の手続き（C）として使用されています。 <img src="/files/ftp_upload/3124/3124fig2.jpg" alt="図2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図2"> 図2。NMJの三者構成。マウスNMJの高倍率焦点ビュー。単一の軸索は、しっかりとターミナルシュワン細胞とそのプロセス（ターミナルシュワン細胞体へ"、アスタリスクポイント）の対象となる微細な端末の枝を（）、詳しく説明する。 Postsynaptically筋線維では、ニコチンAChRsのクラスタは、正確に神経端末の枝に並列したさnalsとターミナルシュワン細胞。 <img src="/files/ftp_upload/3124/3124fig3.jpg" alt="図3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図3"> 図3。LAL筋は4 - DAMP、mAChR拮抗薬による治療を受けた。車両または4 - DAMPで治療LAL筋肉の低と高倍率共焦点ビュー。溶媒投与筋肉（とは対照的に、A - '''), 4 - DAMP処理筋肉の欠如の神経終末の数々NMJs（B - B '''、C - C ''').図2Bの箱入りの領域は、図2Cにズームされています。

<ol><li>Wright, M. C., Son, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ciliary+neurotrophic+factor+is+not+required+for+terminal+sprouting+and+compensatory+reinnervation+of+neuromuscular+synapses%3A+re-evaluation+of+CNTF+null+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Ciliary neurotrophic factor is not required for terminal sprouting and compensatory reinnervation of neuromuscular synapses: re-evaluation of CNTF null mice.</a> Exp Neurol. 205, 437-448 (2007).</li>
<li>Gurney, M. E., Yamamoto, H., Kwon, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+motor+neuron+sprouting+in+vivo+by+ciliary+neurotrophic+factor+and+basic+fibroblast+growth+factor%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Induction of motor neuron sprouting in vivo by ciliary neurotrophic factor and basic fibroblast growth factor.</a> J Neurosci. 12, 3241-3247 (1992).</li>
<li>Caroni, P., Aigner, L., Schneider, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrinsic+neuronal+determinants+locally+regulate+extrasynaptic+and+synaptic+growth+at+the+adult+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Intrinsic neuronal determinants locally regulate extrasynaptic and synaptic growth at the adult neuromuscular junction.</a> J Cell Biol. 136, 679-692 (1997).</li>
<li>Witzemann, V., Brenner, H. R., Sakmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+factors+regulate+AChR+subunit+mRNAs+at+rat+neuromuscular+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Neural factors regulate AChR subunit mRNAs at rat neuromuscular synapses.</a> J Cell Biol. 114, 125-141 (1991).</li>
<li>Angaut-Petit, D., Molgo, J., Connold, A. L., Faille, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+levator+auris+longus+muscle+of+the+mouse%3A+a+convenient+preparation+for+studies+of+short-+and+long-term+presynaptic+effects+of+drugs+or+toxins%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">The levator auris longus muscle of the mouse: a convenient preparation for studies of short- and long-term presynaptic effects of drugs or toxins.</a> Neurosci Lett. 82, 83-88 (1987).</li>
<li>Lanuza, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pre-+and+postsynaptic+maturation+of+the+neuromuscular+junction+during+neonatal+synapse+elimination+depends+on+protein+kinase%5BTitle%5D)+AND+%22C.+J+Neurosci+Res%22%5BJournal%5D)">Pre- and postsynaptic maturation of the neuromuscular junction during neonatal synapse elimination depends on protein kinase.</a> C. J Neurosci Res. 67, 607-617 (2002).</li>
<li>Garcia, N., Santafe, M. M., Tomas, M., Lanuza, M. A., Tomas, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short-term+effects+of+beta-amyloid25-35+peptide+aggregates+on+transmitter+release+in+neuromuscular+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuropathol+Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Short-term effects of beta-amyloid25-35 peptide aggregates on transmitter release in neuromuscular synapses.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 67, 250-259 (2008).</li>
<li>Wright, M. C., Cho, W. J., Son, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+patterns+of+motor+nerve+terminal+sprouting+induced+by+ciliary+neurotrophic+factor+vs.+botulinum+toxin%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Distinct patterns of motor nerve terminal sprouting induced by ciliary neurotrophic factor vs. botulinum toxin.</a> J Comp Neurol. 504, 1-16 (2007).</li>
<li>Wright, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+muscarinic+acetylcholine+receptor+subtypes+contribute+to+stability+and+growth%2C+but+not+compensatory+plasticity%2C+of+neuromuscular+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Distinct muscarinic acetylcholine receptor subtypes contribute to stability and growth, but not compensatory plasticity, of neuromuscular synapses.</a> J Neurosci. 29, 14942-14955 (2009).</li>
<li>Voss, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+ATP+inhibits+chloride+channels+in+mature+mammalian+skeletal+muscle+by+activating+P2Y1+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Extracellular ATP inhibits chloride channels in mature mammalian skeletal muscle by activating P2Y1 receptors.</a> J Physiol. 587, 5739-5752 (2009).</li>
<li>Murray, L. M., Gillingwater, T. H., Parson, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+mouse+cranial+muscles+to+investigate+neuromuscular+pathology+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromuscul+Disord%22%5BJournal%5D)">Using mouse cranial muscles to investigate neuromuscular pathology in vivo.</a> Neuromuscul Disord. 20, 740-743 (2009).</li>
<li>Dorje, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antagonist+binding+profiles+of+five+cloned+human+muscarinic+receptor+subtypes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Exp+Ther%22%5BJournal%5D)">Antagonist binding profiles of five cloned human muscarinic receptor subtypes.</a> J Pharmacol Exp Ther. 256, 727-733 (1991).</li>
<li>Caulfield, M. P., Birdsall, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+Union+of+Pharmacology.+XVII.+Classification+of+muscarinic+acetylcholine+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Rev%22%5BJournal%5D)">International Union of Pharmacology. XVII. Classification of muscarinic acetylcholine receptors.</a> Pharmacol Rev. 50, 279-290 (1998).</li>
</ol>

利害の衝突は宣言されません。

ここで紹介する方法は、哺乳類NMJsの安定と維持におけるシグナル伝達サブタイプ固有のmAChRの以前に認識されていない役割の調査を可能にします。また、このメソッドは、神経栄養因子および薬理学的作用物質の効果をテストするために有用であろう。例えば、私たちの研究室では、毛様体神経栄養因子（CNTF）は、成体マウスのほぼすべてのLAL神経末端から発芽誘発されることがわかった<a>1</a> 。この結果は、カリフォルニア州で発芽中程度の報告CNTF処理後肢の筋肉、の以前の研究とは対照的。臀筋と外側腓腹筋接合3の9％の13から33パーセント。我々は、不一致が後肢の筋肉よりもLALのCNTFに神経末端のより均一と長期暴露によるものと考えています。確かに、我々は外側腓腹筋と広範なほぼすべてのLAL NMJsから発芽を誘発同じプロトコルを使用して、前脛骨筋にCNTF適用されたとき、我々は弱い優先的に注射部位の近くに位置していたNMJsのわずかな数から発芽を観察した。どう ​​やら、CNTFに後肢のNMJsの曝露は、また以前の研究で述べたように、限られており、不均一されていた<a href="">2</a> 。一方、CNTFは皮下結...

<table border="1"><tbody><tr><th>試薬の名前</th><th>会社</th><th>カタログ番号</th><th>コメント</th></tr><tr><td>ケタミン</td><td>ホスピーラ</td><td> NDC0409 - 2051〜05 </td><td>用量：120mg/kg </td></tr><tr><td>キシラジン</td><td>ロイド研究所</td><td> LA33806 </td><td>用量：8mg/kg </td></tr><tr><td>アトロピン</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> A0132 </td><td> （&gt; 98％純度）、投与量：0.2mg/kg - 20mg/kg </td></tr><tr><td>アトロピン</td><td>フォイクトグローバルディストリビューション</td><td> AT105 </td><td>医薬品グレード</td></tr><tr><td> Methoctramine </td><td>シグマアルドリッチ</td><td> M105 </td><td>用量：100 - 400M </td></tr><tr><td> 4 - DAMP </td><td>シグマアルドリッチ</td><td> D142 </td><td>投与量：2.5mg/kg </td></tr><tr><td> AFDX - 116 </td><td>バイオサイエンスTocris </td><td> 1105 </td><td> 250M </td></tr><tr><td> AFDX - 384 </td><td>バイオサイエンスTocris </td><td> 1345 </td><td> 50M - 500M </td></tr><tr><td> MT 7 </td><td>国際ペプチド</td><td> PMT - 4340 - S </td><td> 0.1M - 1M </td></tr><tr><td> 1Xリン酸緩衝生理食塩水、pH7.4のバッファ付き</td><td>インビトロジェン</td><td> 10010049 </td><td></td></tr><tr><td>パラホルムアルデヒド</td><td>フィッシャー</td><td> T353 - 500 </td><td> 10g/100mL脱イオン蒸留水に溶解することによって最初の10％溶液を作る; 7.4にpHを調整し、1X PBSで4％を作る</td></tr><tr><td> pentobarbitolナトリウム</td><td> Virbacアニマルヘルス</td><td> NDC - 051311 - 050 - 01 </td><td>用量：390mg/kg </td></tr><tr><td> Sylgard </td><td>ダウコーニング</td><td>パート＃184 </td><td>キットに付属の指示に​​従って、ニーズに応じて複数のサイズの培養皿を（30ミリメートル、60ミリメートル、100ミリメートル）を使用することができます</td></tr><tr><td> 0.1Mグリシン</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> G - 7126 </td><td> 2％BSA / PBSの0.185グラムに25mLを追加します。 </td></tr><tr><td> 2％ウシ血清アルブミン（2％BSA） </td><td>シグマアルドリッチ</td><td> A3059 - 100G </td><td> 1X PBS 100mLの中に2グラムBSAを溶解する</td></tr><tr><td> 2％0.2％トリトンX100 BSA / PBS（ブロッキングバッファー） </td><td>シグマアルドリッチ</td><td> T9284 - 100mLの</td><td> 0.2ml/100mL 2％BSA / PBSを溶かす</td></tr><tr><td> α-ブンガロトキシン</td><td>インビトロジェン</td><td> T1175 </td><td> 1:200の濃度で使用</td></tr><tr><td> SMI - 312 </td><td>シュテルンベルガーのモノクローナル抗体</td><td> SMI312 </td><td> 1:1000の濃度で使用</td></tr><tr><td> SV2 </td><td>発達研究ハイブリドーマバンク</td><td> SV2 -上清</td><td> 1:10の濃度で使用</td></tr><tr><td> S100 </td><td>ダコ</td><td> Z0311 </td><td> 1:400の濃度で使用</td></tr><tr><td> FITC -ヤギ抗マウスIgG1 </td><td>ロッシュ</td><td> 03117731001 </td><td> 1:200の濃度で使用しますが、バックグラウンドが高い場合には、1:400を試してみてください</td></tr><tr><td>アレクサ - フルーア647結合ヤギ抗ウサギ</td><td>インビトロジェン</td><td> A21244 </td><td> 1:200の濃度で使用</td></tr><tr><td> Vectashield蛍光マウンティングメディア</td><td>ベクターラボラトリーズ</td><td> H - 1000 </td><td>これはハードセットのメディアではない、あなたは明確なマニキュアでカバーガラスを固定する必要があります。 </td></tr><tr><td>小さな春のはさみ</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 15002〜08 </td><td></td></tr><tr><td>解剖の鉗子</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 11295〜51 </td><td></td></tr></tbody></table>

皮下ムスカリン拮抗薬の管理およびマウスにおける挙筋オーリスの筋筋のトリプル免疫染色

Subcutaneous Administration of Muscarinic Antagonists and Triple-Immunostaining of the Levator Auris Longus Muscle in Mice

このような腓腹筋と前脛骨筋などのげっ歯類の後肢の筋肉が、、頻繁に哺乳類NMJsの形成と維持に不可欠なシグナルの in vivo薬理試験で使用されます。しかし、皮下または筋肉内投与後にこれらの筋肉への薬物の浸透は、しばしば不完全または不均一であり、多くのNMJsは影響を受けませんができます。このようなミニポンプなどの機器との全身投与は、時空間の効果を向上させることができるが、このアプローチの侵襲的な性質は、交絡炎症応答および/または直接筋肉の損傷を引き起こす可能性があります。それは時間のかかるシリアルセクショニングと豊富な免疫染色​​を必要とするためまた、後肢の筋肉におけるNMJsの完全な分析は困難です。 マウスLALは首の背部に表面的にある筋肉の薄い、平らなシートです。それは、関数が耳介を移動することが速筋筋肉です。それは頭蓋骨の正中線に由来し、それぞれの耳介の軟骨部に横方向に拡張する吻側および尾側部分が含まれています。筋肉は、それが終了する茎乳突孔を次のように尾側に投影する顔面神経の枝によって供給される。我々と他の人がNMJsと筋肉での薬物の in vivo効果で短期と長期の両方の調査のための利点を提供する便利な準備であることがLAL発見した。最初に、その表面的な場所は軽い麻酔下での薬剤の複数のローカルアプリケーションを容易にします。第二に、その薄さ（筋線維の2-3層）は、筋肉内のほぼすべてのNMJsの可視化と分析を可能にします。第三に、その神経支配のパターンと一緒に無傷の神経でそれを解剖しやすさは、 試験管 9,5 の補足的な電気生理学的解析を可能にします。おそらく最後の、そして最も重要な、小さなappliedボリューム（〜50μlのは）簡単に、全体の筋肉の表面を覆って薬剤へのすべてのNMJsの制服と長期の暴露を提供し、体系的なアプローチ1,8が不要になります。

我々は、挙筋オーリス筋（LAL）若い成体マウスの筋肉にムスカリン性シグナル伝達の阻害剤の反復投与のためとwholemountsにおける神経筋接合部のその後の免疫染色（NMJs）するための手順を説明します。 LAL筋肉は明らかにするためのユニークな利点があります<em&gt; in vivoで</emNMJs上&gt;薬理作用。

腓腹筋や前脛骨筋などのげっ歯類の後肢筋肉は、シグナルのin vivo薬理学的研究に頻繁に用いられており、...

この手順の全体的な目的は、成マウスの LAL 筋にムスカリン受容体拮抗薬を投与し、ムスカリンアセチルコリン受容体の阻害に伴う nj の形態学的変化を調べることです。まず、ムスカリン受容体拮抗薬を、目的の頻度と期間で皮下投与します。安楽死させた後、処理済みの LAL 筋を慎重に摘出し、結合組織を除去して清浄にします。その後、標準的な免疫組織化学的手法を用いて、運動神経シュワン細胞とニコチン性アセチルコリン受容体を可視化するために、筋肉組織を三重免疫染色します。最後に、共焦点顕微鏡を用いて、ムスカリン性アンタゴニストで処理した筋肉におけるNMJの形態学的変化を調べます。最終的に、ムスカリン性アセチルコリン受容体の阻害によって、三者構成のNMJの形態学的組織化が著しく乱されるという結果を得ることができます。この手法の既存の方法（胃状貧血筋や前脛骨筋などのげっ歯類後肢の骨格筋への薬物投与など）に対する主な利点は、LAL筋がよりアクセスしやすく、比較的薄いことです。これにより、薬物の局所的な繰り返し投与が可能となり、筋内のほぼすべてのnjをベンチトップ上で可視化することができます。エタノールで清掃したベンチトップ上で、適切な用量のムスカリン性アセチルコリン受容体拮抗薬を、1.5 milliliterの反応チューブ内で滅菌生理食塩水に溶解させます。マウス1匹につき別々のシリンジを使用し、1 ccのインスリン用シリンジで溶液を50 µL吸引します。また、対照群の各マウス用に生理食塩水のみを入れたシリンジを用意し、注射の直前まですべて氷上で保持します。次に、ケタミン・キシラジン混合液でマウスを麻酔します。適切な鎮静後、足指つまみ法を用いて麻酔状態を確認し、頭部の吻側領域から首の後頭側領域までを覆う被毛を剃り、残った被毛を70%ethanolで拭き取ります。マウスを実体顕微鏡下に置き、シリンジの針をLAL筋に平行に挿入し、先端が後頭側を覆うようにします。シリンジの針を軽く上に引き上げ、針が上層の結合組織に挿入されており、LAL筋肉自体を直接損傷していないことを確認します。右のLAL筋肉の上に、約1分かけてシリンジを引き抜きながら、非常にゆっくりと溶液を注入し始めます。正しく注入されていれば、上層の皮膚にドーム状の盛り上がりが形成され、それが少なくとも1時間は維持されます。筋肉の摘出まで、1日から7日前まで12時間ごとにこの手順を繰り返します。その後、マウスを安楽死させ、解剖皿の上に背側を上にして固定します。小さなスプリングシザーを用い、皮膚のみに最初の切開を加え、左耳付近の近位領域から左肩甲骨周囲の領域まで、左 LAL に沿って切断します。この領域の皮膚を慎重に取り除きますが、右 LAL 筋の付着点の一つであるため、右耳に近づきすぎないように注意してください。小型スプリングシザーを用いて、左右のLAL筋が接する頭部表面の中央に位置する脂肪組織の帯を確認します。左LAL筋の近位端から、脂肪組織の右側1cmおよび左耳方向に向かって、肩に達するまで切開します。切開後、小型ピンセットで右LAL筋を剥離し、筋肉の腹側を露出させます。ピンセットで右側のLAL（側方耳介筋）を慎重に引き上げながら、結合組織と筋膜をトリミングします。耳の付け根にある右LALの尾側端の周囲を切開し、右耳の吻側端に向かって進みます。このとき、右LALを反転させたまま保持してください。LAL自体を損傷させるリスクを避けるため、この段階では組織を多めに含める方が望ましい。筋肉が乾燥し始めた場合は、筋肉の上に1 XPBSをピペッティングする。解剖した右LALを、1 XPBSを含む30 millimeterのカルチャーシガーディッシュに背面を上にすること。小鉗子とスプリングシザーを用いて、筋肉の四隅を小さな昆虫ピンで固定する。右LAL筋肉の背面から結合組織を除去する。筋肉を裏返し、ピンで固定し直し、腹側を洗浄します。一晩の一次抗体反応後、3重免疫染色のために2〜3個の筋肉を同じ30 millimeterのディッシュに入れることができます。筋肉を1×PBSで10分間3回洗浄し、その後、ブロッキング溶液で希釈した二次抗体カクテルを加え、1時間反応させます。室温で、光退色を防ぐため遮光した状態で1時間インキュベートした後、筋肉を1×PBSで10分間ずつ3回洗浄します。最後の洗浄後、実体顕微鏡下で筋肉を新鮮な1×PBSに浸したまま、残っている結合組織を取り除き、LALの側縁を切断します。筋肉組織のスライドへの固定は、背面を上に向けた状態で行います。次に、封入剤を2、3滴滴下します。カバーガラスを被せ、透明のネイルポリッシュを使用して固定します。スライドを遮光し、分析の準備が整うまで-20°Cで保存します。マウスNMJの三重免疫染色の高倍率共焦点画像により、その三部構成が示されています。NFS V twoで染色された単一の軸索から伸びる微細な終末枝は、S 100染色で示される終末シュワン細胞の細胞体とその突起によって、シナプス後側で密に覆われています。筋線維において、ニコチン性アセチルコリン受容体のクラスターは、神経終末の分枝および終末シュワン細胞に正確に対向して配置されています。溶媒投与マウスのLAL筋では、njsが観察され、その三者構成は維持されており、三重免疫染色で示されるように、神経終末に典型的な高度に分化した樹状構造を有しています。対照的に、4-dampを毎日投与すると、この三者構成の構造的および機能的な完全性は著しく損なわれます。サブタイプ特異的なムスカリン性アセチルコリン受容体阻害剤。ここでは、4-DAMPが筋肉表面の多数の神経筋接合部（nj）から神経終末を選択的に消失させます。加えて、突起の伸展を伴わない鮮明なS100染色によって示されるように、終末シュワン細胞は異常に静止状態にあります。このビデオを視聴することで、LAL筋肉にムスカリン受容体拮抗薬を投与する方法と、これらの受容体の阻害に応答したNJの形態変化を調べるための筋肉の三重免疫染色の方法について、十分に理解できるはずです。

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

神経科学

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皮下ムスカリン拮抗薬の管理およびマウスにおける挙筋オーリスの筋筋のトリプル免疫染色

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