Name: ゼブラフィッシュ胚性神経上皮の透水性に関するアッセイ (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 37 s
Description: 学ぶゼブラフィッシュ胚性神経上皮の透水性定量化法。脳室への70キロダルトンフィッツィデキストラン注入と蛍光イメージングにより、神経管腔での分子保持を測定し、発生生物学と神経発達障害研究に貢献します。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

この作品は、国立精神衛生研究所、国立科学財団によってサポートされていました。専門家の魚の飼育のために多くの有益な議論や建設的な批判のためのSive研究室のメンバーに、オリヴィエPaugois氏に感謝します。

1。マイクロインジェクションのための準備<ol><li>サッター楽器ニードルプラーを使用してキャピラリーチューブを引いて、マイクロインジェクション針を準備します。 </li><li>蛍光色素（FITC-デキストラン）とマイクロインジェクションニードルをロードします。 </li><li>マイクロマニピュレータおよびマイクロインジェクション装​​置に針を取り付けます。 </li><li>慎重に幅約2μmに鉗子を用いてマイクロインジェクションニードルを破るが、これはあなたの微量注入器のセットアップに応じて異なります。私たちのマイクロインジェクション針の場合、これは曲がらない先端から針の第1の領域に対応しています。 </li><li>各注射は1 nlを提供できるように、噴射時間と圧力を調整、油の中にドロップサイズを測定します。ハーバード装置マイクロインジェクターの設定例は次のとおりです。Pバランス= 1.4 psiでは、P = 1.4 psiのうち、Pは0.4から0.7秒の噴射時間と= 22.9 PSIは、Pクリア= 67.8 psiを注入します。これらの設定を使用して私たちの針の直径はおよそ2μmである。ただし、設定はマイクロインジェクター具体的に、と変化します針径にccording。 </li></ol> 2。胚の準備<ol><li>各条件について、水に1％アガロースでコート2皿を、1から200μlのピペットチップでアガロースに穴を突く、アガロースプラグを取り外します。胚メディアで料理を記入してください。 </li><li>鉗子、18 HPFまたは実体顕微鏡下で古いdechorionate胚を用いた。胚は、キンメルらによるステージングされます11。 </li><li>第一アガロースコーティングされた皿にdechorionated胚を転送します。 </li><li>胚は（ウェスター12に従って製）移動を停止するまでの胚を麻酔し、皿にtricaine（0.1 mg / ml）を加える。 </li></ol> 3。脳室を注入<ol><li>オリエント胚従ってあなたは穴に胚の尾部を置くことによって、彼らの背側を見ている。あなたのマニピュレーターが右側にある場合は、前脳が右に左と後脳になるように、胚を移動します。 </li><li>無線で位置針後脳の脳室のdestポイント。 </li><li>卵黄（ 図1A）に脳の深さを通過しないようにしてある後脳室の慎重ピアス屋根板。 </li><li>色素が脳室の全長をいっぱいに確実に心室に蛍光色素1-2のNLを注入します。 </li><li>胚メディアに充填された第2のアガロースコーティングされた皿に胚を移し、再度麻酔として2.4で説明。 </li><li>セクション4で説明されるように直ちにゼロ時間の画像を得るために、イメージングを起動します。 </li></ol> 4。イメージング<ol><li> 3.1で説明したように穴の中の彼らの尾を持つオリエント胚。 </li><li>明視野像背を取るために、送信されたと蛍光の両方に光を解剖顕微鏡を使用しています。異なる胚のイメージングの間で倍率を一定に保つ。これは、イメージJを（5.2から6）を用いて実施し分析を直接比較することができます。 </li><li>胚、顕微鏡やシャーレを移動することなく、かかる対応する蛍光画像。 </li><li>希望する時点で各胚について、この手順を繰り返します。 </li></ol> 5。染料運動の定量化<ol><li>以前GutzmanとSive 10で説明したように、Photoshopで明視野と蛍光画像をマージします。 </li><li>距離をチェックの利用可能なイメージJソフトウェアの染料前面に移動測定<a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/を</a> 。 </li><li>画像Jのマージされたファイルを開くと神経上皮（ 図1A）10から20°の角度で前方を染めるために前脳ヒンジ点から線を描画するためにラインツールを使用します。それは、野生型の神経上皮から漏れ出す色素の最初の、そして最も顕著な部位であるため、この地域が選択されまし​​た。 </li><li>ラインの長さを計算するために測定ツールを選択します。 </li><li>各時点について、この手順を繰り返します。 </li><li>染料前面が他の時点からt = 0での距離を減算することによって時間をかけて移動した正味の距離を計算します。 </li><li>上のプロットグラフ。 </li></ol> 6。代表的な結果野生型の胚を用いた神経上皮透過性アッセイで得られた結果の一例を図1B-Dに示されている。正確に透過性を区別するためには、野生型またはコントロール胚（ 図2）でわずかに漏れているサイズを識別異なる分子weightstoと染料をテストするのに便利です。これは、遺伝的変異または環境条件の識別を可能にし、そのいずれかの増加または減少は、透磁率（ 図1D、緑と赤の線）であった。 24 HPFゼブラフィッシュの神経上皮のために、2時間かけてゆっくりと70 kDaのFITCデキストランリークを、2000 kDaではないし、ほとんどすぐに10kDaの漏れる一方。したがって70 kDaの増加と両方神経上皮透過性を減少させるという条件を識別するための理想的な分子量である。 針は、心室腔、蛍光ワットを逃した場合病気にt = 0で（たとえばGutzmanとSive、2009 10を参照）で、脳の外側に表示される。注入された色素は最初に脳内に含まれていなかったとneuropeitheliumの染料と透磁率の移動に関する明確な結論が出せないので、これらの胚は破棄されるべきである。 胚は小さな心室または非膨張脳室を持っている場合、最終的には生理食塩水で、心室の注入前は、蛍光色素の注入前に行うことができます。これは、蛍光色素で注入した場合、心室の後続の可視化が容易に心室を膨らませます。適切なコントロールは、生理食塩水の注入が正常な神経管の発達を混乱させるかどうかを判断するために実行する必要があります。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/4242/4242fig1.jpg" /> 図1。分子量の異なる染料の時間経過。（）実験図。最初の、蛍光色素が心室に注入される。 X注射用の針の位置=。次に背のイメージは時間をかけて取得されます。最後に、前脳ヒンジ点から染料フロントで移動距離が（赤線で表される）が測定されます。 （BC）22 HPF（t = 0分、B）と24 HPF（トン= 120分、C）で明視野と蛍光背画像を合併。白い線が前脳脳室から染料フロントの距離を示している。 （D）は架空のサンプル透過データ。青=野生型またはコントロール、コントロールと比較して増加透磁率の減少制御する相対浸透率、緑=サンプルで赤=サンプル。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/4242/4242fig2.jpg" /> 図2。異なる分子量の染料に神経上皮透過性の測定。= 0分、FITC-dを使って注射後（AE）は背マージ明とトンで22 HPF野生型胚の蛍光画像10 kDaの（）、40 kDaの（B）は、70 kDaの（C）は、500kDaの（D）および2000 kDaの（E）は、次の分子量のエキストラン。トン= 24 HPFで120分でのように、（A&#39;-E &#39;）は同じ胚（AE）。左前方に。 F =前脳、中脳、M =、H =後脳。アスタリスク=耳。

<ol><li>Harrington, M. J., Hong, E., Brewster, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+neurulation%3A+first+impressions+do+not+count%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Reprod.+Dev%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of neurulation: first impressions do not count.</a> Mol. Reprod. Dev. 76, 954-965 (2009).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+of+vertebrate+neurulation+and+a+re-evaluation+of+teleost+neural+tube+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Mech.+Dev%22%5BJournal%5D)">Strategies of vertebrate neurulation and a re-evaluation of teleost neural tube formation.</a> Mech. Dev. 121, 1189-1197 (2004).</li>
<li>Salehi, Z., Mashayekhi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+cerebrospinal+fluid+on+neural+cell+survival+in+the+developing+chick+cerebral+cortex%3A+an+in+vivo+study%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurol%22%5BJournal%5D)">The role of cerebrospinal fluid on neural cell survival in the developing chick cerebral cortex: an in vivo study.</a> Eur. J. Neurol. 13, 760-764 (2006).</li>
<li>Martin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+embryonic+brain+development+in+rats+requires+the+trophic+influence+of+cerebrospinal+fluid%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Dev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Early embryonic brain development in rats requires the trophic influence of cerebrospinal fluid.</a> Int. J. Dev. Neurosci. 27, 733-740 (2009).</li>
<li>Lehtinen, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cerebrospinal+fluid+provides+a+proliferative+niche+for+neural+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The cerebrospinal fluid provides a proliferative niche for neural progenitor cells.</a> Neuron. 69, 893-905 (2011).</li>
<li>Gato, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+cerebrospinal+fluid+regulates+neuroepithelial+survival%2C+proliferation%2C+and+neurogenesis+in+chick+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Anat.+Rec.+A.+Discov.+Mol.+Cell+Evol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Embryonic cerebrospinal fluid regulates neuroepithelial survival, proliferation, and neurogenesis in chick embryos.</a> Anat. Rec. A. Discov. Mol. Cell Evol. Biol. 284, 475-484 (2005).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Totally+tubular%3A+the+mystery+behind+function+and+origin+of+the+brain+ventricular+system%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Totally tubular: the mystery behind function and origin of the brain ventricular system.</a> Bioessays. 31, 446-458 (2009).</li>
<li>Lowery, L. A., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+formation+of+zebrafish+brain+ventricles+occurs+independently+of+circulation+and+requires+the+nagie+oko+and+snakehead%2Fatp1a1a.1+gene+products%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Initial formation of zebrafish brain ventricles occurs independently of circulation and requires the nagie oko and snakehead/atp1a1a.1 gene products.</a> Development. 132, 2057-2067 (2005).</li>
<li>Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+a+neuroepithelial+barrier+by+Claudin5a+is+essential+for+zebrafish+brain+ventricular+lumen+expansion%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Establishment of a neuroepithelial barrier by Claudin5a is essential for zebrafish brain ventricular lumen expansion.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 1425-1430 (2010).</li>
<li>Gutzman, J. H., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+brain+ventricle+injection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Zebrafish brain ventricle injection.</a> J. Vis. Exp. , (2009).</li>
<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li>
<li>Westerfield, M., Sprague, J., Doerry, E., Douglas, S., Grp, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Zebrafish+Information+Network+%28ZFIN%29%3A+a+resource+for+genetic%2C+genomic+and+developmental+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">The Zebrafish Information Network (ZFIN): a resource for genetic, genomic and developmental research.</a> Nucleic Acids Research. 29, 87-90 (2001).</li>
</ol>

特別な利害関係は宣言されません。

私たちは、与えられた分子量が注入された色素に決定されるように生きている胚ゼブラフィッシュの脳の透過性を定量化する能力を示す。ゼブラフィッシュ胚性神経上皮は分子量の異なる染料の差動透過性であるという我々の観察は、色素が傍細胞透過性を介して移動していることを示唆している。しかし、我々は、観測された透過性に経貢献の可能性を排除することはできません。この手法は、チューブの内側と外側の両方を見ることができると内腔が注入できるものであれば、他の管状構造に適用することができる。しかし、他の臓器にも理想的な分子量の識別は、これは組織や発達段階との間で異なる可能性がありますように決定する必要があります。 このアッセイは、ルーメンインフレと内腔の大きさを調節する時に上皮透過性の役割にさらなる調査を可能にします。さらに、この技術は彼意志lpはこのような水頭症と多発性嚢胞腎疾患などの疾患に関連付けられている上皮透過性の変化を特徴づける。

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬の名称 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td></tr><tr><td>デキストラン、フルオレセイン、アニオン、リジン修正可能</td><td>インビトロジェン</td><td> D7136、D7137、D1822、D1820、D1845 </td></tr><tr><td> Tricaine粉</td><td>シグマ</td><td> A5040 </td></tr><tr><td>毛細管</td><td> FHC社</td><td> 30-30-1 </td></tr></tbody></table>

ゼブラフィッシュ胚性神経上皮の透水性に関するアッセイ

An Assay for Permeability of the Zebrafish Embryonic Neuroepithelium

脳室系は、脊椎動物間で保存されていると脳の発達の初期段階で形成し、その動物の生涯にわたって維持されている脳室と呼ばれる相互接続された空洞のシリーズで構成されています。脳室系は、脊椎動物で発見され、心室は中央の管腔は脳脊髄液（CSF）の1,2を満たすと、神経管形成後に開発されています。 CSFは、正常な脳の発達と機能3-6必須であるタンパク質に富む流体である。 神経管が閉じられた後、ゼブラフィッシュでは、脳室のインフレ率は、約18時間後に受精（HPF）で始まる。複数のプロセスを透磁率とCSF産生を調節する神経上皮、タイトジャンクショ​​ン形成の形成を含む脳室形成、関連付けられています。我々は、Na、K-ATPaseのこれらのすべてのプロセスに影響を与える、脳室のインフレのために必要であることを示したクロー5aはタイトジャンクションの形成9のために必要である間ES 7,8、。さらに、当社は、ミオシンの阻害を介して、胚性神経上皮のその &quot;緩和&quot;を示した脳室のインフレ率に関連付けられています。 ゼブラフィッシュの脳室の膨張時に透過性の調節を調べるために、我々は、心室色素保持アッセイを開発した。この方法では、蛍光脳脊髄液を標識するために、生きているゼブラフィッシュ胚、以前に我々の研究室で開発された10の技術で脳室注入を使用しています。胚は、その後、脳室と神経上皮を通して蛍光染料が移動すると時間をかけて結像される。染料前面が離れて時間をかけて神経上皮の基底（非管腔）側から移動する距離を定量化して、神経上皮透過性（ 図1）の尺度である。我々は染料70 kDaと小さいが、神経上皮を通って移動することを観察し、detecteすることができます24 HPF（ 図2）で、ゼブラフィッシュ胚の脳の外側D。 この色素保持アッセイを開発中に、異なる時間に、異なる遺伝的背景の様々な神経上皮透過性を分析するために使用され、環境変動の後にすることができます。また、CSFの病的集積を検討する上で役に立つかもしれません。全体的に、この手法は、研究者が開発と疾患の間に透磁率の役割と規制を分析することができます。

我々は、ゼブラフィッシュ胚の脳の透磁率のためのライブ全体の動物定量的な測定について説明します。技術は神経管管腔内に異なる分子量の脳脊髄液や分子を保持する能力を分析し、心室の彼らの動きを定量化します。この方法では、開発や病気時の上皮透過性と成熟の違いを判別するのに役立ちます。

脳室系は脊椎動物の間で保存されており、脳室と呼ばれる一連の相互に連結した空洞で構成され、これらが...を形成しています。

この手順の全体的な目的は、ゼブラフィッシュ胚の神経上皮の透過性を定量化することです。まず、70 kilodaltonのfitzy dextranを脳室に注入し、次に、明視野および蛍光画像のタイムコースを取得することでこれを達成します。次に、各タイムポイントにおける前脳ヒンジポイントからの蛍光色素の距離を測定します。最後に、時間経過に伴う移動距離を算出します。最終的に、異なる遺伝的背景や環境条件を比較することにより、神経上皮の透過性の変化を示す結果を得ることができます。本手順の目的は、ゼブラフィッシュ胚の神経上皮における透過性を定量化することです。注入の準備として、あらかじめ調製した注入用針に蛍光色素を充填し、マニピュレーターおよびマイクロインジェクション装置に針を装着します。ピンセットを用いて、マイクロインジェクション針の先端を幅約2 µmになるまで慎重に破断させます。オイル中での液滴サイズを測定し、1回の注入量が1 nanoliterになるように注入時間と圧力を調整します。胚を準備するために、各条件につき2枚のディッシュを1% agros水溶液でコーティングし、200 microliterピペットチップを用いてagrosに穴を開け、プラグを取り除きます。実体顕微鏡下で、ディッシュに胚培養液を満たします。ピンセットを用いて、受精後18時間以降の胚を回収します。次に、胚を麻酔するためにアガロースコート皿のいずれかに移します。皿にTricaを加え、胚が動かなくなるまで待ちます。胚の尾を穴に入れることで、胚の背面が見えるように向きを調整します。マイクロマニピュレーターが右側にある場合は、前脳が左側、後脳が右側にくるように胚を移動させます。後脳室の最も幅の広い位置に針を配置します。次に、脳の深部を通り越して卵黄に達しないよう注意しながら、後脳室の蓋板を慎重に穿刺します。次に、1～2 nLの蛍光染料を脳室に注入し、染料が脳の全長を満たすようにします。その後、胚を胚培地で満たした2枚目のアガロース皿に移し、再度麻酔をかけます。直ちにイメージングへと移り、タイムコース画像を取得します。胚を撮影するためのゼロ画像を撮影します。以前と同様に、透過光と蛍光光の両方を備えた解剖顕微鏡下で、胚の尾部が穴に入るように配置します。明視野で背面画像を撮影してください。胚顕微鏡やディッシュを移動させずに直接比較できるよう、胚間での倍率を一定に維持します。対応する蛍光画像を取得し、各胚および任意の各タイムポイントについてこれを繰り返します。色素の移動を定量化するには、Photoshopを使用して明視野画像と蛍光画像を合成します。次に、色素フロントの移動距離を測定します。Image Jでマージ済みのファイルを開き、ラインツールを使用して、前脳のヒンジポイントから、神経上皮に対して10〜20度の角度で色素フロントまで線を引きます。測定ツールを選択して、その線の長さを算出します。最後に、他のタイムポイントにおける距離から0分時の距離を差し引くことで、時間経過に伴う色素フロントの純移動距離を算出します。図に示されたグラフに移動距離をプロットします。以下は野生型胚を用いた神経上皮透過性の結果の例です。ここに示したマージ後の明視野画像は、それぞれ受精後22時間および24時間に撮影されたものです。白線は、前脳脳室からD前線までの距離を示しています。グラフは、青色で示された対照胚と比較して、緑色で示された透過性の増加、または赤色で示された透過性の減少を判定できることを示す、仮説的なサンプル透過性データです。透過性を正確に区別するには、野生型または対照胚においてわずかに漏出するサイズを特定するために、異なる分子量を持つ染料をテストすることが有用です。これにより、24時間における透過性を増加または減少させる遺伝的変異体や環境条件の特定が可能になります。受精後の野生型ゼブラフィッシュ神経上皮において、70 kilodaltonのFITC-dextranは2時間かけてゆっくりと漏出しますが、2000 kilodaltonは漏出せず、10 kilodaltonはほぼ即座に漏出します。したがって、神経上皮の透過性を亢進および抑制させる条件を特定するには、70 kilodaltonsが理想的な分子量となります。このビデオを視聴することで、ゼブラフィッシュ胚における神経上皮透過性の定量方法について十分に理解できるはずです。

an-assay-for-permeability-of-the-zebrafish-embryonic-neuroepithelium

Research

JoVE Journal

Neuroscience

神経科学

このビデオでは、我々は共焦点顕微鏡による単一細胞の解像度でのライブゼブラフィッシュの胚で開発脊椎動物の脳を分析するためにする方法を示しています。これは、我々は、単一セルのゼブラフィッシュの胚を注入し、その後、脳の発達をマウントし、イメージする方法が含まれています。...

共焦点顕微鏡によるゼブラフィッシュ胚の脳のイメージングを生きる

この記事では、幼虫の運動を監視することにより、有毒化合物に対するゼブラフィッシュの行動反応について説明します。この議定書では、ゼブラフィッシュの幼生の環境汚染物質に対する反応の例をさらに見ています。...

幼虫ロコモーションアッセイ:ゼブラフィッシュ幼生における化合物の神経行動毒性を研究するためのハイスループット法

このビデオは、ゼブラフィッシュの胚の運動ニューロンの電気生理学を研究するための非侵襲的アッセイを示しています。脊髄運動ニューロンの自発的な脱分極の結果として胚のテールコイリングを測定すると、コイリング周波数を減らすためにナトリウムチャネル遮断薬が適用されます。次に、胚をアガロースに固定化し、蛍光顕微鏡下に置く。遺伝子操作された運動ニューロンは、ドナーとアクセプター蛍光色素を持つ電位感知バイオセンサーを発現します。アクセプターフルオロフォア放出の減少は、ナトリウムチャネル遮断薬による運動ニューロンの自発的な脱分極の減少を示しています。...

ゼブラフィッシュ胚における運動ニューロンの電気生理学を研究するための非侵襲的アプローチ

神経学的および非神経疾患の多くのゼブラフィッシュモデルは成魚ではなく、胚/幼虫で研究されているため、我々は大人のゼブラフィッシュの疾患モデルに適用することができ、定量的側線再生アッセイを開発しました。アッセイは、1）感丘および2）個々の有毛細胞レベルでの解像度を含んだ。...

アダルトゼブラフィッシュ側線再生のためのアッセイ

&gt;jove_content&lt;ここで説明するプロトコルは、ゼブラフィッシュの胚をin...

生きたゼブラフィッシュ胚における運動ニューロン膜電位のバイオセンシング

ここでは、胚の動きを可視化する携帯電話の電気電圧記者ゼブラフィッシュ...

ゼブラフィッシュ初期胚および腫瘍の細胞の電気的活動の可視化

ここで提示されるプラスミドDNA送達およびアジェンジモグリア細胞標識のエレクトロポレーション方法は、成人ゼブラフィッシュテレンセファロンにおける。このプロトコルは、個々のエペンディモグリア細胞を視覚化し、トレースするための迅速かつ効率的な方法であり、遺伝子操作の広い範囲にエレクトロポレーションを適用するための新しい可能性を開きます。...

成体ゼブラフィッシュテレンスファロンにおけるプラスミドDNAの生体内送達に関するエレクトロポレーション法

血液脳関門の完全性は、神経系の機能のために重要です。ショウジョウバエメラノガスターでは、血液脳関門は後期胚形成時にグリア細胞によって形成される。このプロトコルは、D.メラノガスター胚および第3の恒星幼虫における血液脳関門形成および維持に関するアッセイ方法について説明する。...

ショウジョウバエメラノガスターにおける血液脳関門完全性に関するアッセイ

レーザーアブレーションは、生物系の再生を研究するための広く応用できる技術です。提示されたプロトコルは、ゼブラフィッシュ横線で神経間細胞を再生するレーザーアブレーションとその後のタイムラプスイメージングのための標準的なレーザー走査共焦点顕微鏡の使用を記述する。...

ゼブラフィッシュインターニューロマスト細胞における共焦点顕微鏡ベースレーザーアブレーションと再生アッセイ

本稿では、ゼブラフィッシュ胚の振動驚愕応答に基づく化合物毒性評価のためのスクリーニングシステムのワークフローとデータ解析について述べる。振動刺激を受けたゼブラフィッシュの胚の動きを記録し、一般毒性・致死性および神経筋毒性を総合的に評価することができます。...

ゼブラフィッシュ振動驚愕応答スクリーニングシステムを用いた化学物質の毒性評価

このプロトコルは、エヴァンの青色色素ベースの評価を使用して、成体ゼブラフィッシュ(ダニオレリオ)モデルの血液脳関門(BBB)の完全性を評価する信頼性の高い方法を提示し、神経血管破壊の定性的分析と定量的分析の両方を可能にします。...

ゲートキーパーの視覚化:成体ゼブラフィッシュにおける血液脳関門透過性のEvanの青色色素ベースの評価

学ぶゼブラフィッシュ胚性神経上皮の透水性定量化法。脳室への70キロダルトンフィッツィデキストラン注入と蛍光イメージングにより、神経管腔での分子保持を測定し、発生生物学と神経発達障害研究に貢献します。

ゼブラフィッシュ胚性神経上皮の透水性に関するアッセイ

さらに動画を探す