2012年12月26日
我々は、フローサイトメトリーのネガティブ選択による一次マウスII型肺胞上皮細胞(AECII)の迅速な単離を記述している。これらAECIIは高い生存率と純度を示し、そのような自己免疫疾患や感染症などの呼吸器疾患におけるそれらの役割に関する機能と分子生物学的研究の広い範囲のために適しています。
本手順の目的は、その後の機能的および分子的な解析を行うために、純度が高く生存可能な一次ニューロン型2肺胞上皮細胞を単離することです。まず、犠牲にしたマウスの肺と気管に、ディスペイズ溶液、次いでアガロースを注入します。その後、ディスペイズによる肺の消化を待ち、肺を取り出します。
組織を手動で分散させます。得られた懸濁液を、孔径が段階的に小さくなる一連のメッシュでろ過します。その後、フローサイトメトリーによるネガティブセレクションを用いて、染色されたタイプII肺胞上皮細胞を単離します。
最終的に、単離された2型肺胞上皮細胞を用いて機能的および分子的なアッセイを行い、呼吸器感染症や自己免疫疾患におけるそれらの役割を研究することができます。本手法は、特に自己免疫介在性肺疾患やウイルス感染症の文脈において、肺の免疫反応に関する分野の重要な疑問を解決するのに役立ちます。臓器および細胞懸濁液の調製は習得が困難であるため、本手法を視覚的に提示することは極めて重要です。
このプロトコルの全体的な成功は、これらのステップにおけるいくつかの重要な詳細に依存します。実験に使用するマウスごとに、4 mLのDYSバッファーを含む15 mLチューブを37 °Cのウォーターバスで予熱します。水に溶解させた1% Low Melting Agaroseの小分け分を、液状になるまで95 °Cのヒーティングブロックで加熱してください。その後、45 °Cまで冷却し、次に使用するまでこの温度を維持します。
マウスの肺を調製するために、CO2窒息法で安楽死させたマウスをエタノールでスプレーします。体の腹側正中線に沿って長く切開します。
次に腹側の皮膚を引っ張り、腹膜を慎重に切除します。マウスを失血させた後、横隔膜を慎重に穿刺して除去し、肋骨を切除します。心臓と肺を露出させる際、冷たい液体を満たした10 milliliterシリンジと26 gaugeカニューレを使用し、肺を損傷させないよう細心の注意を払ってください。
PBSを用いて心臓の右心室を穿刺し、肺から血液がなくなるまでPBSで灌流します。唾液腺を切除して取り除き、気管を露出させます。また、気管周囲の筋肉を慎重に切除します。
次に、22ゲージの留置カニューレを気管に挿入します。針を抜き、プラスチックカテーテルを肺の方へ押し込みます。気管とカテーテルの周りに短い毛糸を縛り付けて、カテーテルを固定します。
必要に応じて、気管に挿入したカテーテルを用いてPBSまたは培地で肺を洗浄し、気管支肺胞洗浄液サンプルを調製します。洗浄液は、次以降の解析まで氷上で保存してください。本手順において最も困難な点は、消化および組織の崩壊です。
本プロトコルの成功を確実にするためには、組織消化後のすべての肺葉にDispaが完全に満たされていることを確認する必要があります。組織を崩壊させるため、2 mLシリンジを使用して、あらかじめ調製したDispaを最大2 mLまでカテーテル経由で肺に慎重に注入し、すべての肺葉を完全に拡張させます。次に、シリンジを液状化したAros 0.5 mLが入った1 mLシリンジに交換し、その内容物を肺に注入します。
エアロジェルの逆流を防ぐため、シリンジをカテーテルに装着したままにし、直ちに肺をラボ用ティッシュペーパーと氷で覆います。エアロジェルを数分間静置します。その後、ティッシュペーパー、氷、シリンジ、およびカテーテルを取り除きます。
次に、気管を切断し、胸部から肺、心臓、および胸腺を摘出します。準備した臓器をディッシュ内でPBSで洗浄します。その後、肺から心臓、胸腺、および残りの気管を切り離して廃棄します。
肺を、残りの2 mLのディスプレイを含むチューブに入れ、室温で45分間インキュベートします。染色の手順前に、食細胞のFC受容体を効率的にブロッキングするために、このインキュベーションを行います。肺をディスプレイから、1 µg/mLのanti CD 1632抗体と100 µLのDNAsを含む7 mLのDMEMを入れたディッシュに移し、2本のピンセットを用いて肺組織を引き裂き、完全に分散させます。
その後、必要に応じて200 RPMに設定したロッカースタッカーを用い、室温で10分間インキュベートします。その後、細胞懸濁液は次のステップまで4 °Cで保存可能です。細胞懸濁液を一連のナイロンメッシュに通してピペッティングします。
まず、50 milliliterチューブの上に設置した100 micronフィルターに懸濁液を注ぎます。サンプルをプールする場合は、同じグループのマウスから得られた細胞懸濁液を同じフィルターに通してください。フィルターが詰まった場合は、新しいものと交換してください。
この工程を70 µmのメッシュフィルターで繰り返します。細胞の損失を最小限に抑え、回収率を最大化するために、各メッシュおよびチューブとディッシュをDMEMで十分に洗浄してください。次に、ここで示すように、懸濁液を48 µmのメッシュフィルターに通し、プラスチック製またはガラス製のリングの上に広げます。
フロースルーをペトリ皿に回収します。次に、この工程を30 µmのメッシュを用いて繰り返します。液量に応じて、ろ過液を1本または数本の50 mLチューブに移し、4 °Cで160 ×gで15分間遠心分離します。
遠心分離後、上清を除去し、細胞ペレットを2 mLのエリスロサイト溶解バッファーで再懸濁します。次に、13 mLのDMEM培地を添加して、速やかに溶解反応を停止させます。溶液を15 mLチューブに移し、160 ×g、4 °Cで12分間遠心分離します。
CD11c、CD11b、F4/80、CD19、CD163、およびCD45に対する抗体を含む3 mLの一次抗体カクテルで細胞を再懸濁します。細胞を4 °Cまたは氷上で、暗所にて10分間インキュベートします。インキュベーション後、チューブにDMEMを満たして細胞を洗浄し、4 °C、160 ×gで12分間遠心分離します。
細胞を1 mLのDMEMで再懸濁し、50 µmのフィルターでろ過してセルソート用のチューブに回収します。細胞数を計測し、肺懸濁液中の総細胞数を算出します。EC2のセルソート直前に、100 µmのノズルを使用してください。
細胞懸濁液をボルテックスミキサーで攪拌します。流体圧、レーザー照射および検出波長は、フローサイトメトリーによる細胞分取に使用する装置および抗体染色に使用する蛍光色素によって異なります。まず、側方散乱光(SSC)強度対蛍光のプロットを作成し、染色に使用した蛍光色素に陰性で、側方散乱光強度の高いすべての細胞をゲートで囲みます。
次に、サイドスキャッター面積(SSC-A)対フォワードスキャッター面積(FSC-A)、フォワードスキャッター高さ(FSC-H)対フォワードスキャッター面積(FSC-A)、およびサイドスキャッター高さ(SSC-H)対サイドスキャッター面積(SSC-A)のプロットを作成し、ダブレットや細胞凝集塊を除外するためのゲートを設定し、DMEMを含むチューブに分取します。健康なマウスから単離した肺細胞懸濁液を分取する場合、通常、EC2ゲートは全イベントの約42±10%を占めます。分取した細胞を回収するために、280×g、4°Cで20分間遠心分離します。
後続の解析に合わせて、2型肺胞上皮細胞(AEC2)を培養液または緩衝液で再懸濁します。マウス初代2型肺胞上皮細胞は、本ビデオで説明したフローサイトメトリーによるネガティブセレクションで単離されており、ここでは分取した細胞の解析結果を示します。
単離された細胞の純度は約92±5%であった。分取したA EC2をサーファクタントプロテインCで染色し、左に位相差像を、右に免疫蛍光像を示す。ほぼ100%の細胞がサーファクタントプロテインC陽性であることが確認され、純粋な細胞集団の単離に成功したことが証明された。in vivoでのインフルエンザAウイルス感染の影響を評価するため、リン酸緩衝生理食塩水またはインフルエンザAウイルスPR8 A/34を1、2、または3日前に経鼻投与したC57BL/6マウスからA EC2を単離した。
これらのプロットは、非感染および感染後3日目のC 57 black six雄マウスから採取した肺細胞懸濁液を示しており、感染肺への免疫細胞の集積に伴い、ソーティングのために染色が行われています。非感染マウスと比較して、感染後3日目のマウスから調製した細胞懸濁液では、蛍光陰性かつサイドスキャッター(側方散乱光)強度が高い細胞の割合が大幅に減少しています。ソーティングされたInfluenza A virus nuclear protein発現細胞(A2)は、核タンパク質特異的抗体を用いた細胞内染色により解析されました。
ヒストグラムは、in vivoで感染させたマウスから単離した AEC2 が、インフルエンザAウイルス核タンパク質の細胞内染色後に特異的な蛍光信号を示すことを表しています。表は、インフルエンザAウイルス感染マウスから単離した AEC2 の核タンパク質染色の平均蛍光強度を示しており、細胞内核タンパク質染色によって生成される信号強度は、ウイルス感染期間に伴い増加します。これは、正常なマウスから単離した AEC2 の生存能を実証し、インフルエンザAウイルス感染に対する感受性を検証するためです。
ここでは、ex vivoで感染させた単離細胞におけるインフルエンザウイルス核タンパク質の発現解析結果を示します。感染から6時間後、EC2の相当な割合がウイルス核タンパク質を発現しています。これらのデータをここにまとめます。
ウイルス核タンパク質の細胞内染色の陽性率(EC2)は、ex vivo感染実験に使用したウイルスの投与量に依存します。これらの結果は、単離した一次ニューロン(EC2)が生存しており、ウイルスタンパク質の発現として評価されるウイルス感染および複製に対して感受性を持つことを示しています。この手順を行う際は、すべての組織消化および分散ステップを慎重に実施することが非常に重要です。
また、蛍光陰性分画およびサイドスキャター高値の細胞に対して、厳格にゲーティングを行うことが非常に重要です。この手順に従ってソートを行った後、分子生物学的研究や機能解析などの他の手法を用いることで、ウイルス感染や自己免疫性肺疾患における肺のII型肺胞上皮細胞の役割を排除することが可能です。
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この記事では、フローサイトメトリによる負選別を利用した、一次マウスII型肺胞上皮細胞(AECII)の迅速な単離方法について説明しています。単離されたAECIIは高い生存率と純度を示し、呼吸器疾患に関連する様々な機能的および分子的研究に適しています。
Isolation of primary murine type II alveolar epithelial cells (AECII) enables mechanistic de-risking in respiratory disease target validation by providing a disease-relevant system that reflects in vivo complexity. This approach supports predictive confidence in early discovery by yielding highly viable, pure AECII suitable for functional and molecular assays, reducing reliance on immortalized cell lines. The method facilitates translational continuity from discovery through preclinical evaluation of immune-mediated lung pathologies and viral infection models.
The method integrates into the discovery continuum by supplying validated primary AECII for hypothesis testing in early biology, enabling assay development for screening campaigns, and generating quantitative functional and molecular readouts that inform translational research decisions.