Name: くも膜下出血のマウスモデル (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: 学ぶくも膜下出血のマウスモデル構築法。血管内フィラメント穿孔によりWillis動脈輪を損傷し、脳血流と髄内圧をモニタリングしながら標準化された出血を誘導します。脳内出血分布の可視化と遺伝子改変動物を用いた研究に有用です。

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現在の研究はSolorz - ザック研究財団によって資金を供給される。

すべての外科的処置は、倫理審査を受け、バイエルンの政府によって承認された（参照番号：55.2-1-54-2532.3-13-13と-2532-136-11）。動物は、約25gの体重の雄C57BL / 6マウスである。 1。動物の準備<ol><li>チャンバー内にマウスを置くことによって麻酔を誘導する。動物が意識を失うまで、5％イソフルランでチャンバーをフラッシュします。 </li><li>腹腔内に予混合麻酔薬を注入：フェンタニル（0.​​05 mg / kg）を、ミダゾラム（5 mg / kg）をし、メデトミジン（0.5 mg / kg）を。手順の間に前と定期的に反射神経をチェックしてください。麻酔を維持するために時間ごとに初期量の3分の1を再注入。 </li><li> 20 Gの静脈カテーテル11から作られたチューブを挿管orotracheally。挿管のために、曲がったピンセットで舌を引っ込める手術用顕微鏡下に声帯を視覚化し、気管にチューブを挿入し、傾斜プラットフォーム（30°）で動物を修正吸気時。 </li><li>腹臥位でマウスを置き、木綿のピースまたはmicrocapnographでチューブの正しい配置を確認してください。 </li><li>呼吸器への挿管チューブを接続します。 180〜220回/分であり、200〜250μLの拍出量の周波数で25％の酸素を補給し室内空気とマウスを換気する。 </li><li> microcapnographに挿管チューブを接続します。換気回数を調整することにより、30 mmHgので呼気終末PCO 2を維持する。 </li><li>直腸温度プローブを挿入し、37℃の中核体温を維持するために、加熱パッド上に動物を置く。 </li><li>右後肢に環状pulsoximeterセンサーを適用します。 </li><li>はさみで頭蓋骨の上の皮膚を開きます。切開は約0.5cm、長と耳と目の間でなければなりません。 </li><li>頭骨のメスで、左側頭筋を解剖。 </li><li>レーザードップラー流量計（LDF）プローブにのり左頭骨。接着剤が硬化するまで固定位置にプローブを保持する。 </li><li>左側頭骨に歯科用ドリルで約1.5ミリメートル径の穴を開けます。熱損傷を防止するために、生理食塩水で骨を冷却する。 </li><li>頭蓋腔へのICPプローブを挿入します。脳組織の損傷や出血を防ぐために、背側に可能な限り進めて。 </li><li>プローブが正しい位置にあれば、修正し、セメントでそれを封印。 5分間のセメント乾燥させる。 </li><li>仰臥位に慎重に、マウスの電源を入れます。 </li><li>連続血圧監視のために、左大腿動脈カテーテルを挿入。 </li><li>血圧監視装置に大腿カテーテルを接続します。 </li></ol> 2。 SAH誘導<ol><li>あご（2 CM）への胸骨からハサミで皮膚を開きます。ぶっきらぼうに結合組織を解剖し、脇に唾液腺を押してください。 </li><li>左総頸動脈（CCA）を露出し、それを動員する。守るCCAと同じ結合組織鞘で実行される迷走神経、。頭蓋移動して、同じテクニックを使用してICAとECAを公開し、動員する。 </li><li>限り頭側できるだけECAを結紮。 </li><li> ECAの周りのフィラメントのための2以上のライゲーションを予定する。 </li><li>マイクロクリップで一時的にCCAとICAを塞ぐ。マイクロクリップアプリケーター付きマイクロクリップを配置します。クリップはそっとそれらを引き戻すことで正しく適用されていることを確認します。 </li><li>血管はさみでECAにフィラメントを挿入するための穴をカット。 </li><li> ECAに12ミリメートルの長さとプロレン5-0フィラメントを挿入します。 </li><li> 1事前に決められたライゲーションで挿入部位を閉じます。 </li><li> CCAとICAからマイクロクリップアプリケーターをマイクロクリップを削除します。 </li><li> ICPは上昇するまで、ICAに鉗子でフィラメントを進める。 ICPの急激な上昇は、出血の誘導を示している。 </li><li>すぐにフィラメントを撤回し、PRの両方を閉じることでECAを結紮連続earrangedライゲーション。これは挿入部位からの出血防止します。 </li><li>皮膚創傷を縫合。 </li><li>さらに20分間、動物の生理的パラメータを監視する。 </li><li> ICPおよびLDFプローブを除去し、皮膚創傷を縫合。 </li></ol> 3。実験終了<ol><li> PBS内の20mlの4％PFA（4°C）、続いて食塩水（室温）20mlを経た動物を灌流。 </li><li>頭蓋骨から脳を解剖。正中線に軌道空洞間頭蓋骨を切った。そして、脳から骨をはがします。 </li><li>クモ膜下腔の血分布を評価。 </li></ol> 4。サバイバル手術の場合の考慮事項（ビデオで示されていない） <ol><li>直接麻酔導入後の術後鎮痛のためにカルプロフェン（4 mg / kgを皮下投与）を注入。術後観察期間中カルプロフェン（4 mg / kgを皮下投与）24時間毎に注入される。 </li&gt; <li>代わりに侵襲的​​な血圧測定の非観血血圧モニタリングシステムを利用する。 </li><li>皮下に薬を拮抗麻酔注入の終了のため：ナロキソン（1.2 mg / kg）を、フルマゼニル（0.​​5 mg / kg）をし、アチパメゾール（2.5 mg / kg）を。 </li><li>動物を抜管。 </li><li>反射の回復後に予熱したチャンバー内に動物を入れる。 24時間、約32℃で動物を保​​管してください。 </li><li>動物は、手術後の最初の数時間の間に自発呼吸とその全身状態を定期的にチェックされます。脳幹が影響を受ける場合の動物が問題を呼吸しているし、安楽死させなければならない。 </li><li>動物は、その一般的な状態や体重のためだけでなく、神経学的および感覚欠損15を毎日チェックされます。 </li></ol>

<ol><li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%3A+is+it+time+for+a+new+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li>
<li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li>
<li>Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+induction+of+subarachnoid+hemorrhage+in+mice+by+intracranial+pressure+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li>
<li>Parra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage+associated+cerebral+vasospasm%3A+methodological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis.</a> Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).</li>
<li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li>
<li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li>
<li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Transl.+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).</li>
<li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li>
<li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%3A+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li>
<li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc.+Dis%22%5BJournal%5D)">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li>
</ol>

著者らは、開示することは何もありません。

SAH後の治療の選択肢が乏しいと、ほとんど効果のないです。したがって、ポスト出血性脳損傷の病態生理学は、更に、新たな治療標的を同定し、新規な治療アプローチを開発するために理解する必要がある。標準化された遺伝子改変動物、 すなわちマウス、でよく再現可能な動物モデルは、そのような調査のために重要である。それは密接にヒトでの病態生理に似ているようにCWPモデルは、SAHのために広く使用されているモデルとなっているが、マウスでのその使用は、低再現性の高い対人変動によって妨げられる。モデルのバリエーションは、生理的な条件を変更するさまざまな麻酔プロトコルによって引き起こされます。出血量は、血管反応性、血圧および凝固の違い12匹の動物の間で変化する。したがって、手順​​全体を通して生理的状態を監視するおよびVAを低減外科用および監視プロトコルを確立することが重要であるこのモデルのriability。 SAH後の血液分布は、種間で異なっていてもよい。ラットモデルの血液中に等しく両方の大脳半球6全体に分散しているように見える。人間の...

SAHは、患者のための少なくとも有益な結果とストロークサブタイプである：患者の40％が出血1ヶ月後以内に死亡し、生存者はほとんど臨床的に良好な治療成績を持っていません。 自発SAHs（80％）の大部分は、主に動脈、脳底動脈および中大脳動脈（MCA）2を通信する前方および後方に沿って配置され、頭蓋内動脈瘤の破裂によって引き起こされる。 このような動脈瘤は、動物でモデル化することが困難であるため、SAHの動物モデルは、どちらかクモ膜下腔/脳室へ、またはくも膜下血管の血管内穿孔により血液の注射によって実施されています。 血液量が直接3を制御することができるように、大槽内へmagnaの自己血注入を行うことが容易で、再現可能である。残念ながら、SAHの病態生理のいくつかの側面には、 例えば血管損傷は、この手順によってモデル化することができない。 SAHの誘導のための別の技術的なアプローチは、槽内の静脈4の開口部である。 しかし、MCA支店で管腔内CWP、モデル、ヒトの病態生理最も密接5の手順であるように思われる。この方法は、Veelkenや同僚6,7によってBedersonらが、同時に開発され、最初のラットに記載されている。後で腔内穿孔モデルはマウス8,9に適合させた。フィラメントは、外頚動脈（ECA）に挿入し、内頸動脈（ICA）を介して頭蓋底に進む。 MCAの分岐点で、フィラメントは、血管を穿孔し、頭蓋底でクモ膜下腔への出血を誘発する。その後、血液は亀裂や血管に沿って残りのくも膜下空間内に分配する。出血は穿孔部位での血栓形成により停止したが、rebleedings、WHさICH、患者10にしばしば有害で発生する可能性があります。したがって、血管内のフィラメントモデルは、過去数年の間に広く使用されているSAHモデルとなりました。フィラメント穿孔モデル​​の最も頻繁に言及欠点は、出血量を直接制御することができず、従って、可変であり得ることである。この可変性は著しく動物生理学および後出血ICPを厳密に制御することによって低減することができる。 マウスは遺伝的に改変された株の大多数が利用可能であるという大きな利点を有する。しかしながら、それらの小さいサイズのために外科的処置は、より大きな種、 例えばラットまたはウサギにおけるよりも複雑になる傾向がある。従ってマウスにラットのために開発された技術の微細化は、しばしば、マウスは非常に限られた体重および血液量、血圧および血液ガス分析のための、並びにヘモグロビン飽和度と心拍数を監視するための非侵襲的な技術を持っている、例えば 、所望の結果をもたらさない可能な限り適用しなければならない。したがって、現在の出版物の目的は、マウスにおけるSAH用フィラメントミシンモデルを記述するために、このモデルは、標準化された再現性の高い方法で行うことができる方法を示すことです。

<table><tr><tbody><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>operation顕微鏡</td><td>ライカ</td><td>KL2500</td><td></td></tr><tr><td>イソフルラン気化器</td><td>ハーバードインスツルメンツ</td><td>連続フロー気化器</td><td></td></tr><tr><td></td><td>呼吸器 ヒューゴ・サックス</td><td>ミニベント845</td><td></td></tr><tr><td>マイクロカプノグラフ</td><td>ヒューゴ・サックス</td><td>・タイプ340</td><td></td></tr><tr><td>温度調節器</td><td>FHC</td><td>DC温度コントローラー</td><td></td></tr><tr><td>歯科用ドリル</td><td>Paggen</td><td>Labset- N</td><td></td></tr><tr><td>ICPモニター</td><td>Codman</td><td>ICPモニター</td><td></td></tr><tr><td>血圧モニター</td><td>ADインスツルメンツ</td><td>ブリッジアンプ FE221</td><td></td></tr><tr><td>シリンジポンプ</td><td>ワールドプレシジョンズ</td><td>SP101IZ</td><td></td></tr><tr><td>パルスオキシメーター</td><td>ケントサイエンティフィック</td><td>マウスSTAT</td><td></td></tr><tr><td>LDF</td><td>Perimed</td><td>Periflux 5000</td><td></td></tr><tr><td>アナログデータモニター</td><td>ADインスツルメンツ</td><td>パワーラボ 16/35</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Material</td></tr><tr><td>cement ICPプローブ固定用</td><td>Speiko</td><td>カルボキシレートセメント</td><td></td></tr><tr><td>接着剤 LDFプローブ固定用</td><td>ボブ・スミス・インダストリー</td>ズ <td>シアノアクリレート接着剤 (Maxi CureおよびInsta Set)</td><td></td></tr><tr><td>静脈カテーテル</td><td>ジョンソン・ジョンソン</td><td>・ジェルコ 翼付き静脈内カテーテル;REF 4076</td><td>大</td></tr><tr><td>腿骨カテーテル用</td>修正挿管チューブ <td>Smiths Medical Fine</td><td>Bore Polythene Tubing;内径0.28 mm、外径0.61 mm;REF 800/100/100</td> 血管穿孔用長さ<td>30cmにカット</td></tr><tr><td></td><td>Ethicon</td><td>Prolene 5-0</td><td>12mmの長さにカット</td></tr><tr><td>手術器具</td><td>ファインサイエンティフィックインスツル</td><td>メンツ 医療 #5、血管はさみ 8cm、マイクロクリップ 4mm顎</td><td></td></tr></tbody></table>

くも膜下出血のマウスモデル

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

このビデオ公報にくも膜下出血（SAH）の標準化されたマウスモデルが提示されている。出血はウィリス穿孔（CWP）の血管内円で誘導され、頭蓋内圧（ICP）モニタリングによって証明されています。それによって動脈循環を取り囲むくも膜下スペースおよび小脳における亀裂均質な血液分布が達成される。体温、全身血圧、心拍数、およびヘモグロビン飽和度：動物生理学に挿管、機械的人工換気、及び種々の生理学的および心臓血管のパラメータの連続オンラインモニタリングによって維持される。それにより脳潅流圧が密に血管外遊出した血液の少ない可変容積をもたらすモニターすることができる。これは、マウスの血管内フィラメント穿孔のよりよい標準化を可能にし、モデル全体が高度に再現可能になります。したがって、野生型および遺伝での薬理学的および病態生理学的研究のために容易に利用可能であるLYマウ​​スを変えた。

死亡手術技術を習得したら手順は任意の術中死亡率を誘発しない。また、出血は、実質的に全ての動物において達成することができる。術後の死亡率は、ほとんどの動物が手術後（ 図5）1日目に死んで百分の30から40までです。 ICPはSAH後の値出血の前に、ICPは約4 mmHgである。 120 mmHgの、最大のICPの急激な増加をもたらす出血。 ICP値は、次いで、約5分以内に30 mmHgの（ 図1）を安定させる。 24時間後に、ICP、出血した後も、わずかに10 mmHgの5まで上昇させる。 SAH後の血圧血圧は直ちに誘導（ 図2）、出血後に上昇する。これは上昇し、ICPによって開始され、クッシング反射、に起因している。 <p class="jove...

ウィリス穿孔の管腔内サークルによるくも膜下出血の標準化されたマウスモデルが記載されている。血管穿孔やくも膜下出血は頭蓋内圧監視によって監視されています。さらに、種々の重要なパラメータが記録され、生理学的条件を維持するように制御される。

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

この手順の全体的な目標は、マウスに標準化されたくも膜下出血を誘発することです。これは、まず麻酔をかけた動物をモニタリング装置に接続して、手術中の生理学的状態を監視することによって達成されます。2番目のステップは、出血誘発の主要なパラメータとして、脳灌流および頭蓋内圧測定用のセンサーを適用することです。次に、くも膜下出血は血管内フィラメント穿孔によって誘発されます。最後のステップは、動物を灌流し、脳を分離して、血管外漏出した血液分布を視覚化することです。この手法をレックスではなくマウスで行う主な利点は、トランスジェニック動物を利用できることです。一般的に、この方法に不慣れな人は、挿管、マルチモーダル生理学モニタリング、および血管の準備をマウスで行うのが非常に難しいため、苦労するでしょう。この方法は、外科的ステップを学ぶのが難しいため、視覚的にデモンストレーションすることが重要です。その手順を実演するのは、私の研究室の博士課程の学生であるCatherine Shulaです。彼女はこのSAHモデルの実行に2年以上の経験があります。まず、傾斜したプラットフォームに麻酔をかけた動物が顕微鏡下で作業し、曲がった鉗子で舌を引っ込めて声帯を見つけます。視覚化されたら、20ゲージの静脈カテーテルから作られたチューブで吸気中に挿管します。次に、マウスを腹臥位に置き、綿またはマイクロカプノグラフ(正しく配置されている場合は)でチューブの正しい配置を確認します。挿管チューブを人工呼吸器に接続します。マウスを室内の空気で換気し、25%の酸素を補給します。挿管チューブをマイクロカプノグラフに接続します。換気頻度を調整して、二酸化炭素の呼気分圧を30ミリメートル水銀柱に維持します。直腸温プローブを挿入した後、動物を体温を維持するために加熱パッドに置きます摂氏37度で、環状パルスオキシメータセンサーを右後足に置きます。次に、目から耳にかけて切開を行います。皮膚を引っ込め、側頭骨から左の側頭筋を解剖します。露出したら、レーザードップラー流量計プローブを左側の側頭骨に接着します。接着剤が固まるまでプローブを固定位置に保持します。左の側頭骨に直径約1.5mmの穴を開けながら穴を開けます。生理食塩水で骨を冷やします。熱による損傷を防ぐために、頭蓋内圧プローブを頭蓋腔に挿入し、できるだけ背側に押して組織の損傷や出血を防ぎます。プローブが正しく配置されたら、セメントで固定して密封し、5分間乾燥させます。セメントが乾いたら、マウスを慎重に仰臥位に回します。標準的な技術を使用して、左大腿動脈をカテーテル挿入し、継続的な血圧モニタリングを行います。所定の位置に配置されたら、大腿骨カテーテルを血圧モニタリングデバイスに接続します。まず、胸骨から顎までハサミで皮膚を開きます。結合組織を解剖し、唾液腺を脇に押して

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医学

動脈瘤性くも膜下出血（SAH）は時動脈瘤破裂くも膜下腔に発生する出血です。このイベントの罹患率と死亡率が改善された治療アプローチのために減少傾向にあったが、くも膜下出血後の脳血管攣縮のリスクは、それが数年前と同じであり続けている。脳血管攣縮の開始事象を識別するために、包括的かつ再現可能な動物モデルを確立することの重要性は、バリーが1979年に実験的脳血管攣縮モデルにおけるラットの最初の使用以来、研究の焦点となっている...

実験的くも膜下出血後の脳血管攣縮遅延を評価するための低死亡率のラットモデル

このビデオは、マウスモデルでの血管内穿孔によるくも膜下出血の誘発を示しています。麻酔をかけたマウスの頸部領域を切開して、総頸動脈とその分岐部にアクセスします。動脈からフィラメントを挿入して頭蓋内動脈の枝を穿孔し、くも膜下出血を誘発します。...

血管内穿孔によるマウスモデルにおけるくも膜下出血の誘発

このビデオでは、くも膜下出血ラットモデルを確立する手順を示しています。麻酔をかけたラットにプローブを埋め込み、頭蓋内圧と脳血流を測定します。標的部位が特定され、針が視交叉前位置に挿入されます。その後、くも膜下腔に自家血液を注入し、頭蓋内圧を上昇させ、脳血流を減少させ、モデルを確立します。...

自家血液注射によるくも膜下出血ラットモデルの確立

ウサギの実験的な頭蓋内圧制御血液シャントくも膜下出血(SAH)モデルは、標準的な手順を組み合わせたものです -...

くも膜下出血の急性および後期後遺症の研究のためのウサギの血液シャントモデル：技術的側面

この記事の目標は、マイクロ コンピューター断層撮影で脳血管攣縮を定量化する使用ことができますすべての船セグメントのボリュームの決定後、マウスの脳血管の木の 3...

くも膜下出血のマウスモデルにおける脳血管攣縮の定量化法の体積

我々は、このプロトコルにおいて、システルナマグナへの自家全血の二重注入による標準化されたくも膜下出血(SAH)マウスモデルを説明した。二重注入手順の高度な標準化は、死亡率に関する相対的な安全性を有するSAHの中急性モデルを表す。...

くも膜下出血のモデルとしての水槽マグナへの血液の二重直接注射

くも膜下出血は、ヒトにおける死亡率および罹患率の高い負担を負い続けている。状態とその病態生理学のさらなる研究を容易にするために、交叉前の単回注射モデルが提示されます。...

ラットモデルにおける実験的くも膜下出血を誘発するための自己血の交叉前単回注射

ここでは、血管内フィラメント穿孔によって誘導された標準化されたSAHマウスモデルを、手術後24時間で磁気共鳴画像法(MRI)と組み合わせて、正しい出血部位を確保し、他の関連する頭蓋内病変を排除する。...

くも膜下出血の血管内穿孔モデルと磁気共鳴画像法(MRI)の組み合わせ

生理学的および病態生理学的環境における治療用化合物を評価するために使用され得る皮膚の創傷治癒のマウスモデル。...

創傷治癒のマウスモデル

動脈瘤のエンドグラフト除外後の組織学的および生化学的な修正は、まだ不明である。我々は、マウス動脈瘤でエンドグラフト移植の新たなモデルを記述する。永続的な循環血液ストリームインタフェース、新しい血管内生体材料の評価の有無にかかわらず血栓分析を通して、このモデルでは、より良い血管内動脈瘤の除外病理生物学を理解するのに役立ちます。...

血管内大動脈瘤の修復の新しいマウスモデル

学ぶくも膜下出血のマウスモデル構築法。血管内フィラメント穿孔によりWillis動脈輪を損傷し、脳血流と髄内圧をモニタリングしながら標準化された出血を誘導します。脳内出血分布の可視化と遺伝子改変動物を用いた研究に有用です。

くも膜下出血のマウスモデル

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