Name: TEM分析のための低細胞数とサンプル調製のための代替的アプローチ (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: 学ぶ、少量の造血幹細胞を用いたTEM分析のための効率的なサンプル調製法。定性的・定量的な結果を再現性良く得られるこの手法は、生体環境における細胞構造の可視化に有用です。

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シンシナティ小児病院医療センターでの電子顕微鏡分析研究を支援してくださった病理学研究コアに感謝します。この研究は、NIH(American Society of Hematology Bridge award to-MDF;R01 DK102890からMDFへ)。

全ての実験手順は、シンシナティ小児研究財団の機関の動物委員会によって承認されました。 4ヶ月 - この研究のために、造血幹細胞は、2高齢のC57Bl / 6近交系マウスの骨髄から単離しました。リネージュ含む異なる表面メーカーとBMの染色後にFACSを用いて細胞選別、c-キット、SCA-1、のFlt3およびCD34は、LIN-SCA-1 +のc-kit +のFlt3に基づいてHSCの精製に使用した- CD34 -ゲーティング戦略標準プロトコルとして8の前に説明しました。 注意：いくつかの非常に毒性の強い化学薬品は、この手順の間に使用されています。これらは、吸入および皮膚接触によって有毒です。手袋や防護服を着用してください。これらの化学物質での作業中にヒュームフードで働いています。 1.細胞、固定、染色およびプリ埋め込み<ol><li>林を使用してソート万造血幹細胞（ - SCA-1 <suP&gt; +のc-kit +のFlt3 - CD34 -ゲーティング戦略。 LT-HSC集団）FACSを用いて10％ウシ胎児血清を600μlのイスコフ改変ダルベッコ培地（IMDM）を含む1.5 mlのマイクロ遠心チューブインチ</li><li>スイングアウトバケットと遠心機を用いて1.5ミリリットルマイクロ遠心チューブ中で10分間千×gでソートされたHSCをスピンダウン。穏やかな吸引によって培地を除去し、各ステップでチューブに200μlの培地を残します。この段階では、細胞ペレットがチューブで目に見えないまま。 </li><li> 1時間1,9、室温（RT）で2倍固定溶液の0.2ミリリットルを追加することにより、細胞を固定。 <ol><li>使用前に固定溶液は新鮮なことを確認します。 1Xでは、溶液を、0.1Mカコジル酸緩衝液中の3％パラホルムアルデヒドおよび2.5％グルタルアルデヒドで構成されています。 </li></ol></li><li>遠心スイングアウトバケットと遠心機を用いて30℃で10分間1,000×gでの細胞。 </li><li> 0.1 Mカコジル酸緩衝液の600μlの細胞を洗浄遠心分離を用いて、遠心分離した後、チューブに200μlのバッファーを残します。 </li><li>カコジル酸緩衝液中にエバンスブルーを2mg / mlの溶液200μlを添加することによって、固定された細胞を染色し、室温で20分間インキュベートします。細胞は青色に着色されます。 </li><li>遠心分離を用いて、0.1Mカコジル酸緩衝液の600μlの3倍の細胞を洗浄し、チューブ内の各時間を200μlのバッファーを残します。 </li><li> 200μlの緩衝液中で細胞を再懸濁し、0.5 mlチューブに細胞懸濁液を転送します。テーブルトップ遠心機を用いて10分間1,000×gで遠心。今目に見える小さな細胞ペレットを乱すことなく静かにバッファを外し、チューブに50μlのバッファーを残します。 </li><li> 4％アガロース溶液15 mlのチューブに0.1 Mカコジル酸緩衝液5mlにアガロースを200mgに低融点を追加します。 100ミリリットルのガラス瓶に沸騰したお湯にチューブを転送することによって、アガロースを溶融し、使用するまでぬるま湯続けます。 </li><li>アガロース0.1 M cacodylaに溶解し、4％の低融点の200μLを加えますTEバッファー0.5ミリリットルチューブ中の細胞懸濁液に、すぐにテーブルトップ遠心機を用いて30℃で10分間千×gで遠心します。 </li><li>細胞は、遠心分離後の半固体アガロースに0.5ミリリットルチューブの底にペレット化していることを確認した後、すぐにアガロースを固化する20分間、4℃にチューブや氷を移します。このステップは、電子顕微鏡下での細胞の良好なクラスタのこのステップの結果に小さな目に見える細胞ペレットとして、非常に重要です。 </li><li>慎重に27 G針3,10を使用してバッファを含む35ミリメートルのプラスチックシャーレにチューブから細胞ペレットを含む固化したアガロースを転送します。 </li><li>メスで2ミリメートル - 約1の1片に細胞ペレットを含む固化したアガロースをトリミング。新しい1.5 mlチューブに細胞ペレットを含有するアガロース片を転送します。 </li><li>遠心分離することなく、ピペットを用いて緩衝液を添加し、除去することによって、0.1Mカコジル酸緩衝液600μlのを使用して3回 - 2を洗います。次のステップのために、細胞ペレットを含むこのアガロース片を使用してください。このステップでは、サンプルは、次のステップに移動する前に、4℃で一晩保存することができます。 </li></ol> 2.オスミウム酸染色法、脱水、埋め込み<ol><li>ピペットを用いてアガロース含む細胞ペレットに1.5mlチューブからカコジル酸緩衝液を除去します。 1％の四酸化オスミウム（のOsO 4）ヒュームフード内の溶液の1.0ミリリットルを追加し、4℃で1時間インキュベートします。 </li><li> 0.1 Mカコジル酸緩衝液の600μlの3回洗浄し、キャップで20mlのガラスシンチレーションバイアルにサンプルを移します。 </li><li>脱水、浸透のためのサンプルを処理し、樹脂への埋め込み（ 例えば 、LX-112）6ウェルプレート中で、以下の溶液の連続変化しています。鉗子を用いて細胞ペレットアガロース片を移動します。 <ol><li>室温で15分間、25％エタノールで試料を浸します。 </li><li>室温で15分間、50％エタノールで試料を浸します。 </li><li> 75パーセントにサンプルを浸し15分間室温でエタノール。 </li><li>室温で15分間、95％エタノールで試料を浸します。 </li><li>二回、15分間、室温で100％エタノールで試料を浸します。 </li><li>エタノール中でサンプルを浸す：樹脂（3：1）室温で30分間。 </li><li>エタノール中でサンプルを浸す：樹脂（1：1）、室温で30分間。 </li><li>エタノール中でサンプルを浸す：樹脂（1：3）室温での30分間。 </li><li>二回、60分間、室温で純樹脂試料を浸します。 </li></ol></li><li>慎重にピンセットを用いてピラミッド先端形状のゴム型の底にサンプルを移し、金型を埋めるために、試料の上に、より純粋な樹脂を追加します。樹脂重合のための72時間、60℃でサンプルをインキュベートします。 </li><li>ゴム型をねじることによって金型から重合樹脂ピラミッドを削除します。先に7説明したように細胞の小さな黒いクラスタは、重合樹脂ピラミッドに見えるはずです。シアノアクリレートを用いた実装シリンダーに重合樹脂ピラミッドを取り付けます。 </li></ol><ol><li>カミソリの刃や超ミクロトームでブロックを搭載した後、ダイヤモンドナイフでピラミッドのブロックをトリム。トップとショート広い台形形状と互いにブロック並列の底部を作成し、均等に傾斜した側面を有します。ピラミッドのこの形状は、連続切片のために役立ちます。 </li><li>さらに、ダイヤモンドナイフで細胞ペレットの周りのブロックをトリミングし、細胞ペレットアガロース片の周りのプラスチック部分を削除します。 </li><li>ウルトラミクロトームを用いて1μmのセクションをカット。まつげツールと以前に7報告されているように金属ループツールを使用してスライドガラスに水上ボートから1μmのセクションを移動します。乾燥のためのホットプレート（37℃）にスライド移動スライド上の転送部。 </li><li> 0.22μmのフィルターを備えたシリンジを使用してセクションへのトルイジンブルー溶液の液滴を加え、3分間インキュベートします。蒸留水およびlでスライドをすすぎますらのセクションでは、乾燥させます。細胞の位置を特定するために光学顕微鏡で確認してください。 </li><li>ダイヤモンドナイフを使用して - （100 nmの70）超薄切片をカット。まつげのツールを用いてガラスシャーレに水ボートから200メッシュのグリッド上の3つのセクション - 2を移動します。 </li><li> 30分間のセクションを乾燥させるために30℃のホットプレートにセクションを持つグリッドを含むガラスシャーレを転送します。 </li><li>室温で10分間、1％酢酸ウラニルの液滴でグリッドを染色した後、蒸留水ですすぎ6 - 8回。 8回 - レイノルズとのステインは、6を室温で5分間、クエン酸鉛、蒸留水ですすいでください。セクションを乾燥させるために37℃のホットプレートにグリッドを含むガラスシャーレを転送します。 </li><li> 80 kVの7で、電子顕微鏡でセクションを分析します。 </li></ol>

<ol><li>Bozzola, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conventional+specimen+preparation+techniques+for+transmission+electron+microscopy+of+cultured+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Conventional specimen preparation techniques for transmission electron microscopy of cultured cells.</a> Methods Mol Biol. 369, 1-18 (2007).</li>
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<li>Kumar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+small+GTPase+Rap1b+negatively+regulates+neutrophil+chemotaxis+and+transcellular+diapedesis+by+inhibiting+Akt+activation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">The small GTPase Rap1b negatively regulates neutrophil chemotaxis and transcellular diapedesis by inhibiting Akt activation.</a> J Exp Med. 211, 1741-1758 (2014).</li>
</ol>

著者らは、開示することは何もありません。

この方法では、脱水中に小さな細胞ペレットをローカライズするために埋め込むエバンスブルー染色し、アガロースを用いて樹脂の埋め込みやプロセスを区画することにより、低細胞数のTEM分析を可能にします。重要なことは、それが一緒に細胞塊を維持し、データの定量化のための複数のセルを検査することが望ましい細胞の超構造を保存します。 TEM試験では、細胞の数百万を含む細胞ペレットは、多くの場合、多数のセルからデータを得るために、アガロース/ゼラチンマトリックス中および洗浄、脱水及び浸透のための効率的な埋め込みのために必要とされます。研究者らは、希少なサンプル/低細胞数のTEM分析のためにBSA-ビスアクリルアミド重合樹脂、薄い支持体上の単層の染色、またはサイトスピンで4-6を細胞懸濁液の固定化を採用しています。しかし、それはマトリックス内にあるため、細胞のまばらな分布のTEM下で細胞をローカライズし、カットする退屈な仕事のままであり、拡散と、多くの場合、切片の前に再埋め込みを必要とサイトスピン調製中の細胞間の切断に対する細胞形態の可能な変更、。さらに、単層は11を...

細胞の超構造的およびサブオルガネラ詳細は主に組織または細胞ペレット1,2の透過型電子顕微鏡（TEM）の研究によって明らかにされています。組織の固体片を容易に電子顕微鏡研究のために利用することができます。しかし、TEMは、懸濁液中の細胞に1,3を分析した細胞の数百万、厳しい状況が続くと高い細胞数を必要とする、 すなわち 。このため、懸濁液中の希少な細胞集団の超構造解析は、 例えば、造血幹細胞（HSC）は、容易に評価されません。サイトスピンまたは単層のアプローチを使用して、不足して試料からのTEM解析のために複数の試みは限られた数の細胞から重要な定量的なデータを取得するために失敗します。このように、高い細胞数の要件は、希少な細胞集団の細胞内超微細詳細を理解するために、この強力なツールの使用を制限します。 セルの数が限られているTEM研究のためのキーの制限懸濁液中のsが処理のために、細胞の局在であり、従って、特に小さいサイズの制限された細胞由来のTEM調査は困難なままです。いくつかの代替的なアプローチは、この制限に対抗するために採用されている：細胞懸濁液のBSA /ビスアクリルアミド（BSA-BA）媒介重合、細胞の染色を染料でカバースリップを含む薄いフィルム支持体上にそれらが表示されるように、 およびTEMは、サイトスピン調製物4-6から分析します。非常に少数の細胞が超切片後の節で見たようしかし、非常に限られた成功は、達成されました。細胞単層は、切片のために固化したゲル中の大部分が見えないままなので、スパース細胞を同定するの主要な課題は解消されません。さらに、細胞のサイトスピン調製を伴う細胞拡散、細胞構造の脆弱性への細胞の組織を変化させることができます。したがって、これらの固有の欠点は、より稀な細胞集団からのTEM調査を実行するための新規なアプローチを正当一貫性。この問題を克服するために、我々は、まれな細胞集団7からTEM研究のための新規かつ代替サンプル調製方法を記載しています。 ここでは、一貫性の定性的および定量的な結果と希少な生物学的サンプルからTEMを実行するための効率的なサンプル調製プロトコルを報告しています。エバンスブルー染色は、そうでなければ見えないままであったであろう数が少ない細胞、 すなわち 、万骨髄の造血幹細胞および前駆細胞から小さな細胞ペレットを局在化するために固定した後に行われた、そしてペレットを脱水し、樹脂包埋工程の前に、アガロースに包埋しました。この方法は、一緒に細胞をクラスタ化し、超微細構造と（林として識別- SCA-1 +のc-kit +のFlt3 - CD34 - ; HSC）造血幹細胞の細胞内、組織の効率的な解析が可能、稀0.2から0.5パーセントの細胞集団を骨髄インチこの実験的なプロトコールは、超構造研究を行うのに有用であると多くのまれではあるが非常に重要な集団の定量的な結果を得ることができます。

<table><tbody><tr><td>パラホルムアルデヒド 20% 水性ゾルン</td><td>電子顕微鏡 科学</td><td>15713</td><td>CAUTION 吸入、皮膚接触による毒性。手袋を着用し、ドラフトを使用してください。</td></tr><tr><td>グルトアルデヒド 70% 水性ゾルン</td><td>電子顕微鏡 科学</td><td>16350</td><td>CAUTION 吸入、皮膚接触による毒性。手袋を着用し、ドラフトを使用してください。</td></tr><tr><td>カコジル酸バッファー&nbsp;</td><td>電子顕微鏡科学</td><td>12300</td>蒸留<td>水で0.1Mカコジルデート緩衝液(pH 7.4)を作成し、4°Cで保存します。 <強い>注意</強い> 吸入または皮膚接触による刺激物、手袋を着用し、ヒュームフードで作業してください。</td></tr><tr><td>エバンス・ブルー&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>E-2129</td><td></td></tr><tr><td>低融点アガロース&nbsp;</td><td>シグマAldrich</td><td>A-5030</td><td></td></tr><tr><td>Osmium tetraoxide</td><td>Electron microscopy Sciences</td><td>19130</td><td>1 g 50 ml の 0.1 M カコジラデート緩衝液 2% OsO4 ストックを作るために、CAUTION 吸入または皮膚接触による非常に有毒で、強力な酸化剤、防護服を着用し、目の保護具を使用し、ヒュームフードを使用してください。</td></tr><tr><td>LX-112 埋め込みキット (LADD&reg;)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DDSA(無水ドデセニルコハク酸)</td><td>LADD</td><td>21340</td><td>16% DDSA; 30% NMA; 54% LX-112を一緒に混合し、1.4% DMP-30</td></tr><tr><td>NMA (無水ナディックメチル)</td><td>LADD</td><td>21350</td><td></td></tr><tr><td>エポキシ樹脂 Epon 812 (LX-112)</td><td>LADD</td><td>21310</td><td>CAUTION 吸入、皮膚接触により有毒。手袋、防護服を着用し、ヒュームフードを使用してください。</td></tr><tr><td>DMP-30 (2,4,6-Tri(ジメチルアミノメチル)フェノール)</td><td>LADD</td><td>21370</td><td></td></tr><tr><td>クエン酸レイノルズ鉛 (EM Stain II)</td><td>Leica</td><td></td><td> CAUTION 吸入による毒性、皮膚や目との接触を避けてください。</td></tr><tr><td>酢酸ウラニル(EMステインI)</td><td>ライカ</td><td>8072820</td><td><ストロング>注意</ストロング>吸入により有毒なため、皮膚や目との接触を避けてください。</td></tr><tr><td>イスコーブの変性ダルベッコ培地(IMDM)</td><td>ATCC</td><td>30-2005</td><td>組成:NaCl、NaHCO3、HEPES、グルコース、Ca、Mg、ピルビン酸芝など</td></tr>詳細についてはピラミッド<tr><td>チップ金型&nbsp;</td><td>テッドペラ</td><td>10585</td><td></td></tr><tr><td>取り付けシリンダーテッド</td><td>ペラ</td><td>10580</td><td></td></tr><tr><td>ウルトラミクロトーム&nbsp;</td><td>(ライカEM UC7)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200メッシュグリッド (nikil)</td><td>Electron microscopy Sciences</td><td>G-200 Ni</td><td></td></tr><tr><td>Electron Microscope</td><td>Hitachi model H-7650&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>画像キャプチャエンジンソフトウェア</td><td>AMT-600&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>35 mmプラスチックシャー</td>レ<td>フィッシャーサイエンティフィック</td><td></td><td></td></tr><tr><td>クイックボンドスーパーグルーシアノアクリレート&nbsp;</td><td>電子顕微鏡科学</td><td>72588カ</td><td></td></tr><tr><td>ミソリの刃ガラス</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>シンチレーションバイアル&nbsp;</td><td>フィッシャーサイエンティフィック&nbsp;</td><td>03-337-14</td><td></td></tr><tr><td>スライドガラス&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>まつげツール</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>メタルループツール&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

tem分析のための低細胞数とサンプル調製のための代替的アプローチ

An Alternative Approach for Sample Preparation with Low Cell Number for TEM Analysis

透過型電子顕微鏡（TEM）は、細胞、組織及び微細構造の詳細を提供します。しかしながら、このような造血幹細胞（HSC）などの希少細胞集団、懸濁液中で特に細胞のTEM分析は、によりサンプル調製時の高い細胞数の要件に制限されたままです。そこ希少試料からのTEM分析のためのいくつかのサイトスピンまたは単層のアプローチがありますが、これらのアプローチは、限られた数の細胞から重要な定量的なデータを取得するために失敗します。ここでは、TEM研究における試料調製のための代替的なおよび新規なアプローチは、定量的な分析を可能にする希少細胞集団のために記載されています。 比較的低い細胞数、 すなわち10,000のHSCは、正常通常はTEM研究のために使用される細胞の数百万人に比べTEM分析に使用しました。具体的には、エバンスブルー染色は、小さな細胞画素を可視化するために、パラホルムアルデヒド、グルタルアルデヒド（PFA-GA）固定後に実施しましたアガロースに包埋促進する、しましょう。多数の細胞のクラスターは、超薄切片において観察されました。細胞はよく保存形態を有し、かつゴルジ複雑で、いくつかのミトコンドリアの超微細構造の詳細が表示されていました。この効率的で、簡単で再現可能なプロトコールは、低細胞数からの試料調製を可能にし、限られた生物学的サンプルから稀な細胞集団の定性的および定量的なTEM分析のために使用することができます。

セルの数が少ないからTEM分析を行うための試料調製のための効率的かつ一貫性のあるプロトコルが記載されています。エバンスブルーおよび0.5 mlのマイクロ遠心チューブに細胞の移動と定着後の染色は小さな細胞ペレット7を視覚化する助けました。アガロース中の四酸化オスミウムとオスミウム酸染色法は、脱水および埋め込み時に暗い細胞ペレットを容易に検出につながりました。 小さな細胞ペレットを含むブロックから半薄切片は、一緒になった （ 図1A及び1B）を多数の細胞のクラスターが確認されました。超薄切片は、細胞クラスタ領域から切断し、電子顕微鏡（ 図1C）で分析しました。これらの細胞の形態および超構造がよく（ 図1D）保存しました。個々の細胞の電子顕微鏡写真...

ここでは、透過型電子顕微鏡(TEM)分析のための低セル数のサンプルを準備するためのプロトコルを紹介します。

TEM分析のための低細胞数とサンプル調製のための代替的アプローチ

Transmission electron microscopy (TEM) provides details of the cellular organization and ultrastructure. However, TEM analysis of rare cell populations, ...

この手順の全体的な目的は、少数の細胞数でサンプルを調製し、効率的かつ再現可能な方法でTEM解析を行うことです。この手法は、生体内の細胞のあらゆる構造を明らかにし、生物医学分野におけるより優れた生理学的設定を提示するのに役立ちます。本技術の主な利点は、少数の細胞数から定性的および定量的な結果を再現可能な形で得られることです。まず、FACSを用いて10,000個の造血幹細胞（HSC）を、10% FBS添加のIsocoves改良Dulbecco培地600 µLを含む1.5 mLマイクロ遠心チューブに分取します。スイングローターを備えた遠心機を使用し、分取したHSCを1,000 ×gで10分間遠心分離します。緩やかな吸引を用いて、培地を 200 µL 残してすべて取り除きます。細胞を固定するために、新鮮に調製した 2X 固定液 0.2 mL を加え、室温で 1 時間インキュベートします。次に、0.1 M カコジレート緩衝液 600 µL を加えて細胞を洗浄します。細胞を再度、今度は30°Cで遠心分離します。遠心分離後、バッファーを200 µLまで除き、カコジレートバッファーで調製した2 mg/mLのエバンスブルーを200 µL加え、室温で20分間インキュベートして細胞を染色します。0.1 Mのカコジレートバッファー600 µLを用いて、細胞を3回洗浄してください。その後、細胞を残り200 µLのバッファーで再懸濁し、細胞懸濁液を0.5 mLチューブに移します。この段階で、チューブ内にペレットが確認できるはずです。卓上遠心機を用い、1,000 ×gで10分間遠心分離します。次に、視認できるようになった小さな細胞ペレットを乱さないように注意しながら、緩衝液を静かに取り除き、チューブ内に50 µLの緩衝液を残します。15 mLチューブに200 mgの低融点アガロースを5 mLの0.1 Mカコジル酸緩衝液に加えて、4%アガロース溶液を調製します。チューブを100 mLガラス瓶に入れた沸騰水に移し、アガロースを融解させます。細胞懸濁液の入ったチューブに、アガロース溶液を200 µL加えます。直ちに1,000 ×g、30 °Cで10分間遠心分離します。細胞がチューブ底部の半凝固状態のアガロース内にペレット状に回収されたことを確認した後、直ちにチューブを4 °Cまたは氷上に20分間置き、アガロースを凝固させます。27ゲージの針を用いて、細胞ペレットを含む凝固したアガロースを、0.1 Mカコジル酸緩衝液が入った35 mLプラスチック製ペトリ皿に慎重に移します。メスを用いて、細胞ペレットを含む凝固したアガロースを約1〜2 mmの1つの断片に切り出します。その後、それを新しい1.5 mLチューブに移します。0.1 M カコジレート緩衝液を 600 µL 加え、ピペットを用いて緩衝液の添加と除去を繰り返し、アガロース細胞ペレットを洗浄します。アガロース細胞ペレットから緩衝液を除去し、ドラフトチャンバー内で保護衣と手袋を着用した状態で、1% 四酸化オスミウム溶液を 1 mL 加えます。細胞ペレットを 4 °C で 1 時間インキュベートします。インキュベーション後、サンプルを3回洗浄します。キャップ付きの20 mLガラスシンチレーションバイアルに移します。次に、エタノール系列を用いてサンプルの脱水を行います。次に、エタノールで希釈し段階的に濃度を高めたLX 112樹脂を用いてサンプルの浸透処理を行い、その後、100%樹脂中で60分間のインキュベーションを2回繰り返します。ピンセットを用いて、サンプルをピラミッドチップ形状のゴム製モールドの底へ慎重に移動させ、サンプルの上に純樹脂を注いでモールドを満たします。樹脂を重合させるため、サンプルを60 °Cで72時間インキュベートします。樹脂が重合したら、ゴム製型をねじることで型から取り出します。重合した樹脂ピラミッドの中に、細胞の小さな黒い塊が見えるはずです。シアノアクリレートを用いて、切片作成用のマウントシリンダーに重合樹脂ピラミッドを固定します。ブロックをウルトラミクロトームに装着した後、カミソリ刃とダイヤモンドナイフを用いてピラミッド状のブロックをトリミングし、上下が平行で側面が均等な角度の、短く幅の広い台形にします。次に、ダイヤモンドナイフを用いて細胞ペレットの周囲をトリミングし、細胞ペレットを含むアガロース片の周囲のプラスチック部分を除去します。ウルトラミクロトームで1 µmの厚さに薄切し、まつ毛ツールとメタルループを用いて、切片をウォーターボートからガラススライドへと移します。次に、スライドを37 °Cのホットプレートに置いて乾燥させます。0.22 µmフィルター付きの注射器を用いて、切片にteluatine blue溶液を1滴滴下し、3分間インキュベートします。その後、蒸留水でスライドを洗浄し、切片を乾燥させます。乾燥後、光学顕微鏡で切片を確認し、細胞の位置を特定します。次に、ダイヤモンドナイフを用いて超薄切片を作成します。その後、アイラッシュツール（睫毛ツール）を使用して、ウォーターボートから2〜3枚の切片を200メッシュのグリッド上に移動させ、ガラス製ペトリ皿に配置します。切片を乾燥させるため、グリッドを入れたディッシュを30°Cに設定したホットプレート上に30分間置く。1%酢酸ウラニルを滴下し、室温で10分間インキュベートしてグリッドを染色する。その後、蒸留水を用いて6〜8回洗浄する。室温でReynolds鉛 citrateを用いて5分間染色した後、6〜8回すすぎます。グリッドを入れたガラス製ペトリ皿を37 °Cのホットプレートに移し、切片を乾燥させます。最後に、電子顕微鏡を用いて87 kVで切片を観察・分析します。ここでは、小さな細胞ペレットを含むブロックから作製した、トルイジンブルーで染色したセミシン切片を低倍率で示しており、細胞クラスターが確認できます。この高倍率画像では、細胞の完全な形態が示されています。この図は、酢酸ウラニルおよびクエン酸鉛で染色し、電子顕微鏡を用いて解析したウルトラシン切片による細胞クラスターの俯瞰視野を表しています。ここに単一のHSCを示しており、細胞の形態および超微形態が良好に保存されていることがわかります。個々のHSCの高倍率で詳細な電子顕微鏡写真では、細胞内の超微形態が示されています。さらに、高倍率像により、ミトコンドリアなどの細胞内オルガネラの構造と完全性が良好に保存されていることが捉えられています。この手技に習熟すれば、5〜6時間で実施可能です。さらに、高度なブルー染色およびアガロース包埋を行い、その後通常のTEM処理を適切に行えば、5〜6日かかります。したがって、このビデオを視聴することで、TEM解析のための実際の細胞調製からサンプルの準備方法までを十分に理解できるはずです。

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