二次元ゲル電気泳動法 (2DGE) は、生体分子の混合物からの何千もの問題を解決できる手法です。この技法が一緒に結合されている 2 つの明瞭な分離法: 等電集中 (IEF) とナトリウム dodecyl 硫酸ポリアクリルアミドゲル電気泳動 (SDS-PAGE)。これは物理的に彼らの等電点 (電気化学…
二次元ゲル電気泳動(2D)は、1つの混合物から数千のタンパク質を分離できる2つの異なる分離方法を利用する技術です。その技術の一つであるSDS-PAGEまたはドデシル硫酸ナトリウムポリアクリルアミドゲル電気泳動は、複雑な混合物を単独で完全に分離することはできません。2Dゲル電気泳動は、SDS-PAGEを等電点に基づいて分離する第2の方法である等電点泳動またはIEFに結合し、細胞溶解物中の潜在的にすべてのタンパク質の分離を可能にします。このビデオでは、2Dゲル電気泳動の原理、一般的な手順、およびその生物医学的応用の一部を紹介します。
2Dゲル電気泳動は、IEFを1次元として始まります。すべてのタンパク質には、等電点またはpIと呼ばれるpH値があり、正味電荷はゼロです。タンパク質が電界にさらされると、タンパク質は反対の電荷で電極に向かって移動します。目的のサンプルは、酸性基と塩基性基の両方を含む分子である両性電解質が埋め込まれた固定化pHグラジエント(IPG)ストリップにロードされます。次に、電界がpHグラジエントストリップに印加され、タンパク質がpIに一致するpH値に達するまで移動し、そこで正味電荷を失います。
2次元を実行する前に、埋め込まれたタンパク質をSDSで処理し、変性させて均一な負電荷を提供します。完成したら、IPGストリップをポリアクリルアミドゲル上に置きます。印加された電場はタンパク質をアノードに引き寄せ、より大きなタンパク質はゲル内をよりゆっくりと移動します。
タンパク質混合物をpIと分子量に従って分離すると、染色剤を使用してプロテオームマップを視覚化し、目的のタンパク質を同定します。
さて、2Dゲル電気泳動の原理について説明したので、一般的な実験室の手順を見ていきましょう。
実験を行う前に、タンパク質を培地に可溶化する必要があります。サンプルの可溶化は、水素結合相互作用を破壊するカオトロピック剤、タンパク質の電荷の変化を防ぐ非イオン性界面活性剤、ジスルフィド結合を切断する還元剤、およびバッファーを組み合わせてタンパク質を解凝集することによって達成されます。干渉する豊富なタンパク質や他の分子を除去するために、材料を遠心分離によって順次抽出し、得られたペレットを回収します。続いて、実験を妨げる任意のDNAを消費するために使用される酵素であるエンドヌクレアーゼによる治療が行われます。
タンパク質が可溶化されたら、ストリップクリーニング溶液ですすぎ、逆さまにして乾燥させてIPGストリップを調製します。その後、各ストリップにはストリップホルダー番号が割り当てられます。準備が整うと、細胞抽出物は、ネガティブエンドからポジティブエンドへのゆっくりとしたスライド運動でストリップにロードされます。水分補給の目的で、湿ったあぶらとり紙を電極の上とゲルストリップの下に置きます。次に、IPGストリップをIEF機器に並べます。高電流が印加され、タンパク質が移動し始めます。
1次元目が完成したら、キャスティング装置でSDS-PAGE用ゲルを調製します。IPGストリップは、SDS含有平衡化バッファーに伏せて置くことで処理されます。電気泳動ユニットは、電気泳動バッファーを追加することで準備されます。処理したIPGストリップをピンセットで採取し、ゲルプレートの上に置き、アガロースシール液で密封します。次に、電圧源が電界を印加し、最も速く移動するタンパク質がゲルの底から1cmになるまで電界を保持します。
電気泳動の完了後、タンパク質を可視化する必要があります。伝統的に、これはクマシーブルーまたは硝酸銀で染色することによって行われます。目的のタンパク質をゲルから移し、ウェスタンブロット分析で分析できます。
2つ目の同定アプローチは、質量分析による分析よりも、ゲルからタンパク質を取り出して消化する方法です。
手順を確認したので、2Dゲル電気泳動の用途をいくつか見てみましょう。
この手法の最も一般的な用途の1つは、疾患の発症と進行に関与する分子の同定です。2Dゲル電気泳動は、質量分析と組み合わせることで、健康な領域と比較して、疾患領域の特定のタンパク質のアップレギュレーションまたはダウンレギュレーションを検出できます。
さらに、2Dゲル電気泳動は、潜在的な治療薬に対する患者の反応の進行を追跡するのに役立ちます。検体は、治療の投与後、さまざまな時点で患者から採取できます。.このように、ウェスタンブロットまたは質量分析と組み合わせた2Dゲル電気泳動は、炎症などの負性応答に関連するタンパク質を検出することができます。または緩和された状態のタンパク質の欠如。
2Dゲル電気泳動の別の用途は、翻訳後修飾後のタンパク質の構造と機能の研究、またはmRNAからの翻訳後のタンパク質への付加であるPTMの研究です。PTMは、タンパク質シグナル伝達、遺伝子発現など、さまざまな機能を調節したり、酸化的損傷を引き起こしたりする可能性があります。2Dゲル電気泳動は、メチル化やアセチル化などの修飾に敏感であり、pIや分子量の変化を引き起こす可能性があります。
JoVEの2Dゲル電気泳動に関するビデオをご覧になりました。このビデオでは、この技術の原理、典型的な実験手順、および生物医学の分野でのいくつかの応用について説明しました。
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Q1: What are the two separation methods used in 2D gel electrophoresis?
Two-dimensional gel electrophoresis couples isoelectric focusing (IEF) with SDS-PAGE (sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis). IEF separates proteins in the first dimension based on their isoelectric points, where each protein has a specific pH value with zero net charge. SDS-PAGE then separates proteins in the second dimension by molecular weight, allowing resolution of thousands of proteins from a single mixture.
Q2: How does isoelectric focusing separate proteins in the first dimension?
In isoelectric focusing, proteins are loaded onto immobilized pH gradient (IPG) strips containing ampholytes, molecules with both acidic and basic groups. An electric field is applied, causing proteins to migrate until they reach the pH matching their isoelectric point (pI), where their net charge becomes zero and they stop moving. This precise separation by charge allows proteins with different pI values to be resolved.
Q3: Why is sample solubilization necessary before 2D gel electrophoresis?
Sample solubilization de-aggregates proteins using chaotropic agents to disrupt hydrogen bonds, nonionic detergents to preserve protein charge, and reducing agents to break disulfide bonds. This preparation also includes treatment with endonuclease to remove interfering DNA. Proper solubilization ensures proteins are fully dispersed and ready for separation without interference from other cellular components.
Q4: What happens to proteins during the SDS-PAGE second dimension?
After IEF, IPG strips are treated with SDS-containing equilibration buffer, which denatures proteins and provides them with a uniform negative charge. The strips are then placed on polyacrylamide gels, and an electric field draws proteins toward the anode. Larger proteins move more slowly through the gel matrix, allowing separation by molecular weight and creating a two-dimensional separation pattern.
Q5: How are proteins visualized and identified after 2D gel electrophoresis?
After electrophoresis, proteins are visualized using stains such as Coomassie blue or silver nitrate, creating a proteome map. Proteins of interest can then be identified through Western blot analysis or by excision from the gel, digestion, and analysis by tandem mass spectrometry principle instrumentation uses to determine protein identity and modifications.
Q6: What biomedical applications does 2D gel electrophoresis have?
2D gel electrophoresis is used to identify molecules involved in disease initiation and progression by detecting protein up- or down-regulation in diseased versus healthy areas. It also monitors patient response to therapeutic drugs by detecting inflammation-associated proteins or their absence in treated states. Additionally, it studies protein structure and function following posttranslational modifications like methylation or acetylation, which shift isoelectric point and molecular weight.
Q7: Why can't SDS-PAGE alone fully separate complex protein mixtures?
SDS-PAGE separates proteins only by molecular weight, which means proteins of similar size but different charges cannot be distinguished. Many complex mixtures contain numerous proteins with overlapping molecular weights, making complete separation impossible with a single dimension. Coupling SDS-PAGE with isoelectric focusing in 2D gel electrophoresis adds a second separation axis based on charge, enabling resolution of potentially all proteins in a cell lysate.