2020年6月23日
ここでは、2',7'-ジクロロジヒドロフルオレセインジアセインジアセテート(DCFH-DA)を用いて全細胞活性酸素種(ROS)を検出するプロトコルを提示する。この方法は、蛍光顕微鏡で接着細胞における細胞ROS局在を可視化し、蛍光プレートリーダーでROS強度を定量化することができる。このプロトコルは、シンプルで効率的で費用対効果が高いプロトコルです。
この方法は、接着細胞の細胞活性酸素種を蛍光顕微鏡だけで分析し、蛍光プレートリーダーで反応酸素種の強度を定量するために使用できます。このプロトコルは、シンプルで効率的で、費用対効果が高いプロトコルです。DMEMのHCT116大腸癌細胞を24ウェルプレートの各ウェルに2回10回播種することから始めます。
細胞を摂氏37度で一晩インキュベートする。翌日、培養培地を100ミクロモル硫酸第一鉄、または10マイクロモルドキソルビシン含有培地に交換し、さらに24時間プレートをインキュベートする。DCFH-DAの4.85ミリグラムをDMSOの1ミリリットルに溶解して、10ミリモルのストック溶液を作り出して、DCFH-DA溶液を調製します。
井戸に加える直前に、あらかじめ温めたDMEMでストックを希釈して10マイクロモル加工溶液を作り、10秒間渦を出します。細胞を染色するには、薬物含有培地を取り出し、DMEMで一度洗います。各井戸に500マイクロリットルのDCFH-DA作業溶液を加え、30分間摂氏37度でプレートをインキュベートします。
インキュベーション後、DCFH-DAをウェルから取り出し、DMEMで2回、PBSで1回洗浄します。次に、各ウェルに500マイクロリットルのPBSを加えます。蛍光顕微鏡の緑色蛍光タンパク質チャネルを使用して、細胞の代表的な画像を撮影します。
次いでPBSを取り出し、各ウェルに200マイクロリットルの放射性免疫沈降アッセイバッファーを加える。氷の上にプレートを5分間インキュベートし、細胞ライセートを1.5ミリリットルのチューブに集めます。チューブを摂氏4度で10分間10分間21、130倍Gで遠心分離する。
その後、上清の100マイクロリットルを黒い96ウェルプレートに移します。マイクロプレートリーダーは、励起波長485ナノメートル、発光波長530ナノメートルで、各ウェルの蛍光を測定します。次に、1マイクロリットルの上清を100マイクロリットルのタンパク質アッセイ溶液を用いた透明な96ウェルプレートに移すことによって、ブラッドフォードアッセイでタンパク質濃度を測定します。
タンパク質濃度を使用して蛍光強度を正規化します。HCT116大腸癌細胞を100ミクロモル硫酸第一鉄、または10ミクロモルドキソルビシンで処理し、酸化ストレスを誘発した。予想通り、両方の治療によって緑色蛍光が劇的に増加した。
相対的な強度変化を定量化するために、細胞をタンパク質濃度でリズし、正規化した。この相対蛍光強度は、硫酸第一鉄またはドキソルビシンによって有意に増加した。この手順を実行する際には、DCFH-DA溶液を新鮮にし、光暴露を避け、細胞状態障害を最小限に抑え、画像を撮る直前に広範なPBS洗浄を行うことが重要です。
このプロトコルによる総ROSの検出に加えて、具体的には過酸化物などのROSを行うことができる。
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本記事では、DCFH-DAを用いて細胞内の総活性酸素種(ROS)を検出するためのプロトコルを紹介します。この手法により、接着細胞におけるROSの局在の可視化およびROS強度の定量化が可能です。
DCFH-DA染色を用いた接着細胞における総活性酸素種(ROS)の定量的検出は、疾患モデリングおよび薬物反応研究の重要な因子である酸化ストレスの標準化された評価指標となります。この手法により、化学的または遺伝的な摂動後の細胞内レドックス状態を強固に評価することが可能となり、初期探索段階におけるメカニズムの検証(de-risking)およびターゲットの妥当性確認を支援します。また、費用対効果が高く拡張性があるため、ハイスループットスクリーニングやトランスレーショナルワークフローへの統合に適しています。
このDCFH-DAを用いたROS検出プロトコルは、初期探索からリード化合物同定に至る一連の流れに適合し、細胞系における酸化ストレス変調の定量的リードアウトを提供します。