未分化甲状腺癌および頭頸部扁平上皮癌の患者由来異種移植片モデルの確立と特性評価

このプロトコルは、腫瘍の不均一性、分子の多様性をよりよく反映し、臨床転帰を予測するATCおよびHNSCC PDXモデルを確立するのに役立ちます。この手法は操作が簡単で、成功率が高く、他のPDXモデルにも適しています。この技術は、抗がん剤感受性スクリーニングに拡張して、がん患者の個別化治療を導くことができます。

この手法を実行したことがない人は、いくつかの困難に遭遇する可能性があり、スキームの細部に注意を払うことをお勧めします。滅菌HTK溶液を含む50ミリメートル遠沈管でATCおよびHNSCC腫瘍サンプルを取得した後、75%アルコールで消毒します。滅菌した眼科用鉗子を使用して、腫瘍組織を生理食塩水で満たされた6センチメートルのペトリ皿に移し、ブレードを使用してそれらを小片に切断します。

次に、生理食塩水を入れた新しい6センチのペトリ皿に移し、シーリングフィルムで包みます。包んだ皿をアイスボックスに置き、はさみ、鉗子、接種針で病原体のない動物の部屋に運びます。マウスに麻酔をかけた後、右側胸部の毛を取り除き、75%アルコールでその領域を消毒します。

ハサミを使用して、右外側胸郭の中央に2ミリメートルの切開を行います。鉗子で、ペトリ皿から組織を取り出し、トロカール針に入れます。マウスを持ち、穿刺部位の皮膚を引き締めます。

腫瘍片付きのトロカールを皮下腔の切開部に挿入し、肩の後ろに移動してトロカールコアを押します。滅菌ガーゼを使用して残りの組織を予約するには、腫瘍表面から生理食塩水を取り除き、過度に濡れていないことを確認します。4〜6個の組織片を2ミリリットルの細胞凍結保存チューブに入れ、1ミリリットルの凍結保存溶液をチューブに追加します。

次に、チューブを勾配冷却ボックスに入れ、摂氏マイナス80度で一晩凍結します。最後に、液体窒素に移します。PDXモデル腫瘍の蘇生には、ノギスを用いて週に一度、皮下腫瘍の長さと幅を測定します。

腫瘍体積を計算し、腫瘍成長曲線を描きます。次に、ハサミを用いて、腫瘍を囲む安楽死させたマウス皮膚を切断する。鉗子で腫瘍を取り除き、ペトリ皿に入れます。

以前に実証したように、第5世代のマウスまで腫瘍移植を行う。P5世代ATC PDXモデルマウスの腫瘍組織を選択する。それを2〜4立方ミリメートルの小片に切ります。

前に示したように、これらの断片を、ヌードの4〜6週間の雌のBALB / cマウスの右背中に皮下接種します。腫瘍が50〜150立方ミリメートルに成長したら、マウスを3つのグループに分けます。レンバチニブ、シスプラチン、コントロールを週2回投与した後、マウスの体重を測定します。

また、腫瘍体積を測定します。相関分析の結果、ATC PDXモデル構築の成功率は、年齢、性別、腫瘍径、腫瘍悪性度、分化に依存しなかったことが示された。HNSCC PDXモデル構築における腫瘍採取率は、分化の程度がモデルの成功率と関連していることを示しましたが、他のパラメータは腫瘍採取率に影響を与えませんでした。

各PDXモデルの腫瘍増殖曲線は、ATCサンプルがP3世代に安定して受け継がれたのに対し、HNSCCサンプルの2例はP1世代に移行した後に腫瘍を形成できなかったことを示しています。ほとんどのPDXモデルのP0世代の腫瘍増殖速度は、おそらくマウス微小環境の適応のために、後の継代よりも比較的遅かった。病理組織学的検査の結果,PDX腫瘍は原発巣の形態学的特徴を保持していることが示された。

レンバチニブによる治療は、腫瘍増殖を有意に抑制し、対照群と比較してATC PDXモデルにおいてより低い腫瘍重量を示した。さらに、レンバチニブで治療されたマウスは、全体の体重に識別可能な変化を示さなかった。過剰なシスプラチン投与量は、体重減少および死によってさえ証明されるように、重大な毒性をもたらした。

新鮮な腫瘍は、細かく切る前に通常の生理食塩水で数回洗浄する必要があります。生検された腫瘍サンプルと混合して接種すると、腫瘍が形成される可能性があります。このモデルは、腫瘍生物学研究、薬物スクリーニング、個別化治療に使用できます。