Name: 麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T13:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: 学ぶ頭蓋外刺激電極の配置と脳血流・頭蓋内電界測定法。アルツハイマー病マウスモデルにおける代謝課題応答の欠損改善と神経血管応答のメカニズム解明に貢献する。

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この研究は、NIA RO1 AG074999、NIA R21AG051103、VA I21RX002223、およびVA I21 BX003023の助成金(D.A.T.への)によって支援されました。

すべての動物実験は、デューク大学の動物管理・利用委員会、または動物を含む研究を規制する同等の地方自治体によって承認されました。このプロトコルで使用されるすべての材料、機器、および機器の詳細については、 部品表 を参照してください。
1. 機器の準備
<ol><li>頭皮洗浄液(アルコールパッド)、テープ、鉗子、はさみ、小さな(0.5mm)バリ穴を埋めるためのドリルなど、必要なアイテムと手術器具がすべて揃っていることを確認します(図2)。</li>
	<li>頭蓋骨に装着するための頭蓋外表面電極を準備し、以前に使用したことがある場合は、外科用接着剤が取り除かれていることを確認してください。</li>
	<li>これらのtACS電極を頭蓋骨に当てる前に、直接インピーダンスを確認してください。これには、両方の電極を生理食塩水浴に入れた状態で、tACS刺激装置の内蔵測定機能を使用します。 注:頭蓋骨に十分な電流を流すために、電極ペアあたり&lt;5KΩが推奨されます。刺激装置は、定電流パルスを流す前にインピーダンスをチェックし、値を直接与えます。</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig02.jpg"> 図2:頭蓋外刺激を準備するために必要な器具(解剖器具やハサミなど)の写真。 1.マイクロ解剖ハサミ、11.5cm。2.鉗子、11.5 cm、わずかな曲線、鋸歯状。3. Dumont #7鉗子、湾曲;4.デュモン#5鉗子;5.マイクロキュレット、13cm。6. Qヒント;7.サージカルテープ;8.アルコールパッド。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig02large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。</a>
2.手術のための動物の準備
注:これらの実験では、12週齢から33週齢までの14匹のC57BL/6対照マウスを使用し、そのうち5匹が雄、9匹が雌でした。
<ol><li>誘導室で30%O2 のイソフルランを~1.5 L / minで麻酔し、最初に~4%を誘発し、~1.25%-1.5%で自発呼吸を伴う麻酔のレベルを維持し、尾のつまみ反応を排除するのに十分です。.</li>
	<li>誘導後に動物を脳定位固定装置フレームに移し、その後の電極の適用とバリ穴の手順のために頭をノーズコーンとイヤーバーに固定します(図1 および 図3)。</li>
	<li>脳定位固定装置フレームのノーズコーンを入口と出口を介して気化器に接続し、スカベンジャーシステム(木炭や真空など) を介して イソフルランの残留物を除去します。イソフルオランとの麻酔レベルを維持し、室内空気への偶発的な漏れを防ぐために、ノーズコーンからの空気漏れがないことを確認してください(図3)。</li>
	<li>鼻錐の位置を含む脳定位固定装置フレーム内のマウスの位置を確認し、挿管なしで自発呼吸できるようにし、適切な麻酔の回復と清掃を行い、研究者を保護します(図3)。</li>
	<li>脈拍、脈拍酸素飽和度(パルスOX)、血圧、および体温を測定するためのプローブを動物に配置します。最小パルス酸素化が90%で、パルスが&gt;450 / minであることを確認します(アラームの下限は380パルス/ minと表示されます)。これらのパラメータは、記録システムに応じて、手順中に定期的に、または連続的に記録します(図3)。</li>
	<li>処置を開始する前に、(例えば)つま先をつまんで反射神経をチェックすることで、動物の鎮静レベルをチェックします。反射がない場合、動物が自発呼吸と適切なパルス酸素供給を維持している限り、鎮静のレベルは最適です。反射がある場合は、イソフルランの送達を増やして麻酔のレベルを深めてから、反射を再確認します。.動物の呼吸頻度を継続的に観察および監視し、それに応じてイソフルラン送達を調整します。</li>
	<li>頭皮の毛を剃るか、脱毛クリームで髪を取り除きます(アルコールパッドの通路で残りのクリームをきれいにします)。</li>
	<li>眼軟膏を塗布し、ハサミを使用して切除する前に、ヨウ素とアルコールの3回の通過で頭皮を無菌的に洗浄します。</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig03.jpg"> 図3:頭蓋骨を露出させ、tACS刺激装置電極のみを所定の位置に取り付けた定位フレーム内の動物の画像(バリ穴の配置前)。 尻尾の周りの血圧計と足のパルスオキシメーターに注目してください。ノーズコーンの周りにイソフルラン用の掃気チューブがあります。略語:tACS =経頭蓋交流刺激。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig03large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。</a>
3.外科的処置:刺激電極を適用し、バリ穴を開ける
<ol><li>終末期の研究では、外科用ハサミを使用して頭皮を取り除き、頭蓋骨をラムドイド縫合糸から~3mm尾側に露出させ、~3mmの正面をブレグマに露出させて、後頭前頭縫合糸の一部を露出させます。頭皮を頭頂部に切除して、側頭筋の最初の部分を両側に露出させます(図3)。</li>
	<li>刺激電極を装着するために頭蓋骨が清潔で乾燥しているように、残っている皮下結合組織を取り除きます。</li>
	<li>頭蓋骨に接触する電極の側面に導電性ゲルまたはペーストを塗布し、断続的なスポットの端の周りに外科用瞬間接着剤で電極を固定します。 注意: 頭蓋骨表面への接着を改善するために、導電性ゲルが外科用瞬間接着剤に干渉しないようにしてください。電極の外面は、外科用瞬間接着剤を使用して(サバイバル手術中に閉じている場合は頭皮から)絶縁することもできます。</li>
	<li>市販の平らな電極を使用するか、直径100μmの絶縁ワイヤ(プレートにはんだ付け)と、頭蓋骨のサイズに応じて切断された1mm x 3mmの柔軟な絶縁銅板(片面)を使用して社内電極を作成します。</li>
	<li>側頭筋と両側の頭皮にリドカインペーストを塗布し、電極を乱さずに筋肉と末梢神経の活性化を抑えます。</li>
	<li>頭蓋外刺激電極が頭蓋骨の両側(ブレグマとラムダの間)に横方向に4mm配置されたら、正中線の両側に2mmのガラス電極用の0.5mmのバリ穴を2つ開け、互いに4mm離して、矢状縫合糸に直交します(図1)。これらのバリ穴を滅菌鉱物油で満たして、頭蓋外電極から頭蓋骨への電流の侵入を防ぎます。</li>
	<li>特定の実験で延展うつ病を誘発したい場合は(すなわち、カリウム誘発性拡がりうつ病[K +-SD])、頭蓋骨の右側に、冠状縫合糸の吻側~1.5 mm、後頭前頭縫合糸の外側に~1 mmの3番目の0.5 mmのバリ穴を追加します。このバリ穴を生理食塩水で埋め、後で1 M KClを塗布してK+-SDを誘導します。</li>
	<li>頭蓋外刺激電極のインピーダンスをバリ穴の配置前(および生理食塩水浴に配置した同じ電極と比較)とバリ穴の配置後の両方でテストして、バリ穴が脳への電流の流れを妨げないことを確認します(つまり、抵抗が変化していないことを確認します)。 注意: インピーダンス測定は、刺激装置によって直接行われます。一般に、システム全体のインピーダンス(すなわち、頭蓋骨/脳経路を横切る頭蓋外電極から、通常は~3KΩ)は、バリ穴やガラス微小電極に関係なく比較的一定であり、バリ穴を介して脳に直接電流が漏れることが最小限であることを示しています。</li>
	<li>慢性刺激用の慢性経頭蓋刺激電極も同様の方法で配置します。この場合、電極の外面を絶縁し、頭皮を閉じ、絶縁ワイヤを頭皮からトンネルで抜くか、頭蓋骨に取り付けられた固定ヘッドステージに配線します。</li>
</ol>4.生理学的処置
<ol><li>動物が非生存の生理学的実験に完全に備えたら、実験の生理学的側面から始めます。自発呼吸と適切なパルスオックス、呼吸、およびパルスレベルの両方に十分な麻酔レベルを維持します。.</li>
	<li>頭蓋外刺激によるCBFは、以下の2つの方法のいずれかで測定します。<ol><li>頭蓋内記録電極の有無にかかわらず、レーザースペックルイメージング装置の下にマウスを置き、刺激エピソード中の頭蓋内電界を測定します(図3)。</li>
		<li>動物を生理学的製剤に移し、両側レーザードップラープローブと頭蓋内電極を配置して、刺激エピソード中の頭蓋内電界を測定します(図1)。</li>
	</ol></li>
</ol>5. 両側レーザードップラー電極とガラス電極の配置
<ol><li>動物を顕微鏡ステージに移し、両側レーザードップラープローブを塗布します。両側のバリ穴と冠状縫合糸の間の頭蓋骨表面の上部にプローブを配置します(図1)。</li>
	<li>引っ張ったガラス微小電極(~0.1 μM、2-6 MΩインピーダンス)に0.2 M NaClを充填し、矢状縫合糸に横方向に配置された2つのバリ穴にマイクロマニピュレーターを使用して配置します3,14(図1)。 注:これらのバリ穴は、2つの対称的な頭蓋外刺激電極の間にあります(図1)。</li>
	<li>脳に挿入したら、これらのガラス微小電極が大脳皮質内に~1mmあることを確認します。さまざまな対称深さで深度プロファイルを実行します。バリ穴に滅菌鉱物油を補充して、電流の流れのためにこの経路を絶縁します。</li>
</ol>6.刺激手順と経頭蓋交流刺激(tACS)または経頭蓋直流刺激(tDCS)の強度の測定
<ol><li>少なくとも4つのチャンネル(サンプリングレート1KHz)を備えたデジタル化システムとソフトウェアを使用して、頭蓋骨のデュアルレーザードップラープローブと2つの頭蓋内微小電極出力(ヘッドステージ付きのDCアンプを使用して記録)からの連続データを記録します。十分に安定したベースライン期間(つまり、&gt;10分)ですべての値が記録されたら、頭蓋外刺激をテストします。 注: 図 4は、上チャンネルに2つの頭蓋内記録電極、下チャンネルにCBF応答を備えた4つのチャンネルの例を示しています。</li>
	<li>さまざまな振幅(つまり、20〜30秒、0.5〜2.0mA、許容範囲内)で短時間のオン/オフ刺激を適用して、刺激の前後に明確なベースラインを取得します(図4)。定電流を供給する市販のヒト互換刺激デバイスを使用して、両側の2つの頭蓋骨tACS電極間に刺激を加えます(図1)。</li>
	<li>筋のけいれんや、脈拍や呼吸の変化など、tACSに対するその他の反応がないかマウスを注意深く観察し、忍容性の上限(通常は~2 mA)を作成します。</li>
	<li>電極間のインピーダンスを刺激エポックで監視し続け、これが一定であることを確認します。</li>
	<li>少量(2〜3μL)の1M KClを前バリ穴14 に添加して、自発的なK+-SDイベントを誘発する。これらは、大きなCBF応答と、K+-SD誘導CBF応答とCBF応答の間の相互作用を生成します。SDの発生前と発生後の両方でtACS刺激を適用して、tACS CBF応答を推定します。</li>
	<li>実験の最後に、イソフルラン(5%)の過剰摂取による安楽死を行い、呼吸と心拍が止まったら首を切ります。</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig04.jpg"> 図4:低強度tACSに応答した4チャンネルの生データを示すデータ。データは、上 2 行を頭蓋内直接 DC 電気記録 (入力 1 [IN0] および入力 2 [IN1] とラベル付け) として配置し、下 2 行を脳血流の両側レーザー ドップラー記録として配置します。応答は、右(上)と左(下)の電気および脳の血流トレースの間で非対称であることに注意してください。(A)1.2 mV/mm 20 sの刺激(0.75 mA)に対する小さな反応(血流の16%増加)。(B)1.4 mV/mmの刺激(1.0 mA)に対するより大きな応答(血流の21%増加)。略語:tACS =経頭蓋交流刺激。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig04large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。</a>
7.電界の計算
<ol><li>記録された2つの正弦波(図4の上の2つのトレース)の半波(1サイクル)の差を使用して、2つの頭蓋内電極からの出力の差を測定します。この差(mV)を2つの電極間の距離(mm、ここでは~4mmですが、いずれの場合も直接測定)で割ると、電界強度(mV/mm)が得られます3,6。</li>
</ol>

脳血流と電場のマッピング:マウスにおける電極配置

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</ol>

著者は、宣言すべき利益相反を持っていません。

このプロトコルはtES14への頭脳の応答を推定するbiomarkerとして生体内の生体内の、CBFの応答の麻酔をかけられた測定に焦点を合わせる。tES反応の長期的なバイオマーカーには、アミロイドプラーク形成の予防や変化(すなわち、いくつかのADモデルでは40Hzでのガンマ線刺激)などの組織学的治療効果が含まれます16,17,18,19が、短期的なバイオマーカーは、即時の生理学的効果を推定し、用量反応曲線を計算するのにも役立ちます3.この同じプロトコルは、頭蓋骨全体の慢性的なtES刺激にも使用できますが、覚醒刺激のために刺激ワイヤーを便利で断続的な接続に配線する必要があります。
プロトコルの最初の重要なステップは、両側...

経頭蓋電気刺激(tES;正弦波刺激を伴う、tACS)は、脳の神経調節に対する一般的な外部非侵襲的アプローチです1,2。以前、特定の用量で、tES(特にtACS)が下にある脳領域の脳血流(CBF)を増加させる可能性があるという仮説を立てました3。さらに、線量反応関係は、印加された外部電流または頭蓋内電界のいずれかと、結果として生じるCBF応答との間に存在し得る。ただし、ほとんどの臨床刺激プロトコルは、治療プロトコルとして、予定された期間(つまり、30〜45分)の最大快適な皮膚レベルの刺激(つまり、~2 mA)に焦点を当てています4,5。げっ歯類では、頭蓋骨に直接適用された侵襲的な頭蓋外脳電極を使用して、tES6によって誘導される脳内の電界を調べることができます。したがって、このアプローチの目標は、用量反応関係の観点から、関連する周波数でのtACSの強度がCBFの変化に及ぼす影響を決定することです。この線量反応曲線は、脳に課せられた電界に関連するCBFの短期生理学的バイオマーカー直接測定に基づいている3。我々は以前、tACSによって臨床的に誘導される脳内の電界の範囲を典型的に超える、より大きな振幅で、誘導された電界と皮質のCBFとの間にほぼ線形の相関関係があることを示した3。ただし、より小さな磁場刺激(すなわち、1〜5 mV / mmの強度)は、ヒトでの使用により適切で実行可能な場合があります。そのため、より小さなCBFの変化を検出するように手法を変更しました。
この論文では、覚醒したげっ歯類が許容できるCBF(すなわち、0.5-2.0mA電流、1-5mV / mm電界)に対する低電界強度tES交流正弦波(tACS)の影響を分析するためのプロトコルについて説明します5。このプロトコルは、tACS中の新しいレーザースペックルイメージング、およびデュアル頭蓋内ガラス電極を使用して、脳内のアクティブなtACSの広がり(CBFによって監視される)と、図と実際の実験写真(図1)の両方として示されている頭蓋内電界強度の両方を決定します。脳内のtESには、直接的な神経細胞の変調、神経可塑性、アストロサイトの活性化など、多くの生理学的影響が考えられます7,8。CBFはtDCS 9,10で測定されているが、これらの測定は遅く、間接的であり、脳の線量反応機能を評価するには不十分であった。したがって、適切な短期バイオマーカー(CBF、電界など)とtACSの高速オン/オフシーケンスを用いることで、より正確に線量反応関数を推定できるようになりました。さらに、焦点レーザードップラープローブ(LD)とレーザースペックルイメージング(LSI)の両方を含む、CBFの測定には、関心領域が定義されたさまざまな手法を適用できます。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig01.jpg"> 図1:経頭蓋刺激図と写真例。 (A)経頭蓋刺激セットアップの図。この図は、冠状縫合糸と矢状縫合糸を備えたマウスの頭蓋骨を示しています。経頭蓋電極は、頭蓋骨に横方向および対称的に配置され、電極と頭蓋骨の間に外科用接着剤と導電性ペーストで取り付けられます。これらの電極は、人間と互換性のある定電流刺激デバイスに接続され、刺激の周波数、振幅、および持続時間を指定できます。頭蓋内電界の評価のために、両側ガラス電極(~2MΩ)を大脳皮質(すなわち、頭蓋骨の内側から小さなバリ穴を通して1mm以内)に配置し、これらを鉱物油で密封し、頸部筋にAgCl接地を有する(皮下頸部組織に埋め込まれた中央の太いワイヤーとして示されている)。これらのガラス電極はDCアンプに接続され、その出力は少なくとも4つのチャネルを備えたデジタイザを介して記録されます。また、両側レーザードップラープローブを頭蓋骨に装着して記録します。頭蓋骨全体は、レーザースペックルイメージングデバイスまたは高解像度(少なくとも1,024 x 1,024ピクセル、12〜14ビットピクセル深度)の冷却カメラで画像化され、固有の光信号を検出します。ヘモグロビン等石酸周波数は、通常、血流イメージング用の照明用に選択されます(すなわち、562 nm)。(B)実際の実験のクローズアップ画像で、両側レーザードップラープローブ(左)、バリ穴から配置された(両側の)頭蓋内ガラス記録微小電極、およびtACS刺激電極を横方向に示す。略語:tACS =経頭蓋交流刺激。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig01large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。</a>
メカニズムを評価する方法として、K+誘導拡散脱分極など、CBFを変化させる他の生理学的プロセスとの相互作用を調べることもできます11。さらに、定期的に予定されたセッションではなく、てんかん治療12 (すなわち、臨床用ニューロペースデバイス)について提案されているように、様々な疾患に対する追加のバイオマーカーに基づくクローズドループシステムを開発することも可能である。例えば、パーキンソン病の閉ループ脳刺激は、通常、十分なドーパミン(典型的にはβバンドLFP)がない場合に、この疾患に内在する固有の異常な局所電界電位(LFP)に基づいている13。

<table><tbody><tr><td>アルコールパッド</td><td>HenryShein</td><td>112-6131</td><td></td></tr><tr><td>ベビーミネラルオイル</td><td>ジョンソン&Johnson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD 1 mL syringe</td><td>Becton Dikinson</td><td>REF 305699</td><td></td></tr><tr><td>C3 Flat Surface Electrodes</td><td>Neuronexus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57BI mice</td><td></td><td></td><td>from NIH colonies&nbsp;</td></tr><tr><td>銅製頭蓋骨電極</td><td>社内準備</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digidata 1440, Clampex</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 鉗子</td><td>FST</td><td>#5</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 鉗子湾曲</td><td>デュモン</td><td>RS-5047</td><td></td></tr><tr><td>眼軟膏</td><td>Major</td><td>LubiFresh P.M. NDC-0904-6488-38</td><td></td></tr><tr><td>フレーミング/ブラウン マイクロピペット プーラー</td><td>サッターインストゥルメント株式会社</td><td>モデルP-87</td><td></td></tr><tr><td>鉗子 11.5 cm わずかなカーブ&nbsp; 鋸歯状</td><td>Roboz</td><td>RS-8254</td><td></td></tr><tr><td>イントラメディック針 23 G</td><td>ベクトン・ディキンソン</td><td>REF 427565</td><td></td></tr><tr><td>KCl 1 M</td><td>社内準備</td><td></td><td></td></tr><tr><td>レーザードップラープローブ</td><td>ムーアインスツルメンツ</td><td>0.46 mm レーザードップラー</td><td></td></tr><tr><td>プローブ レーザースペックルイメージングデバイス</td><td>RWD</td><td>RFLSI-ZW</td><td></td></tr><tr><td>マイクロキュレット 13 cm</td><td>FST</td><td>10080-05</td><td></td></tr><tr><td>マイクロ解剖ハサミ、11.5 cm</td><td>Roboz</td><td>RS-5914</td><td></td></tr><tr><td>マウス麻酔固定</td><td>Stoelting</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neuroconn-DS</td><td>Neurocare</td><td>DC刺激装置プラス</td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite モニタリング</td><td>ケントサイエンティフィック</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Q-tips</td><td>フィッシャーブランド</td><td>22363167</td><td></td></tr><tr><td>生理食塩水 0.9% NaCl 溶液</td><td>バクスター</td><td>281322</td><td></td></tr><tr><td>Sensicam QE</td><td>PCO Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ソフトウェア</td><td>Axon Instruments Clampex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>サージカルグルー</td><td>Covetrus</td><td>31477</td><td></td></tr><tr><td>サージカルテープ</td><td>3M トランスポア</td><td>T9784</td><td></td></tr></tbody></table>

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

Placement of Extracranial Stimulating Electrodes and Measurement of Cerebral Blood Flow and Intracranial Electrical Fields in Anesthetized Mice

さまざまな形態のニューロンの活性化に対する脳血流(CBF)応答の検出は、動的な脳機能と脳への基質供給の変動を理解するために重要です。この論文では、経頭蓋交流刺激(tACS)に対するCBF応答を測定するためのプロトコルについて説明します。線量反応曲線は、tACS(mA)で発生するCBFの変化と頭蓋内電界(mV / mm)の両方から推定されます。.頭蓋内電界は、脳の両側にあるガラス微小電極によって測定された異なる振幅に基づいて推定されます。この論文では、両側レーザードップラー(LD)プローブまたはレーザースペックルイメージング(LSI)を使用してCBFを測定する実験セットアップについて説明します。その結果、このセットアップでは、電極の配置と安定性のために麻酔が必要です。CBF応答と電流の相関関係を年齢の関数として提示し、高齢の動物(28〜32週)と比較して、若い対照動物(12〜14週)の高電流(1.5mAおよび2.0mA)で有意に大きな応答を示しました(p <0.005差)。また、電界強度<5 mV/mmで有意なCBF応答を示しており、これは最終的なヒト研究にとって重要な考慮事項です。これらのCBF反応は、覚醒動物と比較した麻酔の使用、呼吸制御(すなわち、挿管呼吸と自発呼吸)、全身的要因(すなわち、CO2)、および周皮細胞および内皮細胞によって媒介される血管内の局所伝導によっても強く影響を受ける。同様に、より詳細なイメージング/記録技術により、脳全体からの視野サイズを小さな領域のみに制限する可能性があります。げっ歯類用の自家製電極と市販電極の両方の設計、両側ガラスDC記録電極を使用したCBFと頭蓋内電界の同時測定、およびイメージングアプローチを含む、tACS刺激を適用するための頭蓋外電極の使用について説明します。現在、これらの技術を応用して、アルツハイマー病や脳卒中の動物モデルでCBFを増強するためのクローズドループフォーマットを実装しています。

代表的な結果を図4、図5、図6に示します。図4は、上チャンネルに2つの頭蓋内記録電極、下チャンネルにCBF応答を備えた4つのチャンネルの例を示しています。tACSは頭蓋骨全体で対称的ですが、一般に、頭蓋内野応答は、印加されたAC電流に対してわずかに非対称であり、一方の側が他方よりも大きな応答を示します(図4)。tACS電気刺激3に対するCBF応答は、一般に、より高い振幅(すなわち、0.75-2.0 mA、図4B)で位相性であり、より低い振幅(0.5-0.75 mA、図4A)でより一定である。 CBF記録(LSIまたはLD測定)はノイズが多く、自発的な変動を示すため、振幅が小さい...

頭蓋外刺激の用量反応曲線を脳電界測定と関連するバイオマーカー-脳血流の観点から評価するためのプロトコルについて説明します。このプロトコルは脳への侵襲的な電極の配置を含むので、全身麻酔が、制御された呼吸よりもむしろ自発呼吸が好まれる必要である。

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and ...

脳血流は、オキシデオキシヘモグロビンの飽和度によって測定できます。この飽和度の増加は、加齢やアルツハイマー病モデルで減少します。電気刺激の強さは、印加電流と頭蓋内電界密度の両方を用いて推定しています。最近の開発には、アルツハイマー病の動物モデルへの適用のための頭蓋外刺激の改善が含まれます。現在、動物モデルでは、レーザースペクトルイメージング、デュアルフォト顕微鏡、生理学的記録など、複数のイメージング技術が使用されています。課題は、アルツハイマー病のモデルにおける動的脳血流応答の変化のメカニズムを理解することです。アルツハイマー病モデルマウスの代謝障害に対する反応の欠損を発見し、頭蓋を刺激することでこれらの欠損が改善されました。私たちのプロトコルの利点は、刺激ベースのアプローチが脳の血流を改善することです。

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麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

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