1. 미디어 준비
참고: 이 프로토콜은 변형된 N2 보충제로 보충된 DMEM/F12와 B27 보충제로 보충된 Neurobasal의 두 가지 개별 매체를 일반적으로 1:1 비율로 혼합하여 사용하는 데 의존합니다.
- 15ml 튜브에 성분을 혼합하여 변형된 N2 보충제를 준비합니다. 이것을 소용돌이치거나 필터링하지 마십시오. 용액이 투명해질 때까지 튜브를 뒤집어 혼합합니다.
- DMEM/F12 7.2ml를 피펫팅한 다음 25mg/ml 인슐린(0.01M HCl로 구성) 1ml를 넣고 튜브를 뒤집어 잘 섞습니다. 솔루션이 명확해질 때까지 몇 분 정도 걸립니다.
- 100 mg/ml 아포-트랜스페린 1 ml(물에 함유), 0.6 mg/ml 프로게스테르논 33 μl(에탄올에 함유), 160 mg/ml(1 M) 푸트레신(1 M) 푸트레신(100 μl), 3 mM 아셀렌산나트륨 10 μl(물에 함유) 및 7.5% 소 혈청 알부민 666 μl를 넣고 튜브를 잘 섞는다. 2.5ml로 분주하고 -20 °C에서 최대 2 개월 동안 보관하십시오.
- 미디어를 준비합니다.
- DMEM/F12 250ml에 N2 2.5ml를 추가합니다. 잘 섞되 흔들거나 걸러내지 마십시오.
- Neurobasal 배지 250ml에 B27 보충제 5ml를 첨가합니다. 잘 섞되 흔들거나 걸러내지 마십시오.
- 1.2.1 및 1.2.2 단계의 미디어를 1:1 비율로 혼합합니다. 경우에 따라 1:3 혼합이 필요할 수 있습니다(1.2.4단계에서 1:1 혼합으로 추가됨).
- 혼합물에 L-글루타민 0.5ml(최종 농도 0.2mM)와 2-메르캅토에탄올 3.5μl(최종 농도 0.1mM)를 넣고 흔들지 않고 잘 섞습니다. 미디어를 4°C에서 최대 3주 동안 보관하고 빛에 노출시키지 마십시오. 이 최종 믹스를 N2B27이라고 합니다.
- 젤라틴 용액을 준비합니다.
- 초순수에 1% 젤라틴 용액을 준비하고 121°C, 15psi에서 15분 동안 오토클레이브합니다. 이를 위해 사용되는 병은 세제나 소독제로부터 완전히 깨끗한 것이 중요하므로 이를 위해 새 병을 사용하는 것이 좋으며 사용 사이에는 초순수로만 헹굽니다. 1% 용액을 50ml 분취액에 나누고 4°C에서 수개월간 보관합니다.
- 1% 젤라틴의 분취액을 37°C 수조에서 녹을 때까지 데우고 따뜻한 인산염 완충 식염수(PBS) 500ml를 추가합니다. 잘 섞고 각 웰 또는 플레이트의 바닥을 덮을 만큼 충분히 피펫을 피펫합니다. 젤라틴이 최소 30분 동안 표면을 코팅하도록 합니다.
2. 셀 도금
참고: 이 프로토콜은 백혈병 억제 인자(LIF)가 있는 10% 혈청에서 성장한 쥐 배아줄기세포, LIF로 혈청을 대체하거나 LIF와 골형태유전단백질4(BMP4) 또는 LIF가 있거나 없는 MEK 및 GSK3 억제제(2i 배지)로 혈청이 없는 배아줄기세포에 동일하게 적용됩니다. 그러나, 분화의 시기와 효율은 배지 및 세포에 따라 달라질 수 있다. 여기에 표시된 실험을 위해 10% 혈청과 LIF로 GMEM에서 성장한 46C 마우스 ESC 라인(EGFP 리포터가 내인성 Sox1 대립유전자 중 하나에 노크됨)을 사용했습니다. 최적의 결과를 얻으려면 세포를 N2B27 배지에서 해리하고 재도금하는 것이 중요합니다. 단순히 배지를 GMEM/혈청/LIF에서 N2B27로 변경하는 것만으로도 세포를 재도금하는 것에 비해 항상 분화 효율이 떨어집니다.
- GMEM에서 10% 혈청, 1mM 피루브산 나트륨, 비필수 아미노산 1개, 0.1M 2-메르캅토에탄올 및 100 units/ml LIF13으로 세포를 성장시킵니다. 마우스 ESC의 subconfluent 배양을 얻으려면 1 x 106 세포를 T25 배양 플라스크에 플레이트화하며 2 - 3일이 소요됩니다.
- 명시야 현미경으로 세포를 관찰합니다. 세포가 subconfluent 되고 통과할 준비가 되면 PBS에서 두 번 헹굽니다. 세포 해리 시약 1ml를 넣고 2 - 5분 동안 인큐베이터에 다시 넣습니다. 트립신 및 기타 효소도 세포 해리에 사용할 수 있지만 세포 부착에 부정적인 영향을 미칠 수 있으므로 도금 밀도를 조정해야 합니다.
- 세포가 플레이트에서 들어 올려지기 시작하면 혈관을 두드려 단일 세포 현탁액으로 제거합니다. 세포를 10ml의 배지 및 세포 해리 시약에 넣고 15ml 원심분리 튜브에 피펫을 넣습니다.
- RT에서 3분 동안 300 x g에서 셀을 회전시킵니다.
- 상등액을 조심스럽게 흡인하고 예열된 N2B27 10ml에 펠릿을 위아래로 3-5회 피펫팅하여 다시 현탁시킵니다. 서스펜션을 아래로 피펫팅할 때 기포가 생성되지 않도록 튜브 측면에 피펫을 대고 피펫을 합니다. 자동 세포 계수기 또는 혈구계로 세포를 계수하고 농도를 기록합니다.
- 예열된 N2B27에서 웰당 도말할 부피 단위당 원하는 수의 세포를 포함하는 세포 현탁액을 준비합니다. 6웰 접시에서 cm2당 10,500개의 세포 밀도(즉, 6웰 접시의 웰당 1 x 105 세포)가 최적입니다. cm당 제안된 세포 수2 및 다양한 세포 배양 용기에 대한 도금 배지 부피는 표 1 을 참조하십시오.
- 배양 용기에서 젤라틴을 흡인하고 표 1에서 제안한 밀도와 부피에 따라 세포 현탁액을 플레이트에 넣습니다. 플레이트를 소용돌이치지 마십시오, 이렇게 하면 세포가 중앙으로 집중됩니다. 배양물을 37°C, 5% CO2의 습한 인큐베이터에 넣습니다.
- 1 - 2일마다 모든 미디어를 새 N2B27로 교체하여 미디어를 교체하십시오. 세포를 세척하는 것처럼 부드럽게 피펫을 투여하면 밀도에 영향을 미치고 다음 날에 분화 효율이 감소할 수 있습니다. 도금 후 초기 생존율이 좋지 않은 경우, N2 및 B27이 보충된 배지를 1:3 비율로 혼합하여 세포를 플레이트화하고 처음 2일 후에 이를 N2B27로 변경합니다. 세포는 분화를 시작하고 4-6일 이내에 Sox1 발현(여기에 사용된 46C 세포주에서 리포터의 녹색 형광으로 볼 수 있음)을 보여야 합니다.
표 1. 다양한 용기 크기에 대해 제안된 도금 밀도 및 매체 부피. 이 표의 도금 밀도는 46C 세포주를 사용하여 측정되었습니다. 최적의 결과를 얻으려면 각 개별 라인의 도금 밀도를 조정해야 할 수 있습니다.
| 플랫폼 | 유효 밀도 범위(세포/cm2) | 플레이트할 셀 번호의 범위 | 권장 초기 배지 부피(μl) | 1일차 이후 권장 배지 볼륨(μl) |
| 6웰 플레이트 | 10,500 - 36,500 | 99,750 - 346,750 | 1,000 | 2,000 |
| 24웰 플레이트 | 15,600 - 46,800 | 29,640 - 88,920 | 500 | 1,000 |
| 96웰 플레이트 | 103,500 - 260,000 | 33,120 - 83,200 | 100 | 200 |