1. 무균 조건에서 배양 후드의 용액 준비
- 배양 배지 준비: DMEM(4.5g/L 포도당 포함), 10% 소 태아 혈청(FBS), 2mM L-글루타민, 100IU/mL 페니실린, 100mg/mL 스트렙토마이신, 250ng/mL 암포테리신 B 및 50μM 2-메르캅토에탄올(2-ME, 1.1.1 참조)을 포함하는 Eagle's 배지(cDMEM)의 Dulbecco 변형을 완료합니다. 혼합 및 여과, 다른 모든 구성 요소를 멸균 한 다음 FBS를 추가합니다. 배양 배지를 4°C에서 보관하십시오.
- 50mM 2-ME/인산염 완충 식염수(PBS) 원액 준비: 100μL의 농축된 2-ME(14.3M)를 28.6mL의 1x PBS에 첨가하고 필터 멸균합니다(용액은 4°C에서 몇 달 동안 보관할 수 있음). 배양 배지 1,000mL당 2-ME 원액 1mL를 사용합니다.
- 밀도 구배 매체의 준비
- 1파트 10x 일반 멸균 PBS와 9파트 멸균 스톡 밀도 그래디언트 배지(예: Percoll)에서 스톡 등장성 밀도 그래디언트 배지 용액(예: 100% Percoll)을 준비합니다.
- 100% 밀도 구배 배지(1.2.1에서 제조)를 일반 1x 멸균 PBS로 희석하여 20% 밀도 구배 배지(예: 40mL의 1x PBS가 있는 10mL의 100% 밀도 구배 배지)를 만들고 4°C에서 보관합니다. 세포 배양을 준비하기 전에 20% 밀도 구배 배지를 실온(RT)으로 가져옵니다.
- 파파인 해리 시스템의 용액 준비
참고: 파파인 해리 시스템은 재료 표에서 확인할 수 있습니다. 다른 유사한 해리 키트(사내에서 조립된 키트 포함)도 사용할 수 있습니다. 모든 구성 요소는 멸균 상태여야 합니다.
- 오보뮤코이드 억제제 혼합물(분말)에 Earle's Balanced Salt Solution(EBSS) 32mL를 추가합니다.
- 파파인 바이알(분말) 1개에 EBSS 5mL를 첨가합니다. 파파인 바이알을 37°C 수조에 10분 동안 또는 파파인이 녹을 때까지 놓습니다.
- 하나의 DNase 바이알(분말)에 500μL의 EBSS를 첨가합니다. 부드럽게 섞는다.
- DNase 용액 250μL(위)를 파파인 바이알에 추가합니다.
- 위의 파파인/DNase 혼합물의 총 필요량을 계산하고(마우스 척수당 약 800μL의 파파인/DNase 혼합물) 조직 소화를 위해 필요한 혼합물을 50mL 튜브로 옮깁니다. 남은 음식은 원래 바이알에 넣어 4°C에서 최소 2주 동안 보관하십시오.
- 필요할 때까지 키트의 모든 구성 요소를 얼음 위에 보관하십시오.
- 척수 채취 튜브 준비: 5mL의 Hank's Balanced Salt Solution(HBSS, 척수 채취용) 5mL가 들어 있는 멸균 15mL 튜브 1개와 PBS 1개(5mL 주사기 충전용)가 들어 있는 멸균 15mL 튜브 1개. 또한 HBSS 5mL가 든 멸균 페트리 접시(35mm 또는 60mm) 1개를 준비하여 배양 후드에 보관합니다.
2. 단세포 현탁액의 준비
참고: 모든 것을 살균 상태로 유지하기 위해 배양 후드에서 3단계와 4단계를 수행하십시오.
- 모든 척수를 HBSS가 함유된 페트리 접시에 넣습니다. 각 척수를 멸균 가위와 집게로 가늘고 작은 조각으로 자릅니다. 멸균 겸자 또는 10mL 피펫을 사용하여 준비된 파파인/DNase 효소 혼합물이 들어 있는 50mL 원뿔형 튜브(단계 1.3.5)로 척수 조직을 옮깁니다(효소 혼합물에 HBSS를 첨가하면 준비된 효소 용액이 더 희석되고 효소의 성능이 저하될 수 있으므로 피하십시오).
- 튜브를 부드럽게 소용돌이치게 하여 섞습니다. 150rpm에서 궤도 쉐이킹으로 인큐베이터/셰이커에서 37°C에서 1시간 동안 튜브를 배양합니다.
- 튜브를 다시 소용돌이치고 5mL 피펫을 사용하여 조직과 함께 효소 용액을 격렬하게 분쇄하여 추가 해리를 촉진합니다.
- 세포 현탁액을 15mL 튜브로 옮기고 RT에서 5분 동안 300 x g로 원심분리합니다.
- 원심분리 중에 멸균 튜브에서 2.7mL EBSS와 300μL의 재구성된 알부민-오보뮤코이드 억제제 용액(1.3.1)을 혼합합니다. DNase 용액 150μL를 추가합니다(단계 1.3.3).
- 원심분리 후, 상등액을 제거하고 위에서 제조된 용액으로 세포 펠렛을 재현탁합니다(단계 1.5). 세포 펠릿을 깨뜨리기 위하여 우물을 소용돌이치십시오.
- 세포 현탁액에 3mL의 재구성된 알부민-오보뮤코이드 억제제 용액(단계 1.4.1)을 추가합니다. RT에서 6분 동안 70 x g의 원심분리 세포를 제거합니다.상층액(멤브레인 절편 포함)을 제거합니다.
3. Single Cell Suspension에서 Myelin의 추가 제거
- 20% 밀도 구배 배지 8mL(단계 1.2.2에서 준비)를 세포 펠릿이 들어 있는 튜브에 추가하고, 펠릿을 부드럽게 소용돌이치게 하고, 제동 없이 RT에서 30분 동안 800 x g에서 세포를 원심분리합니다. 파편(주로 미엘린)의 최상층과 상층액을 조심스럽게 제거하되 펠릿은 보관하십시오.
- 밀도 구배의 잔여물을 제거하려면 세포 펠릿을 8mL의 희석된 cDMEM(cDMEM 1부 및 HBSS 2부)으로 재현탁하여 세포를 세척합니다. 400 x g에서 4 oC에서 10분 동안 세포를 원심분리하고, 상층액을 제거하고 동일한 방법으로 희석된 cDMEM(위)으로 세포를 다시 세척합니다. 세포를 파종할 때까지 얼음 위에 세포를 보관하십시오.
- 상층액을 제거하고 세포 펠렛을 배양 배지(2-ME와 함께 제공되는 cDMEM(단계 1.1에서 준비))에 재현탁합니다. 12웰 플레이트 1개에는 3 mL x 4(사용된 마우스 수) + 2 mL = 14 mL 배지를 사용합니다. 이렇게 하면 전체 플레이트(12웰)에 충분한 세포 현탁액이 보장되고 웰당 평균 세포 수와 배양물의 미세아교세포 함량을 결정하는 데 사용할 수 있는 추가 웰이 제공됩니다. 다른 유형의 배양 용기를 사용할 경우 필요한 배양 배지의 총 부피를 비례적으로 계산하십시오.
- 1mL의 세포 현탁액을 12웰 플레이트의 각 웰에 추가합니다.
- 35.9 oC에서 5 % CO2로 세포를 배양합니다.
- D 1에서 미디어를 교체(흡인을 통해 이전 미디어 제거)한 다음 그 후 3 - 4d마다(일반적으로 D: 1, 4, 8 및 11에서 미디어를 변경한 다음 12일차에 셀 사용).
메모: 1일차에, 배양액은 척수 조직의 잔류 수초로 인해 상당한 양의 파편을 포함할 수 있습니다. 따라서 1일차에 미디어를 교체하는 것이 좋습니다. 배양은 D 12 - 14 사이에 치료할 준비가 되었습니다. 세포는 일반적으로 D 12에서 80% 합류하며 D 14에서 100% 융합에 가까워질 수 있습니다. 전형적으로, D 12에서는 12-웰 플레이트에 웰 당 약 100,000개의 세포가 존재한다.