방법 논문

마우스의 얼굴 신경 Axotomy : 부상으로 운동 신경 응답을 연구하는 모델

13.1K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/52382

⸱

2015년 2월 23일

 ,  ,  ,  ,  , 
1Anatomy and Cell Biology, Indiana University School of Medicine, 2Research and Development Services, Richard L. Roudebush VA Medical Center, 3Department of Anatomy and Cell Biology, University of Illinois, Chicago

이 논문에서

요약

마우스의 안면 신경을 절개하거나 으깬 축삭 절개술을 수행하는 방법을 자세히 설명하는 수술 프로토콜을 제시합니다. 안면 신경 축삭 절개술은 신경 손상에 대한 생리적 반응을 연구하고 치료 기술을 테스트하는 데 사용할 수 있습니다.

초록

이 수술 프로토콜의 목표는 stylomastoid 난원에서의 출구에서 얼굴 근육을 innervates 안면 신경을, 노출 및 중 하나를 절단 또는 말초 신경 손상을 유도하기 위해 그것을 분쇄하는 것입니다. 이 수술의 장점은 이와 다른 신경 손상 모델에 비하여 비교적 가벼운 수술 결과 결과, 단순성, 재현성 및 후속 안면 마비에서 중요한 기능이나 이동성에 효과가 부족하다. 뇌 신경 손상 모델을 사용하는 주요 장점은이 운동 신경원 운동 신경 세포체 연구를 단순화 뇌교에서 안면 모터 핵 비교적 균질 한 집단에 존재한다는 것이다. 때문에 안면 신경의 신경 분포의 대칭성과 안면 모터 핵 사이의 크로스 토크의 부족, 동작 unaxotomized 사이드 페어링 내부 제어로서 일방적으로 수행 될 수있다. 분석의 다양한 엉덩이에 수술을 수행 할 수 있습니다이 문서의 범위를 벗어 그 세부 사항의 생리적 반응이야. 예를 들어, 근육 기능의 회복을위한 행동 reinnervation 마커로서 기능하거나, 운동 신경원은 세포 생존을 측정하기 위해 정량화 될 수있다. 또한, 운동 신경원 정확하게 분자 분석을위한 레이저 미세 절제를 사용하여 캡처 할 수 있습니다. 안면 신경 axotomy 침습 및 내약성이기 때문에, 유전자 변형 마우스의 다양한 상에 이용 될 수있다. 또한,이 모델은 수술 말초 신경 손상의 치료 효과를 분석하는데 사용될 수있다. 안면 신경 손상뿐만 아니라 운동 신경원을 조사하는 수단을 제공하지만, 중추 및 말초 미세 교세포, 면역계 및 목표 근육의 응답도. 안면 신경 손상 모델은 신경 손상과 재생을 연구하기위한 강력한 도구 역할을 널리 말초 신경 손상 모델이다.

서론

많은 말초 신경 손상 모델은 존재하지만, 운동 신경원의 연구를 위해 눈에 띄는 사람은 얼굴 신경 axotomy 모델입니다. 또한 뇌신경 VII로 알려진 안면 신경은 뇌교에서 유래와 얼굴 표정 1,2의 근육을 innervates. 이 수술 프로토콜에서 안면 신경은 stylomastoid 난원에서의 출구에 노출 자르거나 분쇄 중 하나입니다. 신경 손상의 중증도 순차 축삭 다발 감싸는 결합 조직층 인 축삭 endoneurium, 신경 외피 및 epineurium의 intactness에 기초하여 부상 차별화 랜드 (3) 분류, 다음 분류 될 수있다. 압박 손상 (axonotmesis)에서 축삭이 절단되지만, 신경 외피와 epineurium가 유지됩니다. 그대로 신경초가 축삭은 4,5를 자라게하는 내 도관 역할을하기 때문에 안면 신경 호감에서 완전한 기능 회복은 약 11 일 만에 발생합니다. 에다른 한편으로는, 절단 손상 (neurotmesis)에서 축삭 3 결합 조직층이 절단되고, 전체 말초 신경 근육 신경 분포를 복원 자라게한다. epineurium의 외과 재 연결이 자주 신경 절개 부상과 인간의 환자에서 수행하지만 복구 결과는 드물게 최적입니다. 또한이 연구는 신경 목표로 자라게 못하고 어떤 치료법이 개선 회생 프로세스를 가속화하기 위해 이용 될 수있는 이유 이해할 필요가있다.

안면 신경 axotomy 모델을 사용하여 신경 손상을 공부에 많은 이점이있다. 먼저, 안면 신경 axotomy 절차는 빠르고 간단하며 높은 재현성이고; 및 안면 근육의 마비 얻어진 중요한 기능에 영향을주지 않고 잘 동물에 의해 허용된다. 이것은 운동 신경원 토륨 비교적 균질 집단에 상주하기 때문에 단순화된다 운동 신경 세포체 공부 뇌 신경 손상 모델이므로뇌교에서 전자 얼굴 모터 핵. 일곱 subnuclei 근육의 특정 그룹을 지배하는 것이 각각의 특정 있기 때문에 인구는 얼굴 모터 핵 내에서 subnuclear 패턴에 따라 차이가 않기 때문에 axotomy에 대응 subnuclear 차이가 결과 파 -2,6,7- 영향을 미칠 수 있습니다.

안면 신경 손상 모델의 주요 이점은 신경 신경 분포가 매우 대칭 및 안면 모터 핵 8 사이의 크로스 토크가 없기 때문에 unaxotomized 사이드 페어링 내부 제어로서 역할을 할 수 있다는 것이다. 이 수술 방법을 사용하는 또 다른 장점은 직접 CNS 외상 또는 혈액 뇌 장벽 (9)의 파괴의 부족이다. 과도한 출혈 및 감염 등의 합병증이 절차와 드물다.

다양한 분석은 신경 손상에 대한 생리적 반응을 평가하기 위해 수행 될 수있다. 눈 깜빡임과 수염 활동의 회복은 행동으로 사용할 수 있습니다기능 회복에 10, 11의 측정. vibrissae 활동의 비디오 녹화는 현재 안면 신경의 신경 분포 (12, 13)의 복구를 검출하기위한 가장 강력한 방법이다. 안락사 후, 뇌간 조직 학적 분석은 안면 모터 핵 내에 운동 신경 세포체에 수행 될 수있다. 얼굴 모터 핵 부상 2,6에 대한 응답의 차동 검사를 허용, 일곱 subnuclei, 특정 얼굴 근육에 각각의 특정으로 세분된다. 안면 운동 신경원은 세포 생존을 정량 계산 될 수 있고, 또는 바이오 마커는 면역 조직 화학 및 특정 세포 집단 (14)을 식별하는 데 사용될 수있다. 얼굴 모터 핵 정확하게 신경 손상 (15, 16)에 대한 세포 반응의 분자 분석을 위해 레이저 캡처를 사용하여 microdissected 할 수 있습니다. 안면 신경 axotomy의 영향은 운동 피질 (17, 18)에서 분석 될 수있다. 또한, 신경 Wallerian 변성을 연구하기 위해 해부 할 수있다 19축삭 재생 (20), 및 근육 신경 근육 접합부 (21)을 연구하기 위해 제거 할 수 있습니다. 안면 신경 근육 axotomy도 21 및 면역계 응답 (23), 중추 및 말초 첨부 신경교 세포 (22)를 연구 대상으로 사용될 수있다. 많은 안면 신경 axotomy 모델 (24)을 연구하여 이루어진 하였지만 신경 손상 환자에 대한 중요한 문제이고, 현재의 치료법은 최적의 결과를 생성하는 데 실패하기 때문에, 말초 신경 손상의 추가 연구가 요구된다. 이 모델은 신경 손상에 대한 생리적 반응을 검사하고 신경 재생 치료의 효과를 분석하기위한 강력한 도구입니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

실행 모든 절차는 의학 기관 동물 관리 및 사용위원회의 인디애나 대학의 승인을 건강 지침의 국립 연구소 따릅니다.

1. 수술 기법

  1. 멸균 장갑, 악기, 그리고 NIH 가이드 라인 (25)에 따라 멸균 수술 필드를 사용하여이 절차를 수행하는 동안 무균 기술을 유지한다. 를 오토 클레이브에 의해 수술을 시작하기 전에 도구를 소독 (전체 목록은 특정 시약 / 장비의 표 참조). 작업 중에 도구를 소독 유리 구슬 살균기를 사용합니다.

2. 마취 및 준비

  1. 수의학 이소 플루 란 기화기 시스템을 이용하여 0.9 L / 분의 산소 및 2.5 %의 이소 플루 란 혼합물로 마취 상자에 마우스를 마취. 마우스가 상자에서 제거하기 전에 몸의 위치 변화에 응답하지 않습니다 있는지 확인하십시오.
  2. 양해 각서 (MOU)에 안과 연고를 적용그 자체의 눈이 마르지을 보호 할 수 있습니다.
  3. 코 콘에있는 상자에서 가스 흐름을 전환합니다. 콘 내부의 코와 입으로 수술 패드와 흡수 벤치 종이로 덮여 가열 패드의 왼쪽에 정면으로 마우스를 놓습니다. 지속적으로 마우스의 호흡 리듬과 속도를 모니터링하고 필요에 따라 이소 플루 란 레벨을 조정 - 마취의 적절한 수준을 유지하기 위해 (2.5 사이의 3 % 이소 플루 란), 총 진정 작용을 확인하기 위해 발가락 핀치 반사를 사용합니다.

3. 수술 적 접근

  1. 맞추고 수술 필드 입체경을 초점을 맞 춥니 다. 노즈콘을 조정하고이 시야의 가장자리에 위치하도록 아래로하는 테이프.
  2. 마우스의 왼쪽에 누워, 절개 될 것이다 귀 뒤 영역을 노출 노즈콘을 우측 귀의 가장자리를 테이프. 후방 귀의 정맥 귀 가로로 이동하는 확인하십시오. 참고 t의 정확한 위치그 동물 귀의 테이핑 신속 안면 신경을 찾기 위해 매우 중요하다.
  3. 에 70 % 에탄올 귀 뒤에 모피 적시고 면도기 또는 메스 블레이드를 사용하여 수술 부위를 면도. 사전 습윤 모피하는이 해부학 적 위치에 쉽게 면도 있습니다.
  4. 70 % 에탄올 다음과 같은 베타 딘 수술 스크럽 (7.5 % 포비돈 요오드)와 같은 요오드 용액,로 피부를 청소합니다. 철저하게 지역을 소독이 청소를 두 번 더 반복합니다.
  5. , 절개를 귀 돌기에 지역의 후방에 꼬리 쪽 귀에서 후방 귀의 정맥을 추적해서 결정해야합니다. 돌기에 3mm 후방 - 봄 가위를 사용하여 4mm의 절개 (2)를 확인합니다.
  6. 무딘 절개를 이용하여 피하 지방 및 근막을 절개하다. 혈관 또는 근육 조직이 쉽게 손상 될 수 있기 때문에 가위로 직접 절단하지 마십시오.
  7. 출혈이 발생하는 경우, 멸균 면봉으로 수술 부위에 압력을 적용적어도 30 초. 유체 상당한 손실이 발생하면, 최대 25 또는 제 27 G 바늘을 사용하여 멸균 0.9 % 식염수 용액 0.5 ml를 복강 내 주사를 마우스.
  8. 안면 신경의 위치를​​, 몇 가지 주요 랜드 마크, 척추 부신경, 외이도를 사용하여 (아래에 설명) digastric 근육을 전방. 안면 신경의 가지가 가시화 될 때까지 이러한 랜드 마크 주위를 해부하다. 이 공개 될 때 신경은 크게 백색 고체 구조로 표시됩니다 및 근막 층이 기본 구조를 준수합니다.
    1. 피하 지방과 근막이 해부 된 이후, 승모근의 근육에 분포하는 두개골의 꼬리 부분에서 이동 척추 액세서리 신경을 찾을 수 있습니다. 안면 신경은 척추 부신경에 깊은이다.
    2. 진주 흰색 보이는 안면 신경에 주동이 볼 수있는 연골 귀 운하를 찾을 수 있습니다.
    3. 의 상단과 C에 놓여 전방 digastric 근육의 근육 배꼽 찾기안면 신경에 audal.
  9. 안면 신경의 가지 주요 가시화되면 stylomastoid 난원에서 기원을 찾을 등쪽 그들을 추적. 개방형 수술 부위를 보유하고있는 신경의 경로를 따라 봄 가위 팁을 발전 연 다음, 새로 고급 영역을 유지하기 위해 등쪽 집게를 이동 뾰족한 뒤몽 포셉 # 45분의 5를 사용.
  10. 이 시점에서 광대뼈, 구강과 안면 신경의 트렁크, 변연 하악 가지를 시각화.
    주 : 시간 ​​분기 난원에 가까운 발견 될 것이다. 상부 및 하부에 한계 하악 신경 가지에 가까운 턱, 따라서 그 신경 지점이 수준에서 표시되지 않습니다.
    1. 신경 절개를 수행하는 경우, 미세 팁 포셉으로 부드럽게 신경을 안정시키고 스프링 가위로 신경을 잘라. 뇌간의 신경을 avulsing 방지하기 위해 집게와 신경에 너무 많은 견인을 적용하지 마십시오. 푸시멀리 서로, 또는 절단 및 말초 신경의 일부를 제거에서 젊고 아름다운 여자가 재 연결이 발생하지 않도록합니다.
    2. 호감 부상을 수행하는 경우, 모든 축삭을 절단 첫 번째 호감 사이트에 수직 인 제 2 각도로이 호감을 반복 일정한 압력을 사용하여 30 초 동안 신경을 압축 뒤몽 #에게 45분의 5 집게를 사용합니다. 그렇지 않으면 부상 동물 사이에 일관성이 없습니다, 30 초 호감 동안 압력의 변수 금액을 적용하지 마십시오.

4. 결산 및 복구

  1. 기본 구조를 통해 지방과 근육 위치를 조정합니다.
  2. 절개의 가장자리를 대략적인 7.5 mm 상처 클립을 사용하여 상처를 닫는다. 봉합 또는 접착제는 또한 상처 폐쇄에 대한 허용됩니다. 수술후 진통제는이 시점에 제공 될 수있다.
  3. 마우스의 귀에서 테이프를 제거합니다. 이소 플루 란 흐름을 끄고 마우스가 1 분 30 초 동안 순수한 산소를 흡입 할 수 있습니다. PL마취에서 회복 할 수없는 침구 빈 케이지에서 마우스 에이스.
  4. 마우스가 복구 될 때, 안면 마비의 확증 흔적이 동작을 검사합니다. 수염이 마비 다시 뺨을 향해 각도됩니다, 코가 이탈되고, 눈은 공기의 퍼프에 대한 응답으로 깜박하지 않습니다.
  5. 주택의 동물 공동 수술 후 그들은 여성의 경우. 그들은 더 공격적 강제 감염에 이르게 자신의 cagemate의 상처 클립을 제거하는 경향이 있기 때문에 공동으로 남성 쥐를 수용하지 마십시오. 필요한 경우,이 시점에서 수술후 진통제를 제공한다.
  6. 어떤 감염 또는 기타 합병증은 수술 후 발생하지 않도록 수술 후 며칠 동안 하루에 한 번 마우스를 모니터링합니다. 그들은 자신에 타락하지 않은 경우 수술 10 일 - 상처 클립 (7)를 제거합니다.
  7. 눈 깜빡임이 재 할 때까지, 매일 각막 합병증을 방지하기 위해 영향을받는 눈에 눈 연고를 윤활 적용적용 또는 안락사까지.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

안면 신경 axotomy이 수행 된 후, 운동 신경 손상 손실의 결과로 발생한다. 손상 후 운동 신경 생존은 모두 운동 신경 생존 데이터를 요약 성별, 수술시 동물의 연령, 운동 신경 카운트가 완료되는 평가시기 및 모란 그래버 검토 (24)과 진노와 야마다 리뷰 (22) 등 많은 변수에 따라 달라집니다. 일반적으로 운동 신경원의 약 86 %는 사후 axotomy 14,15,26 이십팔일에서 살아 남기. 운동 신경 손실의 속도론은 Serpe 등의 알에 설명되어 있습니다. 2000 년 그림 1은 여러 유전자 ​​변형 생쥐에서 운동 신경 생존의 변화를 보여줍니다. 유의 한 차이는 유전 적 변화는베이스 라인 계산에 영향을주지 않는 것을 나타내는, 제어 측의 안면 운동 신경 카운트에서 관찰되지 않습니다. 상당한 세포 손실은 마우스 모델에서 관찰된다 (도 1a, D 84 % ± 2.0) ...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

이 프로토콜의 중요한 단계는 수술이 시작되기 전에 마우스를 적절하게 배치하는 것입니다. 마우스가 옆으로 평평하게 누워 있지 않거나, 귀가 올바른 각도로 테이프로 붙어 있지 않거나, 절개가 잘못된 위치에 있으면 안면 신경을 찾는 것이 훨씬 더 어려워집니다. 이 기술을 숙달하면 마우스당 수술이 몇 분 밖에 걸리지 않습니다.

봉합사, 접착제 또는 상처 클립을 사용하여 상처를 봉합할 수 있습니다. 상처 클립은 절개 크기가 작고 적용할 수 있는 속도 때문에 선호됩니다. 우리는 상처 클립을 사용하고 쥐를 함께 수용하면 수컷이 함께 수용된 수컷이 종종 케이지메이트의 상처 클립을 제거하여 수술 부위에 감염을 일으키기 때문에 암컷 마우스가 수컷 마우스보다 더 잘 지내는 것으로 확인했습니다.

부상을 유발하기 위해 신경을 따라 위치를 변경하는 등 부상을 수정할 수 있습니다. 예를 들어, 상처는 안면 신경의 가지 중 하나를 따라 투여될 수 있다(

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

저자는 공개할 것이 없습니다.

감사의 글

이 작업은 NIH RO1 NS 40433 (K.J.J.)의 지원을 받았습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
실체 현미경LeicaM60
라벨링 테이프Fisher Scientific15-952
Vannas-Tü Bingen 스프링 가위 - 스트레이트/샤프/8.5 cm/5 mm 커팅 엣지Fine Science Tools15003-08사용 전 살균
Dumont #5/45 펜치 - 표준 팁/각도 45도;/Dumoxel/11 cmFine Science Tools11251-35사용 전 살균
Michel 봉합 클립 - 7.5 mm x 1.75 mmFine Science Tools12040-01프로토콜에서 "wound clip"으로 설명됨, 사용 전 살균
Hagenbarth 크로스 액션 상처 클립 어플라이어 5"George Tiemann & Co160-910상처 클립을 적용하는 데 사용되며, 사용 전에 살균하십시오
Michel 봉합 클립 애플리케이터 & 리무버 - 7.5mm 클립용Fine Science Tools12029-12상처 클립을 제거하는 데 사용
0.9% 염화나트륨 주사, USPHospira0409-4888-10
베타딘, 16 oz, 디스펜서 포함Fisher Scientific19-027132
70% 에탄올
유리 구슬 살균기

참고문헌

  1. Kaufman, M., Bard, J. The Anatomical Basis of Mouse Development. , Elsevier. New York, NY. (1999).
  2. Ashwell, K. The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization. Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).
  3. Sunderland, S. A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function. Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).
  4. Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice. Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).
  5. Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy. Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).
  6. Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques. Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).
  7. Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus. Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).
  8. Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats. Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).
  9. Streit, W., Kreutzberg, G. Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin. The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).
  10. Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice. Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).
  11. Lal, D., et al. Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery. Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).
  12. Tomov, T., et al. An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection. Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).
  13. Skouras, E., Angelov, D. N. Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice. Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).
  14. Xin, J., et al. IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection). Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).
  15. Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice. The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).
  16. Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy. Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).
  17. Franchi, G. Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats. Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).
  18. Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells. Neuroscience. 223, 140-151 (2012).
  19. Liu, L., et al. Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve. Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).
  20. Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor. Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).
  21. Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses. The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).
  22. Jinno, S., Yamada, J. Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping. Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).
  23. Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury. Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).
  24. Moran, L. B., Graeber, M. B. The facial nerve axotomy model. Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).
  25. Council, N. R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , The National Academies Press. New York, NY. (2011).
  26. Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice. Neuroscience. 19, (1999).
  27. Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment. Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).
  28. Wang, H., et al. Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach. Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).
  29. Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush. The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).
  30. Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice. Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).
  31. Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection. Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).
  32. Haulcomb, M. M., et al. Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice. The Journal of Comparative Neurology. , (2014).
  33. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).
  34. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

이 JoVE 논문의 텍스트 또는 그림 재사용 허가 요청

허가 요청

태그

PCR

관련 논문