방법 논문

신생아 돼지에서 림프의 창자 림프 트렁크와 컬렉션의 장기 도관

DOI:

10.3791/53457

2016년 3월 5일

이 논문에서

요약

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

원심성 림프에서 다량의 지질 대사 성분을 채취하기 위해 신생아 돼지의 장 림프통에 카테터를 삽입하는 수술을 제시합니다.

초록

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

신생아 돼지에서 장 림프 줄기의 카테터 삽입은 대량의 장(중심) 원심성 림프를 장기간 수집할 수 있는 기술입니다. 중요한 것은 장에서 중앙 림프를 수집함으로써 연구자들이 지질 대사, 장 염증 및 암 전이와 관련된 메커니즘과 지질 구성물뿐만 아니라 면역 기능 및 면역 감시에 관여하는 세포를 모두 연구할 수 있다는 것입니다. 복부 정중선 수술 접근법은 두개골 복부에 대한 탁월한 수술적 노출을 허용하고 췌장 근처에 있는 장 림프통 혈관과 오른쪽 간엽의 내장 측면 아래에 있는 문맥의 오른쪽 복부 분절에 비교적 쉽게 접근할 수 있습니다. 혈관을 꼼꼼하게 해부하여 주변 근막에서 분리한 다음 봉합사로 확장시켜 카테터를 혈관에 삽입하고 고정할 수 있습니다. 카테터는 외부로 삽입되며 7일 동안 약 1L/24시간의 림프를 채취합니다. 이 기법을 사용하면 장기간에 걸쳐 많은 양의 중심 림프를 채취할 수 있지만, 성공 여부는 신중한 외과적 절개, 조직 취급 및 적절한 수술 기법에 대한 세심한 주의에 달려 있습니다. 이는 어린 동물을 대상으로 한 수술의 경우 림프관이 쉽게 찢어질 수 있어 수술 및 실험적 실패로 이어질 수 있기 때문에 특히 중요합니다. 이 비디오는 장 림프 채취를 위한 탁월한 수술 기술을 보여줍니다.

서론

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

림프 시스템은 생리학의 파악 하였다 영역입니다. 림프 카테터의 전임상 모델은 다른 동물 종 1-8에서 발생하는 지질 8-12 및 약물 대사 13-15, 실험적인 치료 (17)와 암 전이 (16)에 관여하는 메커니즘을 조사하기 위해 제약 산업 및 연구 기관에 의해 사용되며, 면역 기능 (18) -26. 본 연구는 지단백질 대사의 성분을 측정하는 돼지 모델에서 장 림프 트렁크 카테터의 사용을 탐구한다. 지단백질 대사는 생산과 분비 킬로 미크론의뿐만 아니라 연관된 지질 및 총 단백질의 변화에​​ 관여한다. 일반적으로 사용되는 설치류 모델과 인간 사이와 같은 지질 대사에 큰 차이가 있기 때문에이 날 지질 연구를 더 비교 정보를 제공 할 수있는 장 림프를 수집하기 위해 돼지 모델을 사용, 중요한 고려 사항입니다사람들 27-31에서 tabolism.

여러 가지 수술 기법은 많은 동물 종에서 장 림프 수집하는 데 사용됩니다 두개골 어깨 접근 방식 (즉, 흉부 덕트 카테터) (5), 측면 상부 측면의 접근 방식 32-34, 및 복부 정중선 또는 paramedian 접근 22,35. 이 동영상은 자세히 장 림프 줄기의 카테터를위한 복부 정중선 수술 방법을 사용하여 돼지의 수술 절차를 설명합니다. 조심 수술 기법의 허가 림프 카테터의이 방법은 장시간에 걸쳐 큰 림프의 수량과 그 구성 요소를 수집합니다.

이 기술은 다양한 생리적 기능을 검사 다양한 분야에 응용 프로그램의 무수를 엽니 다. 응용 프로그램이 포함될 수 있지만, 전신 지질 및 지단백질 대사 immunosurveillance 종양 기원 및 전이, 장 기능, developm, 이에 한정되지 않는다엔트과 장 염증 질환의 진행.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

비디오와 원고 모두에 설명 된 실험 동물의 모든 절차는 동물 케어의 캐나다위원회가 설정 한 가이드 라인을 기관 동물 관리 및 사용위원회의 승인을 관찰 하였다.

1. 수술 마취 및 신생아 돼지의 수술 준비

  1. 된 azaperone (0.3 ㎎ / ㎏), 케타민 하이드로 클로라이드 (10 ㎎ / ㎏), 덱스 메데 토미 딘 (15 μg의 / kg) : 분리 대기실에서 25kg에 포함 된 근육 진정 마취 약물 칵테일 목의 기지 근처에 돼지를 premedicate.
    참고 : 향상된 내 수술 통증 조절에 대한 사전 마취 약물 칵테일에 부 프레 노르 핀 (0.005-0.02 ㎎ / ㎏)를 추가합니다.
  2. 안면 마스크를 사용하여 (500 ㎖-1000 ml / 분의 O이 4-5 %의 이소 플루 란) 흡입 이소 플루 란 흡입 가스 돼지 마취. 수의학 후두 범위 (17~25cm 긴 직선 칼날)를 사용하여 성대 시각화 및 보컬 국소 10 % 리도카인 중성화 적용코듀로이 바지. 리도카인 스프레이 성대 경련 및기도 폐쇄의 가능성을 줄이기 위해 삽관에 30 ~ 60 초 전에 성대에 문의 할 수 있습니다.
  3. 이소 플루 란 가스로 마취 성대 사이에 수갑을 차고 기관 내 튜브 (5.0-7.0 mm 내부 직경 (ID))를 전달하여 돼지를 삽관 및 유지 보수 (/ 1,000-2,000 ml의에서 0.5 ~ 2.0 %의 이소 플루 란을 분 O 2)를 사용하여 폐쇄 수술을 통해 마취 시스템을 재 호흡 회로. 턱 톤에 의한 마취의 수준, 두 페달과 눈꺼풀 반사 반응을 평가합니다. 만료 된 마취 가스는 소기 및 수술 스위트 외부에 배출된다.
  4. 70 % 이소 프로필 알코올 린스 2.0 %의 클로르헥시딘 수술 스크럽 솔루션 귀의 외부 표면을 청소합니다. 수술하는 동안, 20 G 정맥 카테터, 정맥 유체 (5-10 ㎖ / kg / hr로 락 테이트 화 링거액)을 제공 귀 정맥 카테 테르를 꽂다. 의대와 혀의 점막 표면에 맥박 산소 측정기를 고정iCal의 테이프 심박수 및 말초 혈액의 산소 포화도 (SPO 2)를 모니터링한다.
  5. 지느러미 누운 위치에 마취 된 돼지를 놓고 치골의 복부 측면에 중반 흉부 꼬리 쪽의 복부 복부를 면도. 이 2.0 %의 클로르헥시딘에게 외과 수술 및 멸균 세척을 교대로이 지역을 청소합니다.
  6. 수술 스위트 마취 돼지를 전송하고 70 % 이소 프로필 알코올 린스의 최종 수술 스크럽을 적용, 그것은 건조 할 수 있도록하고 동물을 드레이프.
  7. 체온을 모니터링 직장으로 직장 온도 프로브로부터 약 2 ~ 4 cm의 삽입. 수술 중 정상 체온 (38 ~ 40 °의 C)를 유지하기 위해 물 순환 가열 패드에 돼지를 놓습니다.
  8. 복부 주위의 상부 사분면 패턴에 배치 네 수건 커튼와 돼지 드레이프. 복부 약 5 (c)의 좌우 측면을 따라, 흉부의 검상 부부를 통해 두 번째 드레이프를 처음 드레이프를 놓습니다복부 정중선에 m의 측면. (반대편에 있지만), 약 5 센티미터 복부 정중선 측 방향 복부의 측면 측면을 따라 배치되는 제 2 드레이프처럼 골반의 회장 크레스트와 네 번째 드레이프에서 세 번째 드레이프를 놓습니다.
  9. 기본 수건 커튼을 통해, 수술 부위에 대한 액세스를 허용하는 슬릿 개구, 큰 테이블 드레이프를 놓고 돼지와 전체 수술 테이블 커버. 마지막 드레이프가 큰 테이블 드레이프에 둔 일회용 steri - 드레이프이다.

창자 림프 트렁크 2. 복부 수술 및 도관

  1. 기본 복부 근육을 노출 메스 블레이드 20cm의 피부 절개를합니다. 정수리 복막을 노출 모노 폴라 전기 소 (20 와트 설정)으로 복근 층 절개. 복부 내장과 림프관에 액세스 할 수 Metzenbaum 가위와 정수리 복막의 20cm의 직선 세그먼트를 엽니 다.
  2. 수술 기간 동안 열린 복강을 유지하기 위해 수술 절개의 두개골 측면에서 트랙터를 놓습니다.
  3. 전체 수술 따뜻한 (37 ° C) 멸균 식염수로 모든 조직을 적셔. 조심스럽게 복강에서 결장, 맹장, 회장 및 공장을 포함한 대장의 큰 부분을 들어 올려 상단 복부, 간, 림프관에 액세스 할 돼지의 왼쪽 측면에 외면 화하다. 부드럽게 장을 지원하기 위해 슬링을 형성하기 위해 추가 수건 커튼과 위치에 표면화 소장을 고정합니다.
  4. 림프관을 찾은는 약 4cm 오른쪽 신장 정맥, 6cm 꼬리-medial- 대정맥 반장의 복부 및 췌장 22,36,37 근처 오른쪽 간 엽의 내장 측면 아래의 두개골 - 중간을 낳는다. 포털 정맥 (36, 37)의 오른쪽 복부 세그먼트에 나란히 반투명 구조로 림프관을 확인합니다.
  5. 림프의 VESS를 분리엘 부드럽게 Q 팁 어플리케이터와 함께 첨부 된 조직을 멀리 괴롭 히고하여 주변의 밴드에서. 용기의 측면 측면이 주변 조직으로부터 분리되면, 미세 무딘는 집게를 팁으로 용기 아래에 "터널"개방을 만들 수 있습니다.
  6. 미세 집게로 림프관 아래에 세 2-0 실크 봉합사를 전달합니다. , 폐색 팽창과 림프와 혈관을 채우기 위해 먼저 대부분의 꼬리 봉합사를 결찰. 의도적으로 림프 혈관에 카테터를 확보하기 위해 상대적으로 긴이 봉합 (4cm)의 끝을 둡니다. 다른 두 봉합은 서로 1.0 cm를 분리하고 보안 꼬리 봉합에 두개골 1.0-1.5 cm 약입니다 놓습니다. 혈관에 카테터의 빠른 확보 할 수 있도록 '하나의 느슨한 끈 넥타이'로이 두 봉합을 둡니다.
    참고 : 대부분의 꼬리 결찰 봉합하고 (두 개의 두개골 봉합의) 중간 봉합 사이에있는 림프관의 세그먼트는 카테터를위한 사이트입니다. 스와 관련하여필요한 경우 스트럭처 재료는 2-0 polyglactin 봉합사 2-0 실크 봉합사를 대체 할 수있다.
  7. 홍채 가위로 배에 작은 구멍을 잘라 잘 무딘 집게로 혈관을 팽창. 용기에 경 사진 단부와 전문 카테터 튜브 (4.06 외경 (OD) X 2.31 mm의 ID)의 약 1.0-1.5 cm를 삽입하고 제자리에 카테터를 고정하는 두 개의 두개골 봉합을 묶어. 용기에 카테터를 확보하기 위해 꼬리 봉합의 긴 봉합 끝을 사용합니다.
  8. 따뜻한 식염수의 풍부한 양으로 표면화 장을 세척하고 부드럽게 창자의 정확한 해부학 적 위치를 확보 복강으로 돌아갑니다.
  9. (paralumbar 포사에서 5-10cm 복부) 왼쪽 중간 측면에서 카테터를 외면 화하다. 메스 피부 절개를하고 카테터의 exteriorization위한 개구를 만들 피부 표면에 복강에서 투관침을 통과한다. 복부 CAV에서 카테터를 외면 화하다하기 위해 큰 켈리 집게를 사용하여투관침 개방을 통해 ITY.
  10. 라운드 (테이퍼) 바늘 2-0 polyglactin 봉합의 간단한 연속 봉합 패턴 정수리 복막을 닫습니다. 둥근 바늘에 2-0 polyglactin 봉합과 간단한 중단 봉합 패턴으로 복부 근육 레이어를 닫습니다.
  11. 절단 바늘에 2-0 polyglactin 봉합과 표피 하 패턴으로 피부를 닫습니다. 지갑 문자열 봉합 패턴 피부와 절단 바늘에 2-0 나일론 봉합사로 표면화 카테터를 고정합니다.
  12. 여전히 배치를 용이하게하고 복구하는 동안 돼지의 스트레스를 줄이기 위해 마취 상태에서 돼지 전문 재킷을 놓습니다.

3. 포스트 수술 복구 및 림프 컬렉션

  1. 이전에 흡입 마취의 중단에 약 10 분, 즉시 수술 후 진통제를 제공하기 위해 근육 bupenorphine (0.1 ㎎ / ㎏)을 관리 할 수​​ 있습니다. bupenorphine 계속 (0.1 ㎎ / ㎏) 24 ~ 48 시간 유지하기위한 모든 12 시간수술 후 진통제.
  2. 수술 후 합병증에 대해 7 일 동안 매일 8 ~ 12 시간을 돼지를 모니터링합니다.
  3. 에틸렌 디아민 테트라 아세트산 (EDTA), 코팅 및 항생제로 보충 된 500㎖의 폴리 프로필렌 세척 병 림프를 수집; 페니실린 (6000 IU), 스트렙토 마이신 (6 mg) 및 암포 테리 신 B (3 mg)을 7 일 동안 매 12 시간.

지단백질 ApoB48, 중성 지방, 콜레스테롤 및 총 단백질의 정량 4. 림프에서 수집

  1. 4 ℃에서 5 분 동안 1,800 XG에서 림프 샘플을 원심 분리기. 상층 액을 수집하고 중성 지방, 콜레스테롤 및 총 단백질의 정량을 위해 사용합니다.
  2. 희석 샘플, 샘플 희석 1시 20분 증류수와 1 희석 최종 샘플 : 증류수로 100 세 샘플로 뜨는을 나눈다.
  3. 시판의 키트, 콜레스테롤 수준을 측정하는 희석 상등액을 사용한다.
  4. 1시 20분 1:10 사용0 희석 된 샘플은 시판 키트 각각 bicinchoninic 산 총 단백질 분석과 트리글리 세라이드 및 총 단백질 수준을 측정 하였다.

림프 (38)로부터 수집 된 지단백 ApoB48 5. 정량,

  1. 적응 면역 웨스턴 블로 팅 방법 (38) 지질 단백질 ApoB48의 농도를 결정합니다. 3~8% 트리스 초산 나트륨 도데 실 설페이트 폴리 아크릴 아미드 겔 전기 영동 (SDS-PAGE)으로 분리 총 림프.
  2. 항 - 염소 이차 항체로 바인딩 할 : 폴리 비닐 리덴 플루오 라이드 막 (0.45 μm의)로 분리 된 단백질을 옮기고 형 ApoB (4000 1)에 염소 폴리 클로 날 항체와이를 부화.
  3. 정제 설치류 ApoB48 단백질 표준 선형 농도계 비교하여 화학 발광 지단백질 ApoB48 정량화.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

신생아 돼지의 창자 림프 트렁크의 림프 카테터는 7 일 동안 약 1 L 중앙 림프의 / 24 시간의 모음을 할 수 있습니다. 이 실험에서 수집 된 림프 지질 대사, 즉 총 림프 단백질, ApoB48 지단백, 중성 지방, 총 단백질, 콜레스테롤의 구성 요소가 포함되어 있습니다. 표 1 주요 세 돼지 풀 림프 샘플에서 이러한 지질 성분의 대표 양. 특히, 림프의 흐름과 지질 성분은 인라인 장 림프 혈관 카테터 다음 다른 연구자에 의해보고 중앙 림프의 값 (림프 570 ± 158-979 ± 284 ㎖ / 24 시간 25, 360 ± 120 MLL / 24 시간에 흐름이다 1080 720 ± ㎖ / 24 시간 (26), 중성 지방 687 ± 110 밀리그램 / dL로 9 콜레스테롤 63.1 ± 5.6 밀리그램 / dL로 9) 림프 혈관 내 카테터의 적절한 배치를 나타내는.

ontent "fo...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

장 림프를 수집하는 다양한 실험 동물 모델에서 지질 8-12 및 약물 13-15 대사, 암 전이 16, 17, 셀 인신 매매와 면역 기능 18-26에 관여하는 메커니즘을 조사 할 수있는 좋은 방법입니다. 실제로, 장기간에 걸쳐 어느 주연 (심성) 및 중앙 (원심성 큰 트렁크 용기) 림프 다량 수확 할 수있는 능력은 면역 변조 제 18-22을 가진 도전 다음 세포 집단에서 발생하는 시간 변화를 이해하는데 특히 중요했다 , 25, 26. 마찬가지로, 중앙 림프의 컬렉션 지단백 대사 8-12에 관여하는 과정을 서술하는 데 도움이되고있다. 림프 컬렉션의 유틸리티는 카테터 절차의 성공과 림프 혈관 내 카테터의 개통에 따라 달라집니다.

관련된 주요 림프 혈관 카테터큰 동물의 창자 림프 배수는 일반적으로 세 가지 수술 방법 중 하나를 사용합니다. 제 1...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

저자는 공개할 것이 없습니다.

감사의 글

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 작업은 앨버타 축육류국(Alberta Livestock and Meat Agency)과 자연과학 및 연구 위원회(Natural Science and Research Council)의 디스커버리 보조금(Discovery grant to S. D. Proctor)의 자금 지원을 받았습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
밀러 후두경 블레이드Welch Allyn68044182mm 길이
Surgivet advisor: 바이탈 사인 모니터SurgivetV9203
직장 온도 프로브SurgivetV3417
모노 폴라 전기 수술 발전기Valley Lab
Metzenbaum 가위Fine Science14518-18
Tuffier 견인스티븐스162-11-676
모기 겸스티븐스162-7-10
켈리 겸자 곡선 (14cm)스티븐스162-7-38
알리스 조직 집게 스티븐스162-7-38
집게 드레싱 아이 (10.2cm)스티븐스162-18-780
집게 옷 매무새 - 아디슨 (12.1cm)Stevens162-17-2510
니들 드라이버Stevens162-V98-42
아이리스 가위파인 사이언14058-11
순환수 펌프JorvetJ-783X
Maxitherm-Vinyl 담요JorvetJ-784C
Q 팁 애플리케이터Fisher Scientific22-037-960
카테터 삽입  튜빙 (4.06 OD X 2.31 ID)Braintree Scientific Inc.MRE-160마이크로 르네탄 이식 튜브
2-0 실크 봉합EthiconLA556
2-0 폴리글락틴 봉합사EthiconJ443H2-0 vicryl
대형 동물 재킷Lomir Biomedical Inc.SSJ2YC
폴리 프로필렌 세척 병Fisher Scientific03-409-22C500 ml
페니실린-스트렙토마이신시그마 알드리치D4333
EDTA시그마 알드리치60-00-4
암포테리신 B시그마 알드리치A2411
아자페론엘랑코 동물 건강스트레스닐
Dexmedetomidine hydrochlorideZoetis6295Dexdomitor
IsofluraneAbbott Animal  건강05260-5IsoFlo
케타민 염산염Zoetis2626Ketaset
Bupenorphine 염산염챔피언 Alstoe 동물 건강DIN : 02347510
6mm 기관내 튜브JorvetJ-165d
10 % 리도카인 스프레이AstraZenecaDIN : 02003767
4 % 클로르헥시딘 수술 스크럽Partnar 동물 건강PCH-011희석 : 2.0 % 용액
3M 외과 steri- 드레이프3M 건강 관리1040
SDS 페이지 젤InvitrogenEA0375BOX3-8 % 트리스 아세테이트
폴리 비닐 리덴 플루오 라이드 막MilliporeIPVH000100.45 μ m 기공 크기
ApoB 항체 EMD MilliporeAB7421:4000 희석
당나귀 안티-염소 IgG-HRP산타크루즈 생명공학Sc-2304
ECL 프라임 웨스턴 블로팅 시약GE 헬스케어 생명과학RPN2232     
트리글리세라이드 키트Wako Pure Chemicals998-40391/994-40491
총 콜레스테롤 키트Wako Pure Chemicals439-17501
총 단백질  피어싱 23225비신코닌산 분석
기 자 스 사

참고문헌

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
  2. Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
  3. Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
  4. Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
  5. Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
  6. Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
  7. Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
  8. Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
  9. Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
  10. Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
  11. Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
  12. Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
  13. Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
  14. Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
  15. Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
  16. Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
  17. Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
  18. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
  19. Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51(2010).
  20. Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
  21. Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
  22. Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
  23. Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
  24. Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
  25. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
  26. Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
  27. Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
  28. Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
  29. Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
  30. Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
  31. Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
  32. Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
  33. Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
  34. Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
  35. Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
  36. Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia PA. 1343-1358 (1975).
  37. Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
  38. Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
  39. Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
  40. Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
  41. Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
  42. Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
  43. Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
  44. Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
  45. Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

이 JoVE 논문의 텍스트 또는 그림 재사용 허가 요청

허가 요청

태그

B48

관련 논문