이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.

방법 논문

치근단 절제술 마우스 모델은 초기 포유류의 심장 재생을 연구하는

11.2K 조회수

DOI:

10.3791/53488

2016년 1월 23일

이 논문에서

요약

이 연구에서는 정점 절제술의 단계별 비디오 프로토콜이 입증되었습니다. 정점 절제술은 포유류 심장 재생 연구에서 최근 주목받고 있는 수술 방식입니다. 이 연구는 심장 재생의 기저에 있는 메커니즘에 대한 연구에서 정점 절제술의 표준 방법론으로 적용을 촉진할 수 있습니다.

초록

심혈관 질환으로 인해 집중적 인 생활 습관의 변화로 전 세계를 재앙. 심장 재생은 수리 인한 부상과 질병에 손실 심근 세포를 복원하는 큰 약속을 보유하고있다. 특정 낮은 척추 동물의 강력한 심장 재생과는 달리, 성인 포유류의 마음은 일반적으로 심장 재생 및 수리를위한 최소한의 용량을 보여줍니다. 그러나, 최근의 연구 (P7에 P1) 1-7 출생 후의 일 사이에, 신생아 마우스 마음이 혀끝의 절제 (즉, 수술 절단 및 좌심실 정점의 노출) 후 상당한 회생 가능성을 유지, 연구 결과와 상당한 과학적 관심을 촉발했다. 이 발견을 통해 하나의 주요 논쟁은 복제하거나이 중요한 발견에 확장하기위한 노력에 사용되는 다양한 수술 관련 절차로 인해 수 있습니다. 이 지침은 동적으로 마우스 모델에서 혀끝의 절제에 대한 자료와 방법론을 제시한다. 이 설치류 surviva의 두드러진 단계L 수술은 저체온 마취, 개흉술, 심장 심실 정점의 수술 절단 및 봉합와 마우스의 회복을 포함한다. 심장 혈관 연구를위한 치근단 절제술 마우스 모델의 응용 프로그램을 확장 할 수 설명하는 방법.

서론

인간의 수명이 길어지면 주요 사망 원인인 심부전을 포함한 다양한 노화 및 생활 습관 관련 질병이 발생합니다. 그러나 손실되거나 기능 장애가 있는 심장 근육 세포를 대체하지 않으면 현재의 치료법은 심장 기능을 일시적으로 개선할 수 있을 뿐이다1, 2. 따라서 심장 재생 및 복구를 위한 혁신적인 전략을 발견하고 개발해야 합니다. 다 자란 포유류의 심장은 재생 잠재력이 제한적입니다. urodele 양서류와 teleost fish와 같은 하등 척추 동물에 대한 연구는 심장 재생의 기저에 있는 분자 및 세포 메커니즘에 대한 전례 없는 통찰력을 제공했습니다3, 4. 최근에는 심장 재생에 대한 신생아 마우스 모델이 등장하여 인간의 심장 재생에 필요한 보다 진화적으로 보존된 병태생리학적 사건을 식별하고 특성화할 수 있습니다5.

정점 절제술은 좌심실 정점을 외과적으로 제거하는 것을 말합니다. 이 절차는 1-7일 된 생쥐(P1-P7) 생쥐로 제한되는데, 그 이유는 나이가 많은 생쥐에서 치사율이 높기 때문이다6. 정점 절제 후 신생아 마우스의 심장 재생 과정은 다음과 같을 것으로 예상됩니다: (I) 정점을 밀봉하고 출혈을 방지하기 위한 혈종의 빠르고 효과적인 형성; (II) 심근세포 재생과 수축기 기능 회복5, 7. 최근 연구는 이 모델8-11의 중요성과 효율성에 대한 논쟁을 불러일으켰습니다. 따라서 정점 절제술을 명확하고 자세하게 제시하는 것이 중요합니다. 이를 위해 이 프로토콜은 이전 프로토콜6을 기반으로 정점 절제술을 어떻게 수행했는지에 대한 비디오를 생생하고 구체적으로 설명합니다.

심장 재생의 기저에 있는 분자 메커니즘을 이해하는 것은 심부전과 같은 심근세포의 손실 및/또는 손상을 특징으로 하는 심장 질환의 치료에 중요합니다1, 2. 심장 재생 연구에서 정점 절제술의 현재 유망한 진전을 감안할 때, 이 연구는 심장 재생 연구에서 이 기술의 사용과 사용을 촉진할 수 있습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

모든 마우스 실험 프로토콜 번호 H0083R3와 국립 보건원 (NIH)의 동물 관리 및 사용 프로그램에 의해 승인되었다. NHLBI IACUC는 진통제없이 프로토콜을 승인했다.

신생아 마우스 1. 저체온 마취

  1. 수술 전에 오토 클레이브 스폰지 및 수술 장비 소독. 모든 수술 재료를 준비하고 270 ° C에 240 ° C에 도달하기 위해 사전에 뜨거운 구슬 살균기 15 ~ 20 분에 전환합니다.
  2. 신선한 침구와 중첩 재료와 깨끗한 마우스 케이지에 자신의 간호 어머니의 모든 C57BL / 6 새끼 (연령 P1)를 전송합니다. 새끼는 수술 방으로 촬영하면, 자신의 시간은 어머니로부터 분리 된 시간에 산모 잠식의 위험을 줄이기 위해 최소화하기 위해 신속하게 혀끝 수술을 수행합니다.
  3. 얼음 침대에 스폰지를 넣고 2 ~ 3 분 저체온 마취를 달성하기 위해 다음 스펀지에 한 강아지를 놓습니다. AP를 관찰하여 마취를 확인NEA와 무 운동과 후방 발을 곤란. 너무 적은 시간이 강아지의 무 운동성 및 apneic 및 생존율 (12)을 낮출 수 마취의 과도 기간을 확인하지 않습니다 자주하기 때문에 신생아의 상태를 확인합니다.

2. 개흉술

  1. 수술 벤치 탑 지역에 얼음 침대에서 강아지를 전송하고 앙와위에서의 팔, 다리, 꼬리를 고정하는 테이프를 사용합니다.
  2. betadine을 사용하여 가슴을 소독하고 부드럽게 70 % 알코올 준비 패드를 사용하여 청소합니다.
  3. 스프링 Vannas 가위를 사용 흉강의 항 늑간 영역을 따라 횡 피부 절개를하고 심장에 대한 액세스를 용이하게하기 위해 기재된 늑간 근육을 무디게 절개.
    참고 : 혈액 손실이 수술 과정에서 최소화 될 때 생존율을 향상시킬 수 있습니다.

심장 심실 에이펙스 3. 수술 절단 수술

  1. 손으로 부드럽게를 외면 화하다하기 위해 복부에 압력을가마음의 정점. 명확한 시각화를위한 멸균 면봉 어플리케이터와 외과 영역의 주위에 피를 흡수한다. 가짜 운영 제어 신생아의 경우, 4 (봉합 및 마우스의 복구) 단계로 직접 진행합니다.
  2. 돋보기 램프와 가위를 사용하여 홍채 절제술에서 부드럽게 LV 실이 노출 될 때까지 좌심실 (LV)의 단편적인 절제술을 수행합니다. LV의 절제 부분을 최소화하기 위해주의해야합니다. 약 15 %의 절제는 LV 챔버의 최적의 노출을 달성 할 필요가있다.
  3. LV 실이 노출되면 심장이 흉강에 반환해야합니다.

4. 봉합 및 마우스의 복구

  1. 멸균 프롤린 6-0 봉합사를 사용 흉강을 함께 밀봉 립과 근육을 봉합 한 후 조심스럽게 피부 접착제를 이용하여 피부 절개 부위를 닫는다.
  2. 복구 ~ 3 분 동안 가열 램프하에 신생아를 따뜻하게 한 후 70 % 알코올을 준비 사이클로 작업하기 전에 패드를 사용하여 혈액과 접착제 흔적을 깨끗하게그 한배 새끼에 재 소개 재. 어머니로부터 분리 소요되는 시간을 최소화하는 것이 치근단 절제술 후 강아지의 생존을 향상하기 때문에 10 분 이내에 전체 수술 절차를 완료하려고합니다.
  3. 각각의 수술 후, 완전한 살균 약 20 초 동안 뜨거운 구슬 살균기의 구슬과 접촉 수술 도구를 배치합니다. 수술 도구는 각각의 수술 전에 실온으로 냉각 할 수 있습니다.
  4. 쓰레기의 모든 새끼에 대한 수술을 완료 한 후, 어머니의 둥지로 돌아 오기 전에 어머니의 침구와 배설물로 새끼를 섞는다.
    참고 : 일반적으로, ICR / CD-1 마우스는 더 나은 위탁 C57BL / 6보다 어머니,하지만 심지어 같은 유전 적 배경의 간호 어머니 사이는, 육성 본능에 따라 다릅니다. 간호 어머니를 변경하면, 산모의 잠식에 의해 사망​​률을 감소 간호 어머니 P0 새끼를 제거한 다음 (P1)에 혀끝의 절제술을 수행 할 필요가있는 경우. 만 허위 조작이나 혀끝의 연구를 수행새끼의 한 쓰레기에서 esection, 혼합 가짜 수술 새끼가 새끼 6 수술 군의 생존율을 감소 할 수 있기 때문이다.

5. 수술 후 분석

  1. 하루 수술 후, 새끼를 모니터링하고 가짜 수술 군 간의 차이가 없다는 것을 확인하고 생존율을 측정하는 새끼의 개수를 카운트. 수술이 적절하게 수행되는 경우, 생존율은 가짜 수술 군 모두에서 유사한 60 % 이상이어야한다.
  2. 심장 격리 및 고정.
    1. 일 1에서 새끼 자궁 전위에 의해 사망​​ 보장과 이산화탄소에 의해 참수하고 21 일 후 수술을 통해 2 후 수술을 안락사, 다음 70 % 알코올 준비를 사용하여 가슴을 청소합니다.
    2. 가슴의 중간 선 피부와 근육을 절개 한 후 가슴을 엽니 다.
    3. 흉강에서 전체의 마음을 절제하고 4 % 파라 포름 알데히드의 O / RT에서 N 5ml에 각 샘플의 전체 마음을 고정한다.
  3. 다음날, 70 % 에탄올로 샘플들을 전달. 샘플은 파라핀 삽입하기 전에 일주까지 저장할 수 있습니다.
  4. 슬라이스는 5 μm의 두께의 파라핀 전체 심실을 통해 섹션과 회생 응답 5, 7을 검토 표준 헤 마톡 실린 및 에오신 (H & E)과 메이슨의 트리 크롬 염색을 수행한다. 특히, H & E 염색은 근육의 교체를 검토하는 데 사용되며 메이슨의 트리 크롬 염색이 사용됩니다 섬유 성 반응 (5)을 조사한다.
  5. 관심의 영역을 선택하여 수동으로 슬라이드 스캐너를 사용하여 샘​​플 당 적어도 세 초점을 설정합니다. 이미지 및 디폴트 매개 변수와 제조자의 지시에 따라 40 × 배율에서 염색 슬라이드를 분석한다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

마우스 새끼는 1, 2, 이십일일 후 치근단 절제술을 안락사시키고, 그들의 마음을 H & E 및 메이슨 트리 크롬 염색의 수집 하였다. 메이슨의 트리 크롬 염색 블루 색상은 심 외막 세포 외 기질 (5)의 증착을 나타냅니다. 도 1a에 도시 된 바와 같이 성공적인 치근단 절제술, 혈병을 효과적으로, LV 일일 후 치근단 절제술을 밀봉하도록 형성된다. 혈액 응고 초기 심장 섬유화의 점진적인 흡수가 관찰되고, 심근의 완전한 재생이 이십일일 치근단 절제술 후 (그림 1B 및 C)를 배치한다 때까지 심근 조직으로 대체가 발생합니다. 형태 학적 분석은 이십일일 수술 후 (그림 1C와 D)에서 절제와 가짜로 작동하는 마음 사이에 차이점을 보여줍니다.

figure-results-1
...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

심장 재생은 심부전의 치료 및 예방 가능성을 보여줍니다1, 2. 동물 모델은 필수 불가결하며 심장 재생이 어떻게 발생하는지 이해하는 데 중요한 역할을 합니다3-6. 많은 양서류와 어류는 부상에 대한 반응으로 심장 조직을 재생하여 인간 심혈관 질환에 대한 이해에 대한 통찰력을 제공합니다13, 14. 그러나 진화 측면에서 병태생리학은 마우스 모델과 인간 사이에서 더 보존되어야 합니다. 포유류 동물 모델의 심장 재생은 심부전 치료에 대한 비교적 새롭지만 급성장하는 연구 분야입니다3-6.

최근 신생아 마우스의 심장 재생 연구에서 정점 절제술과 심근경색술이라는 두 가지 외과적 접근법이 확립되었습니다6. 치근단 절제술은 심근 세포의 손실 및/또는 손상에 대한 비교적 쉽고 직접적인 모델을 제공하지만, 심근경색에 비해 치근단 절제술의 주요 한계는 높은 사망률로 인해 이 수술 방법을 P7 이상으로...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

이 기사에 대한 출판 비용은 박사 지앤 허우에 파인 과학 도구의 선물 후원했다.

감사의 글

저자는 박사 감사합니다. 제임스 호킨스, 국립 심장, 폐에서 즈 - 사이 유와 법사 숨어 및 마우스 수술 준비와 파라핀 섹션의 염색과의 도움을 혈액 연구소 (NHLBI). 저자는 편집 지원에 대한 NIH 휄로우 편집위원회에 감사드립니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
가위가 있는 Olsen-Hegar 바늘 홀더, 1.5mmFine Science Tools12002-12
Vannas Spring Scissors - 2mm Cutting EdgeFine Science Tools15000-03홍채 절제술 가위
핫 비드 살균기Fine Science Tools18000-45
홍채 집게, 직선, 톱니 모양의Fine Science Tools11064-07
홍채 집게, 곡선, 톱니 모양의정밀 과학 도구11065-07
시어 가위 - 곡선/둔기/12cm정밀 과학 도구14105-12
원형 핸들 봉합사 묶는 집게, 직선미세 과학 도구18025-12
원형 핸들 반나스 스프링 가위정밀 과학 도구15400-12
미세 지혈정밀 과학 도구13007-12
확대Luxolamp CorpIM120 
난방 램프Brandt Equipment llc51152/3
6-0 Prolene 봉합사Ethicon8889H
피부 접착제-Vetbond 조직 접착제 3M 1469
멸균 면 팁 애플리케이터Dynarex4305
WEBCOL 알코올 준비 패드Covidien6818중간 2 PLY, 200/BOX, 70% 이소프로필 알코올
큐리티로 포화 다목적 스폰지Covidien9024비직물 4 PLY, 4"x4" (10.2cm× 10.2cm)
벤치탑 보호시트KIMTECH SCIENCE754618" x 19.5" (45.72cm x 49.53cm) x 50
0.9% 염화나트륨, 250ml호스피라NDC 0409-6138-22
Betadine 솔루션 SwabsticksPurdue Products LPNDC 67618-153-03
오토클레이브TOMY 디지털 생물학SX-700고압 증기 살균기
슬라이드 스캐너HAMAMATSUNanoZoomer 2.0-RS

참고문헌

  1. Lin, Z., Pu, W. T. Strategies for cardiac regeneration and repair. Sci Transl Med. 6, 231-239 (2014).
  2. Xin, M., Olson, E. N., Bassel-Duby, R. Mending broken hearts: cardiac development as a basis for adult heart regeneration and repair. Nat Rev Mol Cell Biol. 14, 529-541 (2013).
  3. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R. Turning back the cardiac regenerative clock: lessons from the neonate. Trends Cardiovasc Med. 22, 128-133 (2012).
  4. Porrello, E. R., Olson, E. N. A neonatal blueprint for cardiac regeneration. Stem Cell Res. 13, 556-570 (2014).
  5. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331, 1078-1080 (2011).
  6. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nat Protoc. 9, 305-311 (2014).
  7. Allen, T. C. Armed Forces Institute of Pathology. Hematoxylin and eosin. Laboratory methods in Histotechnology. Prophet, E. B., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. , American Registry of Pathology. Washington DC. 53-58 (1992).
  8. Andersen, D. C., Ganesalingam, S., Jensen, C. H., Sheikh, S. P. Do neonatal mouse hearts regenerate following heart apex resection? Stem cell reports. 2, 406-413 (2014).
  9. Kotlikoff, M. I., Hesse, M., Fleischmann, B. K. Comment on 'Do neonatal mouse hearts regenerate following heart apex resection?'. Stem cell reports. 3, 2(2014).
  10. Sadek, H. A., et al. Multi-investigator letter on reproducibility of neonatal heart regeneration following apical resection. Stem cell reports. 3, 1(2014).
  11. Andersen, D. C., Jensen, C. H., Sheikh, S. P., et al. Response to Sadek et al. and Kotlikoff et al. Stem cell reports. 3, 3-4 (2014).
  12. Phifer, C. B., Terry, L. M. Use of hypothermia for general anesthesia in preweanling rodents. Physiol Behav. 38, 887-890 (1986).
  13. Laflamme, M. A., Murry, C. E. Regenerating the heart. Nat Biotechnol. 23, 845-856 (2005).
  14. Laflamme, M. A., Murry, C. E. Heart regeneration. Nature. , 326-335 (2011).
  15. Jesty, S. A., et al. c-kit+ precursors support postinfarction myogenesis in the neonatal, but not adult, heart. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 13380-13385 (2012).
  16. Gonzalez-Rosa, J. M., Martin, V., Peralta, M., Torres, M., Mercader, N. Extensive scar formation and regression during heart regeneration after cryoinjury in zebrafish. Development. 138, 1663-1674 (2011).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

태그