이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.

방법 논문

플라즈마 응고는 큰 동물 모델에서 에서 Vivo에서 간 조직에의 평가

8.1K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/57355

⸱

2018년 8월 4일

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Bonn, 2Institute for Laboratory Animal Science & Experimental Surgery, RWTH Aachen University, 3Department of Anesthesiology, RWTH Aachen University

이 논문에서

요약

여기 선물이 비보에간 조직에 플라즈마 응고를 실험적으로 평가 하는 프로토콜. 돼지 모델에서 미세 레이저 도플러 검사, 응고 깊이 조직학 측정, 온도 적외선 온도계와 열감지 카메라와 덕트 씰링 효과 의해 응고 사이트에서 버스트 압력에 의해 문서화 실험입니다.

초록

플라즈마 응고 electrocautery의 형태로 나중 단계에서 출혈을 방지 하기 위해 주요 hepatectomy 후 큰 간 잘라 표면 밀봉 수십 년 간 수술에 사용 됩니다. 간 조직에 플라즈마 응고의 정확한 효과 가난 하 게 검사 합니다. 우리의 돼지 모델에서 응고 효과 임상 응용 프로그램에 가까운 시험 될 수 있다. 결합 된 레이저 도플러 유량 계 및 분 광 광도 계 문서 미세 변경 8 m m 조직 깊이에서 응고 하는 동안 noninvasively, 주관적인 임상 인상 넘어 hemostasis에 대 한 정량 정보를 제공 합니다. 응고 사이트에서 온도 응고 하는 동안 적외선 온도계 사전 및 사후 응고와 열감지 카메라 평가, 가스 빔 온도 측정 소자의 상한값 때문에 가능 하지 않습니다. 응고의 깊이 되며/오신 교정 후 개체 마이크로미터 섹션을 물 들일에 현미경으로 측정 되 고 전원 설정-응고 깊이 관계에 대 한 정확한 정보를 제공. 그것은 큰 혈관을 밀봉 하기 위하여 플라즈마 coagulator 불가능으로 씰링 효과 담 관에 시험 된다. 버스트 압력 실험 수행 됩니다 밖으로 배제 혈압 explanted 장기 효과 관련.

서론

아르곤 플라즈마 응고 (APC) 3 년간1,2보다 더 복 부 수술에서 널리 사용 되는 악기 이다. 그것은 이차 hemostasis의 성취에 대 한 표준 기술 간 씰링 하 여 주요 hepatectomy 잘라 나중 출혈3을 방지 하기 위해 표면. 플라즈마 응고는 이온화 가스의 아크를 통해 전기 에너지를 전달 하는 고주파 electrocautery의 특수 형태 이다. Monopolar electrothermal hemostasis, 제공이 비접촉 기술 조직4에 충실 하는 전극 방지의 이점이 있다. 이온화 가스 빔 자동으로 낮은 전기 저항 지역으로 이동 하 고 아직 포장해 다른 지역에 건조로 인해 저항 상승 때 멀리 설정 되어. 이 응고5,6의 균일 한 제한 된 깊이 생성합니다. 응고 효과 영향을 미치는 요소는 활성화 시간, 응고 장치 및 조직에는 프로브에서 거리의 전원 설정. 헬륨은 플라즈마 응고7사용할 수 있는 다른 캐리어 가스 이다. 최근 임상 연구에 집중된 임상 결과 보다는 조직학 및 기능적인 결과3,8,9, 체 외에서 조사10에 초점을 맞춘 실험 연구 하면서 또는 격리 끼얹는다 장기11에 실험.

기본 프로토콜 돼지에 인간 표준 장비를 사용 하 여 임상 응용에 가까운 큰 동물 모델에서 플라즈마 응고의 효과의 연구를 수 있습니다: 레이저 도플러 유량 계에 의해 미세 noninvasively 평가 및 분 광 광도 계,이 표시12,13표준 임상 도구입니다. 응고 하는 동안 온도 변화를 적외선 온도계와 열감지 카메라 모니터링 된다. 조직학 되며/오신의 조직 샘플의 수확 후 섹션 스테인드 응고의 깊이 측정 됩니다. 이차 hemostasis에 대 한 다른 방법 가진 비교에 대 한 파열 압력 실험 수행 됩니다. 앞에서 설명한 기법14, 달리 이러한 혈압 제외 explanted 장기에 실시 하는 효과 관련. 플라즈마 응고의 로컬 효과에 설명된 조사, 뿐만 아니라 돼지 모델에서 또한 표준 혈액 검사를 맡아 수 있다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

동물 연구로 원리의 실험실 동물 관리 (건강의 국가 학회 간행물 출간: 8, 2011 년) 독일 입법에 의해 경 세 하는 규칙을 따라 했다. 공식 허가 정부 동물 관리 사무실 (Landesamt 위한 Natur, Umwelt und Verbraucherschutz 노르 트 베스트 팔 렌, Recklinghausen, 독일)에서 부여 됩니다.

1입니다. 동물

  1. 열린 감 금 소에 여성 독일 landrace 돼지 (25-30 kg 무게)를 사용 합니다.
  2. 그룹 (아르곤과 헬륨) 당 5 동물을 사용 합니다.
  3. 실험 하기 전에 적어도 1 주일에 대 한 환경에 순응을 동물 허용. 물에 대 한 무료 액세스와 함께 수술 이전 24 시간에 대 한 빠른 동물.

2입니다. 마 취

  1. Premedicate 동물 마 취 제 (15 mg/kg 몸 무게 [BW]), xylazine (10 mg/kg BW), 및 아트로핀 (0.1 mg/kg BW) 근육 주사와 마 취의 유도 하기 전에 10 분.
  2. 주변 정 맥 접근 배치 22 게이지 정의 귀 정 맥에 의해 설정 됩니다.
  3. Propofol 2 mg/kg 체중의 i.v. 주입 하 여 전신 마 취를 유도.
  4. 부정사 위치에 동물을 놓고 2 cm. 피하 조직의 무딘 준비를 통해 정 맥 찾기의 길이 jugular 홈에 경도 피부 절 개를 수행 합니다. 정, 다음 Seldinger 와이어를 삽입 합니다.
  5. 정을 철회 하 고 가이드를 통해 14 백. 카 테 터를 삽입 합니다. 가이드 와이어를 철회. 카 테 터는 내선 번호로 연결 하 고 스트랩 또는 봉합 하 여 카 테 터를 흥분 시키는.
  6. 바로 후 두 경 삽입를 혀 밖으로 당기고. 풀 다운은 후두개는 후 두 경의 팁을 사용 합니다. 성 대를 통해 튜브를 삽입 합니다. Glottis 아래 갑을 놓고 팽창 합니다.
  7. 36와 42 mm Hg 사이 끝 갯벌 부분 탄소 이산화 긴장을 유지 하 20-26 호흡/min과 10 ml/kg의 해 일 볼륨에서 40% 산소로 환기.
  8. 1-1.5%의 농도에서 isoflurane와 3-4 µ g/k g/h의 농도에 펜타닐 마 취를 유지 합니다.
  9. 4 mL/kg의 초기 속도로 벨의 젖 산 솔루션 공급/h, 8 mL/kg의 일정 한 주입 속도에 개복 술 후 증가/h.

3. 수술 및 플라즈마 응고

  1. 표준 수술 테이블에 부정사 위치에 동물을 배치 합니다.
  2. 표준 외과 살 균 제를 적용 하 여 피부를 소독 (2-프로 판 올 45 g/100 g, 1-프로 판 올 10 g/100 g, 비페닐-2-ol 0.2 g/100 g) 3 번 수술 면봉으로.
  3. 메스와 액을 넓은 중간 선 개복 술 칼 프로세스에서 수행 하 고 외과 견인 기를 설치.
  4. 플라즈마 응고 장치에 스위치, 아르곤 또는 헬륨 가스 병 사용된 캐리어 가스에 따라 오픈. 원하는 대로 3 L/분 선택 응고 장치 출력 전력에 가스 흐름을 조정 합니다.
    참고: 두 노블 가스, 아르곤 또는 헬륨, 플라즈마 응고에 대 한 사용할 수 있습니다. 응고 효과 비교할 수 있습니다. 자세한 내용은 참조7 를 참조 하십시오.
  5. 앞에서 설명한7왼쪽된 간 엽에 플라즈마 응고를 수행 합니다. 티타늄 형 (사각 조리개 1 x 1 c m2)를 사용 하 여 응고 영역을 표준화. 5 응고 프로브 거리 1 cm의 s. 5 mm (그림 1)의 coagulations 사이의 짧은 거리와 다른 전원 설정을 coagulations는 수행할 수 있습니다.
  6. 간의 수확에 대 한 모든 인 대 연결 간을 나눕니다. 분리 하 고 문맥 및 일반적인 담 관의 긴 부분을 떠나 우수한 십이지 장 굴곡 위 간 작은 꽃 자루를 나눕니다. 위와 간 아래 caval 정 맥을 분할 하 고 기관 검색.
  7. 간, 수확 후 돼지 0.16 g/kg BW pentobarbital i.v. 관리에 의해 안락사 되었다.
  8. 버스트 압력 실험에 대 한 날카로운가 위 왼쪽된 중간 간 엽의 절반을 resect. 플라즈마 응고 컷 (100W 출력) 표면 또는 섬유 소 실 란 트 (그림 2)와 함께 잘라 표면 밀봉.

4. 미세 측정

참고: 레이저 도플러 분광학은 적혈구의 움직임으로 인 한 도플러 이동 측정을 통해 조직에 혈액 흐름을 확인할 수 있습니다. 레이저 신호 이동 적혈구의 수와 상관 한다. 레이저 도플러 분광학 임상 사용 (예: 이식 의학)과 여러 번15확인.

  1. 레이저 도플러 유량 계 및 분 광 광도 계에 전환 합니다. 플랫 프로브를 사용 합니다.
  2. 흐름 및 속도 대 한 기준 측정을 가져가 라. 저장 하거나 값을 확인 합니다.
  3. 3.5에서 설명 된 대로 응고를 수행 합니다.
  4. 응고 사이트 및 측정 흐름 및 속도에 플랫 프로브를 배치 합니다. 다시 저장 하거나 값을 참고 합니다.
  5. Coagulator 장치의 모든 전원 설정에 대 한 반복 합니다.

5. 온도 측정

  1. (열감지 카메라, 노트북, 및 적외선 온도계)에 시스템을 전환 하 고 측정을 수행 하기 전에 적어도 1 시간 동안 실행 하자.
  2. 초점을 조정 하 고 응고 사이트에 열감지 카메라에 프레임을 봅니다. 20 보다 더 큰 온도 해상도 1024 x 768 픽셀의 해상도와 적외선 시퀀스를 검출 될 수 있다 mK. 고려, 그 응고와 주변 조직의 지역-열 전달에 의해 영향을-보기 중간에 위치 하 고 있습니다.
    참고: 그것은 가능한 최적 공간 해상도 대 한 프레임의 픽셀을 포함 해야 합니다.
  3. 2 분 동안 열감지 카메라와 함께 간 표면에 플라즈마 coagulator과 응고 과정을 기록 합니다.
  4. 온도 기록 분석 소프트웨어와 함께 이미지 시퀀스 분석: 관심의 영역을 정의.
    참고: 소프트웨어 시간 해당 평균 온도 과정을 계산합니다.

6. 응고 깊이 측정

  1. 날카로운가 위 왼쪽된 중간 간 엽 수확.
  2. 1 cm 두께가 응고 사이트를 삭제할. 추가 처리를 위해 3 m m 두꺼운 경도 세그먼트를 잘라.
  3. 밤새 중립 10%와 4 ° C에서 수정 조직 샘플 버퍼링 말린. 열 용융 점 이상 2 ° C 파라핀 하 고 분할 영역을 포함. 프로세스 하룻밤입니다.
  4. 되며/오신 얼룩을 수행 합니다.
    1. Deparaffinize 및 이후 2에 담거 서 조직을 수 화 x 크 실 렌, 100% 에탄올 (EtOH), 95 %EtOH, 70 %EtOH, 이온된 H2O 2 분.
    2. 3 분 위한 마이어의 되며 솔루션 조직 샘플을 얼룩.
    3. 이제 5 분 동안 수돗물에 씻어.
    4. 3 분 오신 솔루션 조직 얼룩.
    5. 3 분 2 x EtOH 95% 그리고 크 실 렌에 린스. 표준 설치 매체와 함께 탑재.
  5. (현미경 연결 된 카메라, 이미징 소프트웨어)에 시스템을 전환 합니다. 40 X 확대와 함께 모든 섹션을 보기.
  6. 40 X의 확대는 개체 마이크로미터의 이미지를 가져가 라. 재조정 목표 창에서 버튼을 누릅니다. 수동 보정을 선택 합니다. 100 µ m. 대화 상자에서 m m 입력 0, 1 마이크로미터 이미지에 라인을 그릴 하 고 확인을 누릅니다.
  7. 보기에서 길이 선택 > 분석 컨트롤 > 주석 및 측정 창. 마우스로 응고 여백에 간 표면에서 측정 합니다. 내보내기 또는 결과 참고. 같은 슬라이드에 다른 위치에 측정을 반복 합니다.
    참고: 응고 깊이 쉽게 정상적인 hepatocyte 코드와 수축 된 세포질, pyknotic 핵 및 출혈 영역 괴의 영역 사이의 날카로운 차이로 정상적인 간 조직에서 분화 될 수 있다.
  8. 두 측정의 평균을 계산 합니다.

7. 버스트 압력 측정

  1. (자동 펌프, 압력 미터)에 시스템을 전환 합니다. 3.7 단계에 따라 간 견본을 준비 합니다.
    참고: 3-방법-자 지를 통해 연결 된 두 개의 병렬 펌프를 사용 합니다. 1500 mm Hg의 최대 압력은 단일 펌프와 함께 얻을 수 없습니다.
  2. 햅 틱 작은 꽃 자루가 위 문맥, 일반적인 간 동맥 및 담 즙 덕트를 격리 합니다. 문맥 overholt 집게와 클램프와 monofil 봉합 4-0와 선. 일반적인 간 동맥 overholt 집게를 죄 십시오 그리고 monofil 봉합 4-0와 선.
  3. 일반적인 담 관으로 채널 16 카 테 터를 삽입 하 고 2-0 비단 봉합 사로 선. 자동 펌프 카 테 터를 연결, 압력 미터 (그림 3)와 함께 3 자 지를 설치 합니다.
  4. 식 염 수로 관류 주사기를 채우십시오.
  5. 99 mL/h의 배달 속도와 자동 펌프를 시작 합니다.
  6. 버스트 압력 누설 및 기록에 대 한 잘라 간 표면과 압력 미터를 모니터링 합니다.
    참고: 누설의 더 쉬운 인식을 위해 특허 블루는 식 염 수 (2 mL 특허 블루 + 18 mL 식 염 수)을 추가할 수 있습니다. 버스트 압력 압력 미터에 압력의 손실의 시간을 주의 하 여 관찰 하는 것이 쉽습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

미세: 플라즈마 응고 다음 hemostasis 위한 진단 장치를 활용 하 여 미세 혈관 변화에 의해 설명할 수 있습니다. 142.7 ± 76.08의 기준 값에서 모 세관 혈액 흐름 (임의의 단위 (AU)로 표시) 감소 57.78 ± 49.57 하는 누구나 48.5 ± 7.26에 25 W 장치 출력 전력, AU AU 50 W와 5.04 ± 1.31 AU 100 W (그림 4).

온도: 열감지 카메라 (그림 5)와 함께 응고 사이트에서 온도 측정 했다. 단지 사소한 온도 변화를 적외선 온도계로 문서화 되었다. 그것은 보여주었다 32.42 ±의 기준 온도 2.27 ° c. 25 W 응고, 후 온도 33....

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

설치류 모델 간 수술에 대 한 오랜 시간16에 대 한 설정 됩니다. 그럼에도 불구 하 고, 큰 동물 모델 특정 이점을 제공:로 적용할 수 있는 인 간에 대 한 표준 수술 장비, 수술 기법 비교 임상 사용 표준 임상 평가 방법 수 없음 microsurgical 장비 필요 전송 실험. 예를 들어 표준 임상 혈액 검사 특별 한 실험실 테스트 방법 (그림 10)에 대 한 필요 없이 수행할 수 있습니다.

돼지는 심폐 연구에 대 한 적절 한 실험실 동물 그들의 생리학에 대 한 유사 인간17. 크기, 단편 구조 및 조직학 유사성 때문에 돼지는 또한 실험적인 간 수술18에 대 한 표준 실험실 동물 중 하나. 플라즈마 응고는 혜택 (유사 인간 생리학 및 표준 임상 장비 평가)7

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

저자는 공개 없다.

감사의 글

저자 아무 승인 있다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
자일라진 20 mg/mLVetoquinol GmbHXylapan
케타민 100 mg/mLCeva GmbHCeva 케타민 주사
아트로핀 100 mg / 10 mLDr. Franz Kö hler Chemie GmbH아트로핀설파트 Kö hler 100mg 앰프.
프로포폴Fresenius Kabi GmbH프로포폴 1% MCT Fresenius
펜타닐KG Rotexmedica GmbH펜타닐 0,5mg Rotexmedica
IsofluraneAbbot GmbHForene 100% (V/V) 250 mL
Ringer's lactate solutionBaxter Deutschland GmbH나트륨 131mmol/l, 칼륨 5 mmol/l, 칼슘 2 mmol/l, 클로라이드 111 mmol/l, 젖산 29 mmol/l
외과 disinfactantSch ü LKE & Mayr GmbHKodan Tinktur forte gefä rbt 1l 104804
전동 현미경Nikon Instruments EuropeEclipse TE2000-E
현미경 카메라Nikon Instruments EuropeDigitalsight DS-Qi1Mc
이미징 소프트웨어Nikon Instruments EuropeNIS 요소 Vers. 4.40
플라즈마 응고기Sö ring GmbHCPC-1000
아르곤 가스Linde AG아르곤 4.8 
헬륨 가스Linde AGHelium 4.8
O2CLEA Medizintechnik GmbHO2C 버전 1212LF-2 또는 LF-3 프로브 포함
) 적외선 온도계VoltcraftVOLTCRAFT IR 260-8S
열화상 카메라InfraTec GmbHVarioCAM HD head 820
열화상 분석 소프트웨어InfraTec GmbHIRBIS 3
Mayer의 Hematoxylin 솔루션Merck 1.09249
Eosin 솔루션VWR International GmbHMerck 1.09844
롤러 펌프 Masterflex L / S easy LoadCole-Parmer Instrument Company모델 7518-10
PerfusorpumpB. Braun Melsungen AGPerfusor secura FT
디지털 압력 미터Greisinger 전자GMH 3161
퍼퓨저 린지, 50 mLB. 브라운 Melsungen AGREF 8728810 F
퍼퓨저 라인, 유형 IV 표준, PVC 루어 잠금B. 브라운 Melsungen AGREF 8722960
3-Way 스톱콕, Dicofix C35CB. Braun Melsungen AGREF 16494 C
실크 2-0. 3 미터ResorbaREF H5F
Vicryl 4-0 SutupakEthiconV1224H
NaCl 0.9 %B. 브라운 Melsungen AG
(

참고문헌

  1. Link, W. J., Incropera, F. P., Glover, J. L. A plasma scalpel: comparison of tissue damage and wound healing with electrosurgical and steel scalpels. ArchSurg. 111, 392-397 (1976).
  2. Kwon, A. H., Inui, H., Kamiyama, Y. Successful laparoscopic haemostasis using an argon beam coagulator for blunt traumatic splenic injury. EurJSurg. 167, 316-318 (2001).
  3. Frilling, A., et al. Effectiveness of a new carrier-bound fibrin sealant versus argon beamer as haemostatic agent during liver resection: a randomised prospective trial. Langenbecks ArchSurg. 390, 114-120 (2005).
  4. Raiser, J., Zenker, M. Argon plasma coagulation for open surgical and endoscopic applications: state of the art. J Phys Appl Phys. 39 (16), 3520-3523 (2006).
  5. Farin, G., Grund, K. E. Technology of argon plasma coagulation with particular regard to endoscopic applications. EndoscSurgAllied Technol. 2, 71-77 (1994).
  6. Grund, K. E. Argon plasma coagulation (APC): ballyhoo or breakthrough? Endoscopy. 29, 196-198 (1997).
  7. Glowka, T. R., Standop, J., Paschenda, P., Czaplik, M., Kalff, J. C., Tolba, R. H. Argon and helium plasma coagulation of porcine liver tissue. J Int Med Res. , (2017).
  8. Dowling, R. D., Ochoa, J., Yousem, S. A., Peitzman, A., Udekwu, A. O. Argon beam coagulation is superior to conventional techniques in repair of experimental splenic injury. JTrauma. 31, 717-720 (1991).
  9. Go, P. M., Goodman, G. R., Bruhn, E. W., Hunter, J. G. The argon beam coagulator provides rapid hemostasis of experimental hepatic and splenic hemorrhage in anticoagulated dogs. JTrauma. 31, 1294-1300 (1991).
  10. Brand, C. U., Blum, A., Schlegel, A., Farin, G., Garbe, C. Application of argon plasma coagulation in skin surgery. Dermatology. 197, 152-157 (1998).
  11. Carus, T., Rackebrandt, K. Collateral tissue damage by several types of coagulation (monopolar, bipolar, cold plasma and ultrasonic) in a minimally invasive, perfused liver model. ISRNSurg. , 518924(2011).
  12. Bludau, M., Vallbohmer, D., Gutschow, C., Holscher, A. H., Schroder, W. Quantitative measurement of gastric mucosal microcirculation using a combined laser Doppler flowmeter and spectrophotometer. DisEsophagus. , (2008).
  13. Beckert, S., Witte, M. B., Konigsrainer, A., Coerper, S. The impact of the Micro-Lightguide O2C for the quantification of tissue ischemia in diabetic foot ulcers. Diabetes Care. 27, 2863-2867 (2004).
  14. Erdogan, D., de Graaf, W., van Gulik, T. M. Adhesive strength of fibrinogen-coated collagen patch or liquid fibrin sealant in an experimental liver resection model in pigs. Eur Surg Res Eur Chir Forsch Rech Chir Eur. 41 (3), 298-302 (2008).
  15. Knobloch, K., et al. Microcirculation of the sternum following harvesting of the left internal mammary artery. ThoracCardiovascSurg. 51, 255-259 (2003).
  16. Kanzler, S., et al. Recommendation for severity assessment following liver resection and liver transplantation in rats: Part I. Lab Anim. 50 (6), 459-467 (2016).
  17. Pehböck, D., Dietrich, H., Klima, G., Paal, P., Lindner, K. H., Wenzel, V. Anesthesia in swine optimizing a laboratory model to optimize translational research. Anaesthesist. 64 (1), 65-70 (2015).
  18. Nykonenko, A., Vávra, P., Zonča, P. Anatomic Peculiarities of Pig and Human Liver. Exp Clin Transplant Off J Middle East Soc Organ Transplant. 15 (1), 21-26 (2017).
  19. Fechner, G., von Pezold, J., Luzar, O., Hauser, S., Tolba, R. H., Müller, S. C. Modified spectrometry (O2C device) of intraoperative microperfusion predicts organ function after kidney transplantation: a pilot study. Transplant Proc. 41 (9), 3575-3579 (2009).
  20. Patterson, E. J., Scudamore, C. H., Owen, D. A., Nagy, A. G., Buczkowski, A. K. Radiofrequency ablation of porcine liver in vivo: effects of blood flow and treatment time on lesion size. AnnSurg. 227, 559-565 (1998).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

태그

플라즈마 응고는 큰 동물 모델에서 에서 Vivo에서 간 조직에의 평가
문의하기
사서에게 추천하기

개인정보

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.