방법 논문

마우스에 있는 우심실 시스템 및 저산소증 유도된 폐 동맥 고혈압을 위한 침략적인 혈역학 평가

DOI:

10.3791/60090

⸱

2019년 10월 24일

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Beijing Key Laboratory of Pre-clinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Laboratory Animal Center, Peking University, 3Center of Cardiac Surgery for Adults, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

여기에서, 우리는 오픈 흉부 수술 접근법을 사용하여 마우스에 있는 우심실 및 폐 동맥의 침략적인 혈역학 평가를 능력을 발휘하는 프로토콜을 제시합니다.

초록

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

폐 동맥 고혈압 (PAH)는 만성 및 심한 심폐 장애입니다. 마우스는이 질병을 모방 하는 데 사용 하는 인기 있는 동물 모델. 그러나, 우심실 압력의 평가 (RVP) 및 폐 동맥 압력 (PAP) 쥐에 기술적으로 도전 남아. RVP와 PAP는 좌우 심장 시스템 사이의 해부학적 차이 때문에 좌심실 압력보다 측정하기가 더 어렵습니다. 이 백서에서는 건강한 PAH 마우스를 사용하여 안정된 우심혈역학 측정 방법과 그 유효성 검사를 설명합니다. 이 방법은 오픈 가슴 수술 및 기계 환기 지원을 기반으로합니다. 그것은 닫힌 가슴 절차에 비해 복잡한 절차입니다. 이 수술에 잘 훈련 된 외과 의사가 필요하지만,이 절차의 장점은 동시에 RVP및 PAP 매개 변수를 모두 생성 할 수 있다는 것입니다, 그래서 PAH 모델의 평가를위한 바람직한 절차입니다.

서론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

폐 동맥 고혈압 (PAH)은 작은 폐 동맥의 세포 증식 및 섬유증에 의해 유발되는 폐 동맥 압력 (PAP) 및 우심실 압력 (RVP)의 상승과 만성 및 심한 심폐 장애입니다. 1. 또한 스완 간츠 카테터라고 폐 동맥 카테터2,일반적으로 RVP와 PAP의 임상 모니터링에 사용됩니다. 또한, 무선 PAP 모니터링 시스템은 임상적으로3,4,5를사용되어 왔다. 마우스에서 연구를 위한 질병을 모방하기 위하여는, 저산소 환경은 PAH6의인간적인 임상 표현을 시뮬레이션하기 위하여 이용됩니다. 동물에서 PAP의 평가에서, 큰 동물은 인간 피험자와 동일한 기술을 사용하여 폐 동맥 카테터를 통해 상대적으로 모니터링하기 쉽지만, 쥐와 마우스와 같은 작은 동물은 작은 체형 때문에 평가하기가 어렵습니다. 마우스에서 우심실 시스템의 혈역학 측정은 초소형 1 Fr 카테터7로가능합니다. 마우스에서 RVP 및 PAP를 측정하는 방법은 문헌8,9에보고되었지만, 방법론은 상세한 설명이 부족하다. RVP와 PAP는 좌우 심장 시스템 사이의 해부학적 차이 때문에 좌심실 압력보다 측정하기가 더 어렵습니다.

동일한 마우스에서 PAP 및 RVP 매개 변수를 모두 얻으려면 오른쪽 심장 혈역학 측정을 위한 개방형 흉부 수술 기반 접근법, 건강 및 PAH 마우스와의 검증, 복잡한 오픈 가슴 동안 인공 데이터 생성을 방지하는 방법에 대해 설명합니다. 수술. 이 기술은 잘 훈련 된 외과 의사에 의해 가장 잘 수행되지만, 동일한 마우스에서 PAP 및 RVP를 평가 할 수있는 장점이 있습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

동물 프로토콜은 후와이 병원, 중국 의학 아카데미, 북경 연합 의과 대학 (NO.0000287)의 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 검토되고 승인되었습니다. 실험동물은 중국의 동물복지 지침에 따라 사육되고 먹이를 주었다.

참고: 8-12주령의 수컷 C57BL 마우스는 12시간 암/12시간 광주기를 가진 환경에 보관하였다. PAH 마우스는 10%의 산소 농도 하에서 4주 동안 보관되었고, 산소 조절 저산소증 챔버에 의해 유지되어 폐 고혈압을 유도하고, 대조군 마우스는 동일한 조건하에서 실내 공기(21%의 산소)에 보관하였다. RVP 및 PAP 측정은 저산소증 도전의 4 주 끝에 수행되었다.

1. 수술 전 준비

  1. 혈역학 실험 전에 적어도 30 분 동안 실온에서 0.9 % 식염수로 압력 트랜스듀서 카테터 (크기 : 1 Fr)를 담급니다.
  2. 0.22 μm 필터로 2,2,2-Tribromoethanol 용액을 걸레로 걸레로 4도 냉장고에 보관하십시오.
  3. 청소 수술 도구 및 수술 장갑과 같은 용품을 준비합니다.
  4. 카테터 세척을 위해 1.0% 소화 효소 용액 10 mL을 준비하십시오.
  5. 압력 트랜스듀서 카테터를 압력 부피 시스템에 연결합니다.
  6. 각 마우스에 대한 압력 측정을 얻기 전에 압력 변환기를 보정합니다.
    1. 교정 노브를 0mmHg 및 25mmHg로 돌려 데이터 수집 소프트웨어에 검증 압력 신호를 보내고 소프트웨어의 교정 설정을 구성합니다.
    2. 노브를 트랜스듀서로 돌리고 밸런스 노브를 베이스라인 0으로 조정합니다.
  7. 수술 중 체온 유지를 위해 표준 입체 현미경과 온도 조절 작은 동물 수술 테이블을 설정합니다.
  8. 수술 부위에 충분한 빛을 제공하기 위해 미세 수술을위한 빛 조명 시스템을 설정하십시오.

2. 오픈 가슴 수술 및 혈역학 측정

  1. 복강 내 (즉) 주사를 통해 2,2,2-트리브로모에탄올 250 mg/kg으로 마우스를 마취시다. 필요한 경우, 절차 중 원래 복용량의 1/3 에서 1/2에 보충 복용량을 반복.
  2. 면도기와 제모 로션을 사용하여 가슴과 목 털을 제거합니다(그림 1A, 2A).
  3. 수술 중 체온(37°C)을 유지할 수 있도록 온도 조절이 가능한 작은 동물 수술 테이블에 각 마우스를 고정합니다.
  4. 수술 부위를 70 % 에탄으로 청소하십시오.
  5. 마취가 시행되면 발가락 핀치를 사용하여 적절한 마취 유도를 확인하십시오.
  6. 목 피부에 중간 선을 절개합니다(그림 1A).
  7. 곡면 집게를 사용하여 골격 근육을 해부하고 기관을 노출(그림 1B, 1C).
  8. 수정된 22 G 정맥 외피 카테터를 사용하여 입을 통해 삽관을 수행합니다. 튜브가 집게를 사용하여 기관에 있는지 확인합니다(그림1D).
  9. 튜브를 작은 동물 인공 호흡기에 연결합니다. 계산 및 인공호흡기 사용자 매뉴얼10에따라 체중에 따라 호흡 속도 및 조수 부피를 설정합니다. 예를 들어, 설명된 계산에 따라 30g 마우스에 대해 호흡 속도를 133/min 및 조석 부피를 180 μL로 설정합니다.
  10. 테이프를 사용하여 환기를 위해 튜브를 고정합니다.
  11. 발가락 핀치를 사용하여 적절한 마취 유도를 확인하십시오.
  12. 가슴 피부에 중간 선 절개를하고 소작 도구를 사용하여 가슴 근육을 조심스럽게 해부하십시오(그림 2B, 2C).
  13. 중간을 가로 질러 가위를 사용하여 흉골을 잘라 흉강을 노출(그림 2D).
  14. 오픈 가슴 수술 절차 동안 소작 도구를 사용하여 출혈을 방지 할 수 있습니다.
  15. 오른쪽 심실을 리트랙터로 노출합니다(그림2E).
  16. 식염수에 젖은 압력 트랜스듀서 카테터를 25G 바늘로 만든 작은 터널을 통해 오른쪽 심실로 삽입하여 RVP를 측정합니다(그림2F 및 그림 3A, 3C).
  17. 카테터 케이블을 잡고 폐 동맥과 동축 방식으로 폐 밸브를 교차합니다. 압력 파형을 관찰하고 안정적인 PAP 신호를 구한다(그림3B, 3D).
  18. 데이터 수집 시스템 및 소프트웨어를 사용하여 혈역학 데이터를 기록합니다.
  19. 최종 측정 후, 2,2,2-트리브로모에탄올 용액의 초과 용량의 i.p. 주입을 통해 마우스를 인간적으로 안락사시한다.
  20. 오른쪽 심장 시스템에서 카테터를 조심스럽게 제거하고 1% 소화 효소 용액을 함유한 1 mL 주사기에 넣습니다.
  21. 증류수를 사용하여 카테터를 조심스럽게 세척하고 원래 상자에 보관하십시오.

3. 혈역학에 대한 데이터 분석

참고: 혈역학 데이터는 분석 소프트웨어11(재료 표)을사용하여 기록 및 분석하였다.

  1. 각 마우스에 대해 노이즈 없이 최소 10회 연속적이고 안정적인 하트비트 주기를 선택하여 각 매개 변수에 대한 RVP 또는 PAP 데이터의 평균 데이터를 가져옵니다.
  2. 학생의 t-test를사용하여 일반 공기 조절 및 저산소증 그룹을 비교합니다. 참고: p< 0.05는 통계적으로 유의한 것으로 간주되었다. 데이터는 평균 ± SD로 표시됩니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

압력 트랜스듀서 카테터를 25 G 바늘로 팽창된 터널을 통해 우심실(도3A)에삽입하고, 전형적인 RVP 파형(도3C)을수득하였다. 카테터를 지속적으로 조정하고 천천히 진행시키고 폐 판막을 통과하면서 폐 동맥과 동일한 축으로 유지하였다(그림3B). 압력 센서가 폐 동맥에 성공적으로 삽입되었을 때, 특유의 이각 노치를 가진 전형적인 PAP 파형이나타났다(도 3D). 인공 데이터의 생성을 피하기 위해, 우리는 파형이 노이즈를 가지고 있는지 여부를 관찰(그림 4)또는 카테터의 제로 레벨이 표류했는지 여부(그림 5)....

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

기관 삽관은 열린 가슴 수술을위한 첫 번째 중요한 단계입니다. 쥐 또는 마우스와 같은 작은 동물을 위한 기관 삽관의 고전적인 방법은, 기관에 T 모양 절개를 만들고 기관에 Y형 기관 튜브를 직접 삽입하는 관련시킵니다. 실제로 이 방법은 작업 중에 쉽지 않다는 것을 알게 됩니다. Y형 기관 튜브는 작은 동물에게는 너무 크고 기관과 각도를 형성합니다. 따라서 튜브를 제자리에 고정하기가 어렵습니다. 또한, 일단 삽관 튜브 실수로 오픈 가슴 수술 중 기도에서 나온다, 그것은 일반적으로 기계적 환기 지원의 손실 때문에 동물 죽음결과. 따라서 피부에 절개를 하고, 근육층을 분리하여기관(도 1C)을노출시키고, 기관 튜브를 기도내로 직접 삽입하여피부(14)를 삽입하는 방법을 수정했습니다. 동물의 입. 기관 내의 튜브의 배치는 집게를 사용하여 기관을 클램핑하여 편리하게 확인할 수 있습니다

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

저자는 공개 할 것이 없다.

감사의 글

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 연구는 북경 연합 의과 대학의 대학원 교육 및 교육 개혁 프로젝트 (10023-2016-002-03), 후와이 병원 청소년 기금 (2018-F09), 그리고 전 임상 연구의 베이징 주요 연구소의 이사 기금에 의해 지원됩니다 심혈관 임플란트 재료에 대한 평가 (2018-PT2-ZR05).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
2,2,2-트리브로모에탄올시그마-알드리치T48402-5G마취용
동물 온도 조절기Physitemp Instruments, Inc.TCAT-2LV온도 제어용
해부 겸자Fine Science Tools, Inc.11274-20수술 용
쌍둥이 자리 소작 시스템쌍둥이자리 GEM 5917수술
용 정맥 카테터 (22G)BD 혈관381123삽관 용
LabChart 7.3AD 데이터분석
용 조명 시스템올림푸스수술
용 Mikro-Tip 카테터Millar Instruments, Houston, TXSPR-1000압력 측정용
Millar 압력-볼륨 시스템Millar Instruments, Houston, TXMVPS-300압력 측정용
O2 컨트롤러 및 저산소증 챔버BiospherixProOx 110만성 저산소증용
PowerLab 데이터 수집 시스템ADInstrumentsPowerLab 16/30데이터 기록용
가위파인 사이언스 도구, Inc.14084-08수술용
소동물 인공호흡기Harvard ApparatusMini-Vent 845수술용
실체현미경OlympusSZ61수술용
수술 테이프3M수술용
Terg-a-zyme 효소Sigma-AldrichZ273287-1EA카테터 세척용

참고문헌

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Humbert, M., et al. Advances in therapeutic interventions for patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 130 (24), 2189-2208 (2014).
  2. Chatterjee, K. The Swan-Ganz catheters: past, present, and future: a viewpoint. Circulation. 119 (1), 147-152 (2009).
  3. Adamson, P. B., et al. CHAMPION trial rationale and design: the long-term safety and clinical efficacy of a wireless pulmonary artery pressure monitoring system. Journal of Cardiac Failure. 17 (1), 3-10 (2011).
  4. Abraham, W. T., et al. Wireless pulmonary artery haemodynamic monitoring in chronic heart failure: a randomised controlled trial. The Lancet. 377 (9766), 658-666 (2011).
  5. Adamson, P. B., et al. Wireless pulmonary artery pressure monitoring guides management to reduce decompensation in heart failure with preserved ejection fraction. Circulation: Heart Failure. 7 (6), 935-944 (2014).
  6. Shatat, M. A., et al. Endothelial Kruppel-like Factor 4 modulates pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (3), 647-653 (2014).
  7. SPR-1000 Mouse Pressure Catheter. , Available from: https://millar.com/products/research/pressure/single-pressure-no-lumen/spr-1000 (2019).
  8. Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Measuring right ventricular function in the normal and hypertensive mouse hearts using admittance-derived pressure-volume loops. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 299 (6), 2069-2075 (2010).
  9. Skuli, N., et al. Endothelial deletion of hypoxia-inducible factor-2alpha (HIF-2alpha) alters vascular function and tumor angiogenesis. Blood. 114 (2), 469-477 (2009).
  10. Harvard Inspira Advanced Safety Ventilator User's Manual. , Available from: http://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Inspira_557058_9.pdf. (2019).
  11. LabChart. , Available from: https://www.adinstruments.com/products/labchart?creative=290739105773_keyword=labchart_matchtype=e_network=g_device=_gclid=CjwKCAjwxrzoBRBBEiwAbtX1n42I2S06KmccVncUHkmExU8KKOXXREyzx8bvTrxYMSze-ooE0atcbRoCliwQAvD_BwE (2019).
  12. Marius, M. H., et al. Definitions and diagnosis of pulmonary hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 62 (25), 42-50 (2013).
  13. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 184 (10), 1171-1182 (2011).
  14. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  15. Chen, W. C., et al. Right ventricular systolic pressure measurements in combination with harvest of lung and immune tissue samples in mice. Journal of Visualized Experiments. (71), 50023(2013).
  16. Ma, Z., Mao, L., Rajagopal, S. Hemodynamic characterization of rodent models of pulmonary arterial hypertension. Journal of Visualized Experiments. (110), 53335(2016).
  17. Chen, M. Berberine attenuates hypoxia-induced pulmonary arterial hypertension via bone morphogenetic protein and transforming growth factor-β signaling. Journal of Cellular Physiology. , (2019).
  18. Bueno-Beti, C., Hadri, L., Hajjar, R. J., Sassi, Y. The Sugen 5416/Hypoxia mouse model of pulmonary arterial hypertension. Experimental Models of Cardiovascular Diseases. Methods in Molecular Biology. vol 1816. Ishikawa, K. , Humana Press. New York, NY. (2018).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

이 JoVE 논문의 텍스트 또는 그림 재사용 허가 요청

허가 요청

태그

관련 논문