방법 논문

AC 전기영동을 이용한 비전이성(MCF-7) 및 비종양(MCF-10A) 유방암 세포 분리를 위한 미세유체 장치

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DOI:

10.3791/63850

⸱

2022년 8월 11일

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Foundation University Islamabad, 2College of Medical Technology, The Islamic University Najaf, 3Faculty of Mechanical Engineering, University of Tabriz, 4Department of Engineering Mathematics, University of Bristol, 5School of Life Sciences, University of Warwick

이 논문에서

요약

유방암 세포는 비종양 유방 상피 세포와 비교하여 다른 유전 특성을 나타냅니다. 이러한 유전 특성의 차이에 기초하여, 두 집단은 면역 요법 목적으로 분리 될 수 있다는 가설이 세워졌다. 이를 지원하기 위해 MCF-7 및 MCF-10A 세포를 분류하는 미세 유체 장치를 모델링합니다.

초록

이전기영동 장치는 외부 전기장을 적용하여 시료 부피에서 암세포의 분극 원리를 사용하여 표지가 없고 비용 효율적이며 견고하고 정확한 방식으로 암세포를 검출하고 조작할 수 있습니다. 이 기사는 세포 혼합물의 유체역학적 이전기영동(HDEP)을 사용하여 비전이성 유방암 세포(MCF-7) 및 비종양 유방 상피 세포(MCF-10A)의 고처리량 연속 분류에 미세유체 플랫폼을 활용하는 방법을 보여줍니다. HDEP 미세 유체 칩에서 미크론 크기의 갭으로 나란히 배치 된 두 전극 사이에 전기장을 생성함으로써, 비 종양 유방 상피 세포 (MCF-10A)는 밀어 낼 수 있으며, 주 채널 내부에서 음의 DEP를 나타내는 반면, 비 전이성 유방암 세포는 막 전도도보다 높은 전도성을 갖기 때문에 세포 배지에 현탁 될 때 영향을받지 않고 과정을 따릅니다. 이 개념을 입증하기 위해 다양한 배지 전도도 값에 대해 시뮬레이션을 수행하고 세포 분류를 연구했습니다. 파라메트릭 연구가 수행되었으며 적절한 세포 혼합물 전도도는 0.4S/m인 것으로 나타났습니다. 매체 전도도를 고정함으로써 0.8MHz의 적절한 AC 주파수가 설정되어 전기장 주파수를 변경하여 최대 분류 효율을 제공합니다. 입증된 방법을 사용하여 적절한 세포 혼합물 현탁액 전도도와 적용된 AC의 주파수를 선택한 후 최대 분류 효율을 달성할 수 있습니다.

서론

유방 조직 안팎에서 발생하는 악성 종양은 전 세계 여성에게 유방암의 빈번한 원인으로 심각한건강 문제를 일으킵니다1. 전이 전이 유방 종양은 조기에 발견하면 수술을 통해 치료할 수 있지만 무시하면 폐, 뇌 및 뼈로 퍼져 환자의 삶에 심각한 영향을 미칠 수 있습니다. 방사선 및 화학 기반 요법과 같이 후기 단계에서 제공되는 치료법에는 심각한 부작용이 있습니다2. 최근 연구에 따르면 유방암을 조기에 진단하면 사망률이 60%3 감소합니다. 따라서 개인화 된 조기 발견 방법을 모색하는 것이 필수적입니다. 이를 위해 다양한 과학 기술 분야에서 일하는 연구자들은 미세 유체 공학을 사용하여 유방암 조기 진단을위한 장치를 개발했습니다4. 이러한 방법에는 세포 친화성 마이크로 크로마토그래피, 자기 활성화 마이크로 세포 분류기, 크기 기반 암세포 포획 및 분리, 온칩 전기영동(DEP)5,6이 포함됩니다. 문헌에 보고된 이러한 미세유체 기술은 정밀한 세포 조작, 실시간 모니터링 및 잘 정의된 샘플의 분류를 가능하게 하며, 이는 많은 진단 및치료 응용 분야에서 중간 단계 역할을 합니다5. 이러한 분류 메커니즘과 미세 유체 공학의 통합은 표적 세포 7,8,9,10의 유연하고 신뢰할 수있는 조작을 제공합니다. 이러한 통합의 주요 장점 중 하나는 나노에서 마이크로리터 부피의 유체 샘플로 작업할 수 있고 샘플 유체의 전기적 특성을 조작할 수 있다는 것입니다. 미세유체 장치 내부의 부유 유체의 전도도를 조정함으로써, 생물학적 세포는 이들의 크기 및 유전 특성의 차이에 기초하여 분류될 수 있다(11,12).

이러한 기술 중에서 온칩 DEP는 생물학적 샘플의 전기적 특성을 이용하는 비표지 세포 분류 기술이기 때문에 종종 선호됩니다. DEP는 DNA 13, RNA 14, 단백질 15, 박테리아 16, 혈액 세포17, 순환 종양 세포 (CTC) 18 및 줄기 세포 19와 같은 바이오 샘플을 조작하는 것으로보고되었습니다. 생물학적 샘플을 분류하기 위해 DEP를 사용하는 미세유체 장치는 문헌20에 광범위하게 보고되었다. 생존 가능한 및 비생존 효모 세포를 분류하기 위한 저장소 기반 DEP 미세유체(rDEP) 장치는 전기화학 반응의 부작용으로부터 세포를 보호하는 것으로 보고되었다21,22. Piacentini 등은 97%23의 효율로 혈소판에서 적혈구를 분리하는 골진 미세유체 세포 분류기를 보고했습니다. 비대칭 오리피스 및 내장된 전극을 갖는 온칩 DEP 장치는 또한 생존 가능한 셀과 비-생존 가능한 셀(24)을 분류하는 것으로 보고되었다. Valero 및 Demierre 등은 채널25,26의 양쪽에 2 개의 미세 전극 어레이를 도입하여 성곽 된 미세 유체 세포 분류기를 변형시켰다. 이것은 채널 중앙에 세포를 집중시키는 데 도움이되었습니다. Zeynep 등은 백혈구27로부터 MCF7 유방암 세포를 분리 및 농축하기 위한 DEP 기반 미세유체 장치를 제시하였다. 그들은 7MHz의 주파수와 10-12Vpp 범위의 적용 전압으로 74%-98% 사이의 백혈구에서 MCF12 세포를 추출하는 효율성을 보고했습니다. 보충 표 1은 DEP 기반 미세유체 분류 장치의 설계, 전극 구성 및 작동 매개변수(인가 주파수 및 전압)를 기반으로 한 정성적 및 정량적 비교를 나타냅니다.

보다 최근에, 연구자들은 미세 유체 칩 (10,29) 내부의 유방 상피 세포 (MCF-10A)와 비 전이성 유방암 세포(MCF-7)의 유전 거동의 차이를 측정하려고 시도했다. Jithin et al. 또한 200MHz에서 13.6GHz30 사이의 주파수를 갖는 개방형 동축 프로브 기술을 사용하여 다양한 암 세포주의 유전 반응을 특성화했습니다. MCF-7 및 MCF-10A 세포주의 이러한 유전 반응의 차이는 런타임에 이들을 분리하기 위해 악용될 수 있으며 개인화된 초기 단계 진단 장치의 개발로 이어질 수 있습니다.

이 기사에서는 AC 이전기영동을 사용하여 비전이성 유방암 세포(MCF-7)와 비종양 유방 상피 세포(MCF-10A)의 제어된 분류를 시뮬레이션합니다. 전기장의 변화 영역은 미세 유체 칩 내부의 분류에 영향을 미칩니다. 제안된 기술은 구현하기 쉽고, 분류 기술을 다양한 미세유체 칩 레이아웃에 통합할 수 있게 한다. 전산 유체 역학 (CFD) 시뮬레이션은 세포가 현탁 된 유체 배지의 전도도를 변화시켜 비 전이성 유방암 세포와 비 종양 유방 상피 세포의 분리를 연구하기 위해 수행되었습니다. 이러한 시뮬레이션에서는 전도도를 일정하게 유지하고 적용된 주파수를 변경함으로써 암세포와 건강한 세포의 분리를 제어할 수 있음을 보여줍니다.

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프로토콜

참고: 여기의 프로토콜은 다중 물리 시뮬레이션 소프트웨어인 COMSOL을 사용하여 AC 전기영동을 사용하여 비전이성 유방암 세포(MCF-7) 및 비종양 유방 상피 세포(MCF-10A)의 제어된 분류를 시뮬레이션합니다.

1. 칩 설계 및 매개 변수 선택

  1. 다중 물리 소프트웨어를 열고 빈 모델을 선택합니다. 전역 정의를 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 매개 변수를 선택합니다. 표 1 에 제공된 매개변수를 텍스트 파일로 전역 정의로 가져오거나 값을 개별적으로 입력하십시오.
  2. 홈 탭에서 구성요소 추가를 선택하고 2D 구성요소를 추가합니다. 형상을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 파일을 두 번 클릭하여 모델 파일을 가져옵니다.
  3. 빈 재료를 선택하고 표 1의 재료 특성을 사용합니다.
  4. 홈 탭에서 물리 추가를 선택하고 AC/DC를 입력합니다. AC/DC 노드 아래에서 전기장과 전류의 하위 노드 아래에서 전류를 물리학 으로 선택합니다.
  5. 전류를 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 전류 보존, 절연 및 전위 하위 노드를 선택하여 채널 벽을 절연하여 전극에 전위를 할당합니다.
  6. 홈 탭에서 물리 추가를 선택하고 유체 흐름 노드 아래에서 단상 흐름의 하위 노드 아래에서 크리핑 흐름 물리를 선택합니다. 단상 흐름을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 벽 하위 노드를 사용하여 칩 경계를 벽으로 렌더링합니다.
  7. 단상 흐름을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 두 개의 입구 하위 노드와 하나의 출구 하위 노드를 추가합니다.
  8. 입구 하위 노드를 사용하여 입구를 지정하고 유속의 정상을 경계 조건으로 사용합니다. 콘센트 하위 노드를 사용하여 콘센트를 할당합니다.
  9. 홈 탭에서 물리 추가를 선택하고 유체 흐름 노드 아래에서 입자 추적의 하위 노드 아래에서 입자 추적 흐름 물리학을 선택합니다.
  10. 파티클 추적 노드를 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 하위 노드 벽, 2 입자 속성 하위 노드, 두 개의 입구 하위 노드, 하나의 출구 하위 노드, 두 개의 이전기 영동 힘 하위 노드 및 하나의 드래그 힘 하위 노드를 추가합니다.
    1. 입자 속성 하위 노드를 사용하여 MCF-7 및 MCF-10A 셀 모두에 대한 입자 속성을 설정합니다. 전역 정의 섹션 아래의 매개변수에서 입자 특성을 선택합니다.
    2. 드래그 포스 하위 노드를 추가하여 두 유형의 셀에 전기영동력을 할당합니다.
    3. 이 경우 매개 변수 섹션에서 입자 속성을 추가합니다. 포유류 세포를 모델링하기 위해 Shell 하위 노드를 추가합니다.
  11. 홈 탭에서 Add Mesh(메시 추가 )를 선택하고 미세 메시(Fine Mesh)를 선택합니다. 홈 탭에서 Build Mesh (메시 빌드)를 선택하여 메시를 작성합니다.
  12. 홈 탭에서 스터디 추가를 클릭하여 세 가지 스터디 단계를 추가합니다. 연구 단계 1 은 주파수 응답을 시뮬레이션하기 위한 것입니다. 주파수 도메인 하위 노드를 사용합니다.
    1. 크리핑 흐름을 시뮬레이션하려면 고정 스터디 노드를 선택합니다. 두 개의 시간 종속 단계를 추가하여 이전기영동력이 있는 조건과 이전기영동력이 없는 조건을 시뮬레이션합니다.
    2. 이전기영동 없음 상태의 경우 물리 및 변수 선택을 선택하고 스터디 단계에 대한 모델 구성 수정 확인란을 선택한 다음 이전기영동 단계를 비활성화합니다. 이전기영동 조건의 경우 비활성화하지 마십시오. 파일을 저장하고 Compute를 눌러 시뮬레이션을 실행합니다.
      참고: 비전이성 유방암 세포(MCF-7) 및 비종양 유방 상피 세포(MCF-10A)의 분류를 위해 설계된 미세유체 칩에는 보충 그림 1 및 보충 그림 2에 표시된 대로 각각 너비가 20μm 및 40μm인 세포 혼합물 흐름 및 유체역학적 흐름 포커싱을 위한 두 개의 개별 입구가 있습니다.
    3. 주파수 영역 서브노드 아래에 주파수(f0)를 할당하고 전위 서브노드를 사용하여 전압을 분류 챔버의 상단 측벽을 따라 배치된 대패 전극(너비 295μm)에 할당합니다. 배출구에서 "동결" 벽 조건을 사용하여 정렬된 입자를 시각화합니다.

2. 수학적 모델 및 계산 분석

  1. 전유체 역학(CFD) 연구를 설정하여 미세유체 장치 내부에서 비전이성 유방암 세포와 비종양 유방 상피 세포를 분리하기 위한 작동 매개변수를 확인합니다.
    참고: 이 목적을 위해 멀티피직스 소프트웨어(AC/DC, 미세유체공학 및 입자 추적 모듈)가 사용되었습니다. 지배 방정식과 이론적 배경은 보충 파일 1에 자세히 나와 있습니다. 상기 모델은 표 1에 요약되어 있는 문헌31,32에 보고된 비전이성 유방암 세포 (MCF7) 및 비종양 유방 상피 세포 (MCF-10A)의 유전 특성을 사용하여 시험하였다.
  2. 세포 혼합물 입구에 1:1의 비율로 비전이성 유방암(MCF7) 및 비종양 유방 상피(MCF-10A) 세포주를 도입하여 CFD 시뮬레이션을 수행합니다.
    1. 초기에, 시뮬레이션(33)에 대한 메쉬 크기를 최적화하기 위해 메쉬 독립성 스터디를 수행한다.
      알림: 작동 매개변수에 대한 최상의 솔루션을 찾기 위해 메쉬 독립성 연구가 수행되었습니다. 솔루션의 수렴을 위해 가능한 최상의 요소 크기를 정량화하기 위해 5가지 다른 메쉬 크기 세트를 선택했습니다. 보충 그림 3A에 표시된 것처럼 메쉬를 정의하는 총 요소 수가 635개(거친 메쉬)일 때 분류 효율이 가장 낮았고 일부 MCF7 셀이 보충 그림 3B에 표시된 대로 하단 출구로 이동하는 것으로 관찰되었습니다. 메쉬 크기가 fine으로 증가하면 메쉬를 정의하는 요소의 수도 2,288개로 증가했습니다. 이 경우 분류 효율은 최대였으며 MCF7 및 MCF-10A 셀은 각각의 출구로 이동했습니다. 더 미세한 메시도 시뮬레이션되어 메시를 정의하는 요소 수가 3,188개로 증가했습니다. 분류 효율성은 이 시점 이후에도 영향을 받지 않았습니다. 따라서 우리는 미세한 메쉬 크기가 우리의 경우에 가장 잘 작동한다고 안전하게 말할 수 있습니다.
    2. 두 세트의 CFD 스터디를 풉니다.
    3. 첫 번째 세트의 경우 스터디 1 을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 파라메트릭 스윕 하위 노드를 추가합니다. + 기호를 눌러 유체 매체 전도도 "σm"을 스윕 변수로 추가합니다. 0.01 S/m에서 2.5 S/m 범위의 유체 매체 전도도 σ 대해 파라메트릭 스윕 스터디를 수행하여 적용된 주파수 f(Hz)를 800kHz 값으로 일정하게 유지합니다.
    4. 두 번째 세트의 경우 유체 매체의 전도도를 σm로 유지하면서 적용된 AC 주파수를 100kHz에서 100MHz로 변경하여 파라메트릭 스윕 연구를 수행합니다. 이 σm 값은 MCF-7과 MCF-10A 사이의 최대 분리가 이 값에서 관찰됨에 따라 첫 번째 CFD 연구의 결과에 기초하여 선택되었다.
    5. 전도성 매질에서 유전체 구형 입자에 가해지는 이전기영동(DEP) 힘 FDEP (-)의 강도는 식1T34에 의해 주어진다.
      에프뎁 figure-protocol-1 [1]
      이전기영동력 서브노드 아래의 방정식 1을 사용한다. 방정식 1에서, r은 FDEP가 적용되는 입자의 반경을 나타낸다; K (-)는 클라우시우스-모소티 인자로 알려져 있습니다. ε m(-)는 매체의 유전율을 나타냅니다. E(V/m)은 전기장의 제곱 평균 제곱근 값입니다.
    6. 이전기영동력 서브노드 아래의 구형 입자에 대해 방정식 2를 사용합니다.
      figure-protocol-2[2]
      방정식 2에서, (-)는 DEP 힘이 가해지는 figure-protocol-3 입자의 복소수 유전율을 나타내고, figure-protocol-4 (-)는 입자를 둘러싸고 있는 유체의 복소수 유전율을 나타낸다. 상기 복소수 유전율은 figure-protocol-5 figure-protocol-6 다음과 같이 정의된다35:
    7. 이전기영동력 하위 노드 아래의 구형 입자에 대해 방정식 3을 사용합니다.
      figure-protocol-7[3]
      수학식 3에서,ε p (-)는 입자의 복소수 유전율의 실수부를 나타낸다. εm (-)은 입자를 둘러싼 유체의 복잡한 유전율의 실제 부분을 나타냅니다. σp (S / m)는 입자 전도도를 나타냅니다. σ m (S /m )은 입자를 둘러싼 매질의 전도도를 나타냅니다. ω (Hz)는 적용된 전기장의 주파수입니다.
      참고: Re(K)의 부호는 FDEP의 극성을 결정합니다. Re(K)의 부호가 음수이면 입자는 음의 이전기영동력(nDEP)을 경험합니다. 반대로 Re(K)의 부호가 양수이면 양의 이전기영동력(pDEP)을 의미합니다. 클라우시우스-모소티 요인(K)의 경우 변동은 -1에서 1 사이 내에 있습니다.
  3. 수식 3의 변형된 형태를 사용하여 더 복잡하고 다층 구조를 갖는 포유동물 세포와 같은 생물학적 세포를 모델링합니다.
    케이 (figure-protocol-8) = figure-protocol-9 [4]
    방정식 4 figure-protocol-10 에서 (-)는 세포질 figure-protocol-11 의 복소수 유전율 (-)과 세포막 figure-protocol-12 의 복소수 유전율 (-)을 모두 통합하며 다음과 같이 주어진다.36
  4. 방정식 5를 사용하여 ""figure-protocol-13를 풉니다.
    figure-protocol-14[5]
    상기 수학식 5에서, R세포(m)와 Rmem(m)은 각각 세포질과 세포막의 반경을 나타낸다.
  5. 그런 다음 방정식 4를 사용하여 Re(K)를 암세포와 건강한 세포 모두에 적용된 전기장의 함수로 플로팅합니다. 클라우시우스-모소티(CM) 계수 Re(K)의 실수 부분을 계산하여 입자가 경험하는 이전기영동력(DEP)을 정량화합니다.
  6. 결과 노드를 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 입자 평가 하위 노드를 추가한 다음 표현식 섹션에 fpt.deff1.K를 입력하여 입자 1에 대한 CM 계수를 플로팅하고 입자 2에 대한 fpt.deff2.K를 플로팅합니다.
    참고: 본문에 나열된 모든 프로토콜 단계는 프로토콜 비디오(비디오 1)에서 볼 수 있습니다.

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결과

비전이성 유방암(MCF-7) 및 비종양 유방 상피(MCF-10A) 세포의 효과적인 DEP 기반 분류를 위한 최적의 작동 매개변수 조사
전기 영동을 시행 할 때 발산 유전 특성을 갖는 비 전이성 유방암 (MCF-7) 및 비 종양 유방 상피 (MCF-10A) 세포를 성공적으로 분리하려면 적용된 빈도를 고정 된 상태로 유지하여 K 인자를 구별해야합니다37,38. 적용된 전기장 하에서 비 전이성 유방암 세포 및 비 종양 유방 상피 세포의 유전 반응의 정량화 및 두 세포주에 대한 인가 빈도의 함수로서 "K"인자의 계산은 식 4를 사용하여 달성되었다. 도 1에 도시된 결과는 전이되지 않은 유방암 세포와 비종양성 유방 상피세포의 모든 유전 파라미터를 고정시킨 상태에서 전기장의 인가 주파수가 세포 현탁 매질의 전도도 3가지 상이한 값인 σm<...

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토론

미세유체 장치는 세포 배양, 포획 및 분류 47,52,53에 대해 이전에 보고되었습니다. 클린룸에서 이러한 장치를 제조하는 것은 비용이 많이 드는 공정이며 CFD 시뮬레이션을 통해 제안된 미세유체 장치의 출력과 효율성을 정량화하는 것이 필수적입니다. 이 연구는 유전 특성23에 기초하여 비 전이성 유방암 세포 (MCF-7) 및 비 종양 유방 상피 세포 (MCF-10A)의 연속 분리를위한 AC- 전기 영동 미세 유체 장치의 설계 및 시뮬레이션을 제시한다.

이 장치는 단일 미세 유체 분류 채널에 내장 된 두 개의 미세 전극 세트를 통해 AC 전기장을 적용하여 유전 특성에 따라 MCF-7 및 MCF-10A 셀을 분리함으로써 작동됩니다. 장치의 분리 효율은 다양한 ...

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공개 사항

저자는 잠재적 인 이해 상충이 없음을 선언합니다.

감사의 글

이 연구는 파키스탄 고등 교육위원회의 지원을 받았습니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
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참고문헌

  1. Liang, L., et al. Microfluidic-based cancer cell separation using active and passive mechanisms. Microfluidics and Nanofluidics. 24 (4), 26(2020).
  2. Damiati, S., Kompella, U. B., Damiati, S. A., Kodzius, R. Microfluidic devices for drug delivery systems and drug screening. Genes. 9 (2), 103(2018).
  3. Pashayan, N., et al. Personalized early detection and prevention of breast cancer: ENVISION consensus statement. Nature Reviews Clinical Oncology. 17 (11), 687-705 (2020).
  4. Panesar, S., Neethirajan, S. Microfluidics: Rapid diagnosis for breast cancer. Nano-micro Letters. 8 (3), 204-220 (2016).
  5. Chen, J., Li, J., Sun, Y. Microfluidic approaches for cancer cell detection, characterization and separation. Lab on a Chip. 12 (10), 1753-1767 (2012).
  6. Beech, J. P., Holm, S. H., Adolfsson, K., Tegenfeldt, J. O. Sorting cells by size, shape and deformability. Lab on a Chip. 12 (6), 1048-1051 (2012).
  7. Kang, Y., Li, D. Electrokinetic motion of particles and cells in microchannels. Microfluidics and Nanofluidics. 6 (4), 431-460 (2009).
  8. Schmid, L., Weitz, D. A., Franke, T. Acoustic microfluidic fluorescence-activated cell sorter. Lab on a Chip. 14 (19), 3710-3718 (2014).
  9. Yu, B. Y., Elbuken, C., Shen, C., Huissoon, J. P., Ren, C. L. An integrated microfluidic device for the sorting of yeast cells using image processing. Scientific Reports. 8, 3550(2014).
  10. Asiaei, S., Darvishi, V., Davari, M. H., Zohrevandi, D., Moghadasi, H. Thermophoretic isolation of circulating tumor cells, numerical simulation and design of a microfluidic chip. Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 137 (3), 831-839 (2019).
  11. Song, Y., Li, M., Pan, X., Wang, Q., Li, D. Size-based cell sorting with a resistive pulse sensor and an electromagnetic pump in a microfluidic chip. Electrophoresis. 36 (3), 398-404 (2014).
  12. Giraud, G., et al. Dielectrophoretic manipulation of ribosomal RNA. Biomicrofluidics. 5 (2), 024116(2011).
  13. Valero, A., Braschler, T., Demierre, N., Renaud, P. A miniaturized continuous dielectrophoretic cell sorter and its applications. Biomicrofluidics. 4 (2), 022807(2010).
  14. Allahrabbi, N., Chia, Y. S. M., Saifullah, M. S. M., Lim, K. M., Lanry Yung, L. Y. A hybrid dielectrophoretic system for trapping of microorganisms from water. Biomicrofluidics. 9 (3), 034110(2015).
  15. Vykoukal, D. M., Gascoyne, P. R. C., Vykoukal, J. Dielectric characterization of complete mononuclear and polymorphonuclear blood cell subpopulations for label-free discrimination. Integrative Biology: Quantitative Biosciences from Nano to Macro. 1 (7), 477-484 (2009).
  16. Shim, S., et al. Antibody-independent isolation of circulating tumor cells by continuous-flow dielectrophoresis. Biomicrofluidics. 7 (1), 11807(2013).
  17. Jeon, H. J., Lee, H., Yoon, D. S., Kim, B. M. Dielectrophoretic force measurement of red blood cells exposed to oxidative stress using optical tweezers and a microfluidic chip. Biomedical Engineering Letters. 7 (4), 317-323 (2017).
  18. Song, H., et al. Continuous-flow sorting of stem cells and differentiation products based on dielectrophoresis. Lab on a Chip. 15 (5), 1320-1328 (2015).
  19. Tsai, S. L., Chiang, Y., Wang, M. H., Chen, M. K., Jang, L. S. Battery-powered portable instrument system for single-cell trapping, impedance measurements, and modeling analyses. Electrophoresis. 35 (16), 2392-2400 (2014).
  20. Chan, J. Y., et al. Dielectrophoresis-based microfluidic platforms for cancer diagnostics. Biomicrofluidics. 12 (1), 011503(2018).
  21. Patel, S., et al. Microfluidic separation of live and dead yeast cells using reservoir-based dielectrophoresis. Biomicrofluidics. 6 (3), 34102(2012).
  22. Yildizhan, Y., Erdem, N., Islam, M., Martinez-Duarte, R., Elitas, M. Dielectrophoretic separation of live and dead monocytes using 3D carbon-electrodes. Sensors. 17 (11), 2691-2704 (2017).
  23. Piacentini, N., Mernier, G., Tornay, R., Renaud, P. Separation of platelets from other blood cells in continuous-flow by dielectrophoresis field-flow-fractionation. Biomicrofluidics. 5 (3), 34122(2011).
  24. Zhao, K., Duncker, B. P., Li, D. Continuous cell characterization and separation by microfluidic alternating current dielectrophoresis. Analytical Chemistry. 91 (9), 6304-6314 (2019).
  25. Valero, A., et al. Tracking and synchronization of the yeast cell cycle using dielectrophoretic opacity. Lab on a Chip. 11 (10), 1754-1760 (2011).
  26. Demierre, N., Braschler, T., Muller, R., Renaud, P. Focusing and continuous separation Of cells in a microfluidic device using lateral dielectrophoresis. International Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems Conference. 430 (98), 1777-1780 (2007).
  27. Arslan, Z. C., Yalçın, Y. D., Külah, H. Label-free enrichment of MCF7 breast cancer cells from leukocytes using continuous flow dielectrophoresis. Electrophoresis. 43 (13-14), 1531-1544 (2022).
  28. Turcan, I., Olariu, M. A. Dielectrophoretic manipulation of cancer cells and their electrical characterization. ACS Combinatorial Science. 22 (11), 554-578 (2020).
  29. Park, J., et al. Sequential cell-processing system by integrating hydrodynamic purification and dielectrophoretic trapping for analyses of suspended cancer cells. Micromachines. 11 (1), 47(2020).
  30. Hussein, M., et al. Breast cancer cells exhibits specific dielectric signature in vitro using the open-ended coaxial probe technique from 200 MHz to 13.6 GHz. Scientific Reports. 9, 4681(2019).
  31. Fornes-Leal, A., Garcia-Pardo, C., Frasson, M., Pons Beltrán, V., Cardona, N. Dielectric characterization of healthy and malignant colon tissues in the 0.5-18 GHz frequency band. Physics in Medicine and Biology. 61 (20), 7334-7346 (2016).
  32. Çetin, B., Li, D. Dielectrophoresis in microfluidics technology. Electrophoresis. 32 (18), 2410-2427 (2011).
  33. Khan, S., Khulief, Y. A., Al-Shuhail, A. A. Effects of reservoir size and boundary conditions on pore-pressure buildup and fault reactivation during CO2 injection in deep geological reservoirs. Environmental Earth Sciences. 79, 294(2020).
  34. Adams, T. N. G., Turner, P. A., Janorkar, A. V., Zhao, F., Minerick, A. R. Characterizing the dielectric properties of human mesenchymal stem cellsand the effects of charged elastin-like polypeptide copolymer treatment. Biomicrofluidics. 8 (5), 054109(2014).
  35. Lo, Y. J., et al. Measurement of the Clausius-Mossotti factor of generalized dielectrophoresis. Applied Physics Letters. 104, 083701(2014).
  36. Lo, Y. J., Lei, U. Measurement of the real part of the Clausius-Mossotti factor of dielectrophoresis for Brownian particles. Electrophoresis. 41 (1), 137-147 (2020).
  37. Ohta, A. T., et al. Optically controlled cell discrimination and trapping using optoelectronic Tweezers. IEEE Journal of Selected Topics in Quantum Electronics. 13 (2), 235-242 (2007).
  38. Sun, T., Morgan, H. Single-cell microfluidic Impedance cytometry. Microfluidics and Nanofluidics. 8 (4), 423-443 (2010).
  39. Weng, P. Y., et al. Size-dependent dielectrophoretic cross-over frequency of spherical particles. Biomicrofluidics. 10 (1), 1909-1921 (2016).
  40. Lu, Y. W., Sun, C., Kao, Y. C., Hung, C. L., Juang, J. Y. Dielectrophoretic cross-over frequency of single particles: Quantifying the effect of surface functional groups and electrohydrodynamic flow drag force. Nanomaterials. 10 (7), 1364(2020).
  41. Henslee, E. A., Sano, M. B., Rojas, A. D., Schmelz, E. M., Davalos, R. V. Selective concentration of human cancer cells using contactless dielectrophoresis. Electrophoresis. 32 (18), 2523-2529 (2011).
  42. Chan, J. Y., et al. Dielectrophoresis-based microfluidic platforms for cancer diagnostics. Biomicrofluidics. 12 (1), 11503-11525 (2018).
  43. Gascoyne, P. R. C., Shim, S. Isolation of circulating tumor cells by dielectrophoresis. Cancers. 6 (1), 545-579 (2014).
  44. Liang, W., et al. Determination of dielectric properties of cells using ac electrokinetic-based microfluidic platform. Micromachines. 11 (5), 513-537 (2020).
  45. Frusawa, H., et al. Frequency-modulated wave dielectrophoresis of vesicles and cells periodic U-turns at the crossover frequency. Nanoscale Research Letters. 13 (169), 2583-2589 (2018).
  46. Wei, M. T., Junio, J., Ou-Yang, D. H. Direct measurements of the frequency-dependent dielectrophoresis force. Biomicrofluidics. 3 (1), 12003(2009).
  47. Mustafa, A., Pedone, E., Marucci, L., Moschou, D., Lorenzo, M. D. A flow-through microfluidic chip for continuous dielectrophoretic separation of viable and non-viable human T-cells. Electrophoresis. 43 (3), 501-508 (2021).
  48. Wang, L., et al. Dual frequency dielectrophoresis with interdigitated sidewall electrodes for microfluidic flow-through separation of beads and cells. Electrophoresis. 30 (5), 782-791 (2021).
  49. Alazzam, A., Mathew, B., Alhammadi, F. Novel microfluidic device for the continuous separation of cancer cells using dielectrophoresis. Journal of Separation Science. 40 (5), 1193-1200 (2017).
  50. Yang, L., Banada, P. P., Bhunia, A. K., Bashir, R. Effects of dielectrophoresis on growth viability and immuno-reactivity of listeria monocytogenes. Journal of Biological Engineering. 2, 6(2008).
  51. Matbaechi, H., Soltani, P., Hölzel, R., Wenger, C. Dielectrophoretic immobilization of yeast cells using CMOS integrated microfluidics. Micromachines. 11 (5), 501-518 (2020).
  52. Mustafa, A., Pedone, E., La Regina, A., Erten, A. A., Marucci, L. Development of a single layer microfluidic device for dynamic stimulation, culture and imaging of mammalian cells. bioRxiv. , (2022).
  53. Mustafa, A., et al. Enhanced dissolution of liquid microdroplets in the extensional creeping flow of a hydrodynamic trap. Langmuir. 32 (37), 9460-9467 (2016).
  54. Chang, H. F., Chou, S. E., Cheng, J. Y. Electric-field-induced neural precursor cell differentiation in microfluidic devices. Journal of Visualized Experiments. (170), e61917(2021).

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