방법 논문

허혈/재관류 연구의 현재 및 새로운 실험 방법: 최첨단 모델에서 혁신적인 치료법까지

DOI:

10.3791/64995

2023년 2월 10일

이 논문에서

초록

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논의 된 기사 :

Liepinsh, E., Kuka, J., Zvejniece, L., Vilskersts, R., Dambrova, M. 허혈-재관류 후 디지털 매크로 사진을 위한 설치류 심장 및 뇌 조직 준비. 시각화 실험 저널(Journal of Visualized Experiments). (180), e62942 (2022).

Paro, M. R., Mcgonnigle, M., Bulsara, K., Verma, R. 마우스에서 중대뇌동맥 폐색으로 인한 뇌졸중 후 뇌척당증 치료를 위한 모델. 시각화 실험 저널(Journal of Visualized Experiments). (184), e63951 (2022).

Compton, T. et al. 허혈/재관류 손상의 비열 적외선 치료 및 대식 세포 분화의 후속 분석. 시각화 실험 저널(Journal of Visualized Experiments). (178), e62908 (2021).

Lv, B. et al. 마우스에서 심근 경색 및 심근 허혈-재관류 손상 유도. 시각화 실험 저널(Journal of Visualized Experiments). (179), e63257 (2022).

Barajas, M. B., Levy, R. J. Langendorff 제제에서 신생아 쥐 심장 사용에 대한 수정 된 기술. 시각화 실험 저널(Journal of Visualized Experiments). (181), e63349 (2022).

Li, Z., Hampton, M. J., Barajas, M. B., Riess, M. L. 심장 허혈/체외 재관류를 모방하는 세포 공동 배양 모델 개발. 시각화 실험 저널(Journal of Visualized Experiments). (176), e62913 (2021).

Godoy, J. R., Watson, G., Raspante, C., Illanes, O. 편측성 신장 허혈-재관류 손상의 효과적인 마우스 모델. 시각화 실험 저널(Journal of Visualized Experiments). (173), e62749 (2021).

사설

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조직 허혈은 임상 의학에서 자주 발생하며 현재 연구의 핵심 초점으로 남아 있습니다. 일찍이 1880년에 치명적인 관상동맥 폐색이 허혈의 영향을 입증하는 데 사용되었지만 최근에야 재관류와 관련된 뚜렷하고 별개의 손상이 인정되었습니다1. 허혈/재관류 손상(IRI) 연구는 빠른 속도로 성장하고 있습니다. 이 컬렉션에서는 최첨단 모델부터 다양한 전임상 모델의 새로운 치료법에 이르기까지 이 분야에 추가된 중요한 새로운 기능을 강조합니다. 이 편집본은 모든 기초 과학 연구자에게 유용한 도구를 제공합니다. 예를 들어, 여기에서 제안된 대뇌 또는 심장 허혈 모델은 Liepinsh2에서 설명한 2,3,5-트리페닐-2H-테트라졸륨 클로라이드(TTC) 염색 방법을 사용하여 이미지화할 수 있습니다. 유사하게, Paro et al.3 및 Compton et al.4 는 레이저 도플러를 사용하여 별도의 조직에서 허혈 및 재관류 상태를 확인합니다.

관상동맥 폐색은 심장 돌연사의 주요 원인입니다5. 많은 생체 내 모델은 비생리학적 방식(예: 냉동 절제 또는 소작)으로 이 손상을 요약하려고 시도합니다. 6 미세 조작을 통해 Lv et al.6 은 좌전하행동맥(LAD)이 관상 동맥 IRI의 저비용 재현 가능한 마우스 모델에서 안정적으로 결찰되고 재관류될 수 있음을 입증합니다6. 좌심실은 개흉술 을 통해 노출되며 해부 현미경을 사용하면 LAD를 식별하고 동맥 주위를 봉합사로 통과할 수 있습니다. 슬립매듭은 가역적 폐색에 사용됩니다. 트로포닌, 심초음파 및 TTC 염색을 사용하여 IRI를 정량화할 수 있습니다. 이 모델은 유전적으로 변형 가능한 이 종에 대한 치료학에서 기계론적 연구에 이르기까지 광범위한 응용 분야를 가지고 있습니다.

뇌졸중은 두 번째로 흔한 사망 원인이며 중대뇌동맥(MCA) 폐색은 뇌졸중의 가장 흔한 형태입니다 7,8. 현재 뇌졸중의 급성기 이후 회복을 위한 효과적인 치료법이 부족합니다. 혈관 성장을 증가시키고 필요한 혈액 공급을 되돌리기 위한 이전의 접근 방식은 실망스러운 결과를 가져왔습니다. Paro et al.3은 허혈성 뇌졸중의 새로운 치료를 위해 현재의 신경외과 절차를 채택합니다3. 이 기술적 접근법에서는 경동맥에서 MCA로 전달되는 봉합사 모노필라멘트를 사용하여 혈관내 폐색 및 재관류가 달성됩니다. 혈류의 변화는 레이저 도플러로 확인됩니다. 그런 다음 측두근은 개두술을 통해 회전하여 노출된 MCA 영역 뇌 표면에 눕습니다. 이 절차는 혈관신생 성장 인자를 조절하고 허혈성 병변 내에서 새로운 혈관 성장의 밀도를 증가시킵니다.

체 내에서체 외로 이동하면서 Barajas et al.9 은 신생아 발달 중인 마우스 심장에 사용할 수 있도록 오랜 시간 검증된 모델인 Langendorff 심장 제제를 확장합니다9. 이를 통해 주요 발달 시점 동안 유전적으로 변형 가능한 피험자를 연구할 수 있습니다. 이전의 발달 연구는 더 큰 동물로 제한되었습니다. 신생아 심장은 신진대사와 생리학적 및 약리학적 IRI 반응의 차이를 나타냅니다. 이 방법은 소아 IRI 모델의 개발을 지원할 뿐만 아니라 오랜 발달 문제를 해결하는 데도 도움이 될 수 있습니다. 갓 태어난 쥐의 심장은 풍선으로 심장 작업을 측정하기에는 너무 작으며 1895년 Langendorff가 기술한 고전적인 접근법을 나타내는 심실 정점에 부착된 힘 변환기를 사용해야 합니다10.

IRI 후 생존 가능하고 위험하며 괴사된 조직 영역에 대한 고품질 평가는 개입을 평가하는 데 가장 중요합니다. 이러한 정량화는 위에서 설명한 세 가지 기사에 적용할 수 있습니다. 이 프로세스를 위한 많은 도구가 존재합니다. 그러나 심장과 뇌에 대한 우아하고 간단하고 저렴한 단계적 방법은 Liepinsh et al.2 에 의해 자세히 설명되어 있습니다. 이것은 모든 생체 외생체 내 연구자의 도구 상자에서 유용한 방법론입니다. 조직의 적절한 취급에는 표준화된 염색 압력 및 시간, 표준화된 냉동 및 보관 시간 보장이 포함됩니다. 매크로 사진 설정은 수동으로 조정해야 합니다. 잘못된 노출과 화이트 밸런스, 흐림과 반사는 세부적인 설정을 통해 세심하게 방지할 수 있습니다.

IRI에 반응하는 세포-세포 신호는 물리적 접촉 및 서로 더 먼 거리에서 세포 유형 및 세포 간에 발생합니다11. Li et al.12 는 내피-심근 세포 누화가 가능하지만 물리적으로 분리된 세포 공동 배양을 활용하여 이 현상을 강조합니다12. 이 방법을 사용하면 단일 세포주의 충실도가 높은 시험 관 내 분석이 가능합니다. 그들의 연구에서 심근세포 IRI의 내피 세포 감쇠의 입증은 세포-세포 거리에 의존했습니다. 이는 혼합되지 않은 공동 배양의 분명한 이점을 보여주고 미래의 연구자들에게 물리적 환경 제어의 중요성을 강조합니다. 이 모델은 심장 내피-심근 세포 상호작용을 조사하는 데 즉시 적합하지만 다른 조직-장기 상호작용으로의 확장이 가능합니다.

심장 및 대뇌 조직에서 Compton et al.4 은 사지 IRI에 대한 광선 요법의 효과를 탐구합니다4. 결정적인 최적의 지혈대 팽창 압력이나 시간은 없으며 수술용 지혈대로 인한 근육 및 신경 손상은 잘 문서화되어 있으며 환자의 이환율로 이어질 수 있습니다13. 저자는 생쥐에서 레이저 도플러로 확인된 편측 사지 허혈에 대해 지혈대를 사용하여 임상 환경을 모방합니다. 이들의 연구에서 허혈 시간 1시간당 5분의 근적외선 치료는 대식세포 증식, 염증 표지자 및 조직 괴사 수준을 변화시켰습니다. 이 임상적으로 적용 가능한 모델과 비침습적 치료법은 "무혈" 수술 현장 관행의 현재 경계를 확장합니다.

심장과 뇌에 이어 신장은 가장 많이 연구된 IRI 기관 중 하나입니다. 신장은 관류 장애에 극도로 민감하며 Godoy et al.14 은 동일한 절차가 약간만 변경되더라도 다양한 병리학적 상태로 이어질 수 있음을 강조합니다14. 후복막 접근법을 사용하여 신장 척추경을 30분 동안 노출시키고 고정하면 심각한 손상이 발생합니다. 재관류 시간의 변경을 통해 세뇨관 폐쇄, 세뇨관 확장, 호중구 침윤, 심지어 국소 섬유증까지 포함한 다양한 회복 및 질병 상태를 연구할 수 있습니다. 이 모델은 비교를 위해 반대쪽 신장을 보존하며, 이는 특히 신장-신장 누화와 관련하여 손상 마커 특성화에 도움이 될 수 있습니다.

요약하면, 이 IRI 방법 모음은 시험관 내에서체 외생체 내 모델에 이르기까지 다양한 조직과 제제를 활용하는 연구자에게 널리 적용 가능한 도구 상자를 제공합니다. 수술 기술의 새로운 재구상부터 오랜 시간 검증된 방법의 확장에 이르기까지 IRI 연구 분야의 기존 전문가들은 새롭고 최첨단 조사 도구를 제공합니다. 그러나 이러한 연구의 공통점은 관련 기술의 개발을 통해 임상 모델에 대한 번역 가능성이 향상되었다는 것입니다. 지혈대를 사용한 수술 환경 모방부터 MCA 및 LAD 폐색에 이르기까지 전임상 모델의 개선은 의심할 여지 없이 우리 연구의 향후 임상 적용에 도움이 될 것입니다.

공개 사항

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감사의 글

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우리는 우리의 자금 출처에 감사드립니다: 미국 재향 군인 사무국 생물의학 연구소 R&D 서비스의 Merit Review Award I01 BX003482; 미국 심장 협회의 Transformative Project Award 962204; 미국 국립보건원(National Institutes of Health)의 Training in Perioperative Science Award 5T32 GM108554; 심혈관 마취 학회(Society of Cardiovascular Anesthesiologys)의 스타터 그랜트(Starter Grant), 밴더빌트 대학 의과대학(Vanderbilt University Medical)의 기관 기금 중.

참고문헌

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  1. Jennings, R. B. Historical perspective on the pathology of myocardial ischemia/reperfusion injury. Circulation Research. 113 (4), 428-438 (2013).
  2. Liepinsh, E., Kuka, J., Zvejniece, L., Vilskersts, R., Dambrova, M. Rodent heart and brain tissue preparation for digital macro photography after ischemia-reperfusion. Journal of Visualized Experiments. (180), e62942(2022).
  3. Paro, M. R., Mcgonnigle, M., Bulsara, K., Verma, R. A model for encephalomyosynangiosis treatment after middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. Journal of Visualized Experiments. (184), e63951(2022).
  4. Compton, T., et al. Non-thermal infrared light treatment of ischemia/reperfusion injury and subsequent analysis of macrophage differentiation. Journal of Visualized Experiments. (178), e62908(2021).
  5. Brown, J. C., Gerhardt, T. E., Kwon, E. Risk Factors For Coronary Artery Disease. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2022).
  6. Lv, B., et al. Induction of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury in mice. Journal of Visualized Experiments. (179), e63257(2022).
  7. Ng, Y. S., Stein, J., Ning, M., Black-Schaffer, R. M. Comparison of clinical characteristics and functional outcomes of ischemic stroke in different vascular territories. Stroke. 38 (8), 2309-2314 (2007).
  8. Donkor, E. S. Stroke in the century: A snapshot of the burden, epidemiology, and quality of life. Stroke Research and Treatment. 2018, 3238165(2018).
  9. Barajas, M. B., Levy, R. J. Modified technique for the use of neonatal murine hearts in the Langendorff preparation. Journal of Visualized Experiments. (181), e63349(2022).
  10. Langendorff, O. Untersuchungen am überlebenden Säugethierherzen [Investigation of the living mammalian heart. Pflügers Arch. 61 (6), 291-332 (1895).
  11. Tirziu, D., Giordano, F. J., Simons, M. Cell communications in the heart. Circulation. 122 (9), 928-937 (2010).
  12. Li, Z., Hampton, M. J., Barajas, M. B., Riess, M. L. Development of a cell co-culture model to mimic cardiac ischemia/reperfusion in vitro. Journal of Visualized Experiments. (176), e62913(2021).
  13. Fitzgibbons, P. G., DiGiovanni, C., Hares, S., Akelman, E. Safe tourniquet use: A review of the evidence. Journal of the American Academy of Orthopaedic Surgeons. 20 (5), 310-319 (2012).
  14. Godoy, J. R., Watson, G., Raspante, C., Illanes, O. An effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments. (173), e62749(2021).

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