이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.

연구 논문

가뭄 스트레스 하에서 애기장대 DREB1A 를 발현하는 형질전환 사탕수수의 향상된 광합성 및 물 사용 효율성

735 조회수

⸱

DOI:

10.3791/67861

⸱

2025년 10월 3일

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Agricultural Biotechnology Division, National Institute for Biotechnology and Genetic Engineering College, Pakistan Institute of Engineering and Applied Sciences (NIBGE-C, PIEAS), 2National Agricultural Research Center (NARC), 3Faculty of Agriculture and Veterinary Sciences, Superior University, 4Department of Laboratory & Blood Bank, Dr. Sulaiman Al Habib Medical Group, Qassim 51431, Saudi Arabia, 5Department of Horticulture, Faculty of Agriculture, University of the Punjab, 6Department of Biology, College of Science, Princess Nourah bint Abdulrahman University, P.O. Box 84428, Riyadh 11671, Saudi Arabia, 7Institute of Molecular Biology and Biotechnology (IMBB), The University of Lahore, 8School of Life Sciences, Nantong University

이 논문에서

요약

이 연구는 형질전환 사탕수수에서 애 기장대 DREB1A 매개 가뭄 내성을 평가합니다. 스트레스 하에서 향상된 광합성, 물 사용 효율 및 바이오매스 축적이 관찰되었습니다. DR-21은 가장 높은 DREB1A 발현을 보여 가뭄 회복력을 향상시켰습니다. 이번 연구 결과는 분자 메커니즘에 대한 통찰력을 제공하고 물이 제한된 지역에서 기후 회복력이 있는 사탕수수 품종을 개발하기 위한 잠재적인 전략을 제공합니다.

초록

가뭄 스트레스는 사탕수수 생산성에 심각한 제한을 가하므로 지속 가능한 농업을 위한 스트레스 회복력 있는 품종 개발이 필요합니다. 본 연구는 스트레스 유도성 rd29A 프로모터의 제어 하에 애기장대 DREB1A 유전자를 도입하여 사탕수수의 가뭄 내성을 향상시키는 것을 목표로 했습니다. 형질전환 사탕수수 계통은 입자 충격 매개 형질전환을 통해 생성되었으며 이후 통제되고 가뭄 스트레스가 있는 조건에서 분자적, 생리학적 및 농업학적 평가를 통해 평가되었습니다.

분자 분석을 통해 안정적인 이식유전자 통합이 확인되었으며, 형질전환 계통은 야생형 식물에 비해 DREB1A 발현이 최대 10배 증가했습니다. 생리학적 평가에 따르면 60% 현장 용량(FC)의 가뭄 스트레스 하에서 형질전환 계통은 224-270% 더 높은 광합성 속도(PN)를 유지하고, 기공 전도도(gs)는 84-167% 증가했으며, 상대 수분 함량(RWC)은 비형질전환 대조군에 비해 25-31% 향상되었습니다. 또한, 형질전환 사탕수수의 잎은 향상된 삼투압 조절과 물 사용 효율성을 나타냈습니다. 농업 평가를 통해 식물 성장과 생산성이 크게 향상된 것으로 나타났습니다. 가뭄 스트레스(60% FC) 하에서 형질전환 계통은 사탕수수 높이가 76-109% 더 높았고 사탕수수 직경은 71-86% 더 컸습니다. 새싹 바이오매스는 39-87% 증가했고 뿌리 바이오매스는 65-103% 증가했습니다.

또한, 자당 축적을 나타내는 Brix 백분율은 60% FC에서 형질전환 식물에서 36-55% 증가했습니다. 이러한 발견은 DREB1A 발현, 향상된 생리적 탄력성 및 가뭄 조건에서 향상된 농업 성능 사이의 강력한 상관관계를 확립합니다. 더 높은 광합성 활성, 우수한 물 사용 효율성 및 증가된 바이오매스 축적을 유지하는 DREB1A 발현 형질전환 사탕수수의 능력은 가뭄에 강한 사탕수수 품종 개발을 위한 유전적 전략으로서의 잠재력을 강조합니다. 이 연구는 가뭄 내성의 기본 분자 메커니즘에 대한 새로운 통찰력을 제공하고 물이 부족한 지역에서 지속 가능한 사탕수수 재배를 보장하기 위한 유망한 접근 방식을 제공합니다.

서론

사탕수수(Saccharum officinarum L.)는 파키스탄의 두 번째 주요 환금 작물로, 주로 자당 함량이 높기 때문에 재배됩니다. 그러나 주기적인 물 부족으로 인해 최적의 생산이 거의 달성되지 않습니다 1,2. Poaceae 풀과에 속하며 Panicoideae3 아과의 PACCAD 계통군에 속합니다. 이 계통의 구성원은 종종 따뜻한 계절 풀이라고 불리며 C4 광합성 시스템4을 나타냅니다. 사탕수수에서 CO2 고정의 주요 모드는 최소 광호흡을 갖는 C4 광합성입니다5. 사탕수수와 같은 C4 풀은 C3 풀보다 더 많은 CO2를 고정할 수 있어 더 높은 자당 수준을 생성하고 더 나은 질소 사용 효율(NUE) 및 물 사용 효율(WUE)을 나타냅니다6,7,8. 그러나 사탕수수의 토양 수분 요구량은상당히 높습니다 9,10,11.

기후 변화와 제한된 물 가용성으로 인해 수확량이 많은 수분 스트레스에 강한 사탕수수 품종을 생산하는 것이 중요합니다 12,13,14. 물 스트레스에 대한 식물의 내성은 스트레스의 강도, 시간 및 기간에 영향을 받는 다유전자 특성입니다. 파키스탄의 지리적 위치(북위 30.3753°, 동경 69.3451°)로 인해 개화 및 꽃가루 생존력이 낮기 때문에 기존의 육종 관행은 실현 가능하지 않습니다15. 따라서 전통적인 육종을 통한 품종 개량은 유전적 변이와 원하는 농업 특성의 후속 선택에 달려 있습니다16. 이러한 맥락에서 유전 공학을 통해 스트레스 관련 유전자를 변형시키는 것은 식물 스트레스 내성을 개선하기 위한 가장 유망한 대안 접근 방식 중 하나입니다 17,18,19.

식물의 비생물적 스트레스 반응은 WRKY, MYB, bHLH, ERF 및 NAC를 포함한 다중 전사 인자(TF) 계열과 시스 작용 요소에 의해 조절됩니다. 이러한 TF는 삼투압 조정, 활성 산소종(ROS) 소거, 기공 조절 및 스트레스 신호 전달 경로 20,21,22,23,24,25,26에서 네트워크를 조절합니다. 예를 들어, WRKY TF는 ABA 의존성 경로를 통해 스트레스 신호 전달을 조절하는 반면, MYB 단백질은 가뭄 스트레스 하에서 플라보노이드 생합성 및 기공 기능을 조절합니다27. 유사하게, bHLH 및 ERF 인자는 에틸렌 신호 전달과 상호 작용하여 가뭄 회복력을 향상시킵니다28. 스트레스 반응의 복잡성을 고려할 때 DREB1A와 같은 주요 조절 인자를 표적으로 삼는 것은 가뭄 내성을 향상시키기 위한 유망한 전략입니다.

본 연구에서는 유전자 변형 사탕수수에서 애기장대DREB1A의 역할을 조사했으며, 수분 스트레스 조건에서 광합성, 물 관계 및 수확량 특성에 미치는 영향에 초점을 맞췄습니다. 물 스트레스 내성을 조절하는 데 있어 DRE-결합(DREB) 단백질의 역할은 이전에 보고되었습니다 27,29,30. 예를 들어, Kasuga et al. DREB가 Arabidopsis thaliana31에서 DRE 서열 발현을 긍정적으로 조절하는 것을 관찰했습니다. 더욱이, 많은 연구자들은 DREB1A를 과발현하는 형질전환 사탕수수가 야생형 사탕수수보다 스트레스 유도 유전자의 구성적 발현과 더 높은 당 수준을 나타낸다고 제안했습니다 17,28,32,33.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

rd29A의 생성: DREB1A 발현 벡터(그림 1)
전체 길이 DREB1A 개방형 판독 프레임(ORF, 651bp)은 BamHI 및 EcoRI 제한 부위를 포함하는 유전자 특이적 프라이머를 사용하여 애기장대로부터 증폭되었습니다: 순방향 5/-GGCGGATCCATGAACTCATTTTCTGCT-3/ 및 역방향 5/-GGCGAATTCTTAATAACTCCATAACGA-3/. 유사하게, rd29A 프로모터(499bp)는 KpnI 및 BamHI 부위를 포함하는 프라이머를 사용하여 애기장대 게놈 DNA에서 증폭되었습니다: 순방향 5/-GCGGGTACCCCTATTAGAACGATTAAGGAG-3/ 및 역방향 5/-GGCGGATCCGGTGGTTCCTCTTTGATCC-3/. PCR 반응은 2.5μL의 10x PCR 완충액, 1.5mM MgCl2, 각 dNTP 0.2mM, 각 프라이머 0.4μM, Taq DNA 중합효소 1U, DNA 주형(게놈 DNA의 경우 약 100ng 또는 cDNA의 경우 50ng)을 포함하는 25μL 부피에서 수행되었으며, 최종 부피에 뉴클레아제가 없는 물을 첨가했습니다. DREB1A 및 rd29A 프로모터 단편에 대한 증폭 조건은 다음과 같습니다: 95°C에서 3분 동안 초기 변성; 95°C에서 30초 동안 35회 변성, 58°C에서 30초 동안 어닐링, 72°C에서 1분 동안 연장; 이어서 72°C에서 7분 동안 최종 연장합니다. 증폭된 산물은 0.7% 아가로스 겔에서 분리되고 제조업체의 프로토콜에 따라 겔 추출 키트를 사용하여 겔 정제되었습니다.

증폭된 DREB1A 및 rd29A 프로모터 PCR 산물을 TA 클로닝을 사용하여 클로닝 벡터인 pTZ57R/T에 클로닝하고, 확인을 위해 산물을 Sanger Sequencing에 실시했습니다. DREB1A 서열(수탁 번호. AM992886)를 GenBank에 제출했습니다(rd29A 프로모터를 KpnI 및 BamHI 부위에 삽입하고 DREB1A 코딩 서열을 BamHI 및 EcoRI 부위에 다운스트림으로 삽입하여 원래의 2x35S 프로모터를 대체하고 d29A의 제어 하에 DREB1A를 배치했습니다. 최종 카세트(rd29A::DREB1A::CamV)는 KpnI및 EcoRV를 사용하여 절제되고 이진 벡터 pGA482의 T-DNA 영역에 복제되어 식물 형질전환에 사용되는 구조물을 생성했습니다(그림 1). 복제된 제품을 검증하기 위한 초기 Sanger 시퀀싱 후에는 추가 시퀀싱 검증이 수행되지 않았습니다.

유전자 서열 분석
참조된 생물정보학 도구를 사용하여 13개의 서로 다른 쌍떡잎 식물 및 외떡잎식물 종의 AtDREB1A 및 DREB1 의 단백질 서열에 대한 계통 발생 분석을 수행하고 이웃 결합 방법을 통해 비교했습니다. 아미노산 서열은 Phytozome(http://phytozome.jgi.doe.gov/pz/portal.html) 및 GenBank(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/)에서 검색되었습니다. 다중 서열 정렬 분석은 Clustal Omega 온라인 프로그램을 사용하여 수행되었습니다. Phytozome 및 GenBank에서 필수 서열을 획득하면 더 이상 서열 검색이 필요하지 않습니다.

외식편 및 굳은살 유도 건의 준비20,34
사탕수수 품종은 파이살라바드의 NIBGE에 있는 실험지에서 재배되었습니다. 6개월 후, 건강한 지팡이의 윗부분을 절제하여 정점 부위를 회수하고 말단 새싹으로 잘라냈습니다. 멸균 조건에서 잎 롤을 ~5mm 원통형 세그먼트로 껍질을 벗기고 표면을 70% 에탄올로 멸균했습니다. 정점 분열조직 바로 위 영역에서 지팡이당 약 10-15개의 정점 디스크(~3mm 크기)를 준비했습니다. 디스크는 이전에 설명한 바와 같이 굳은살 유도 배지(CIM)에서 배양되었습니다 1,20,34. 4-6주 후, 생성된 배아 형성 캘리를 추가 증식을 위해 신선한 CIM에서 계대배양했습니다. 참고: 표면 소독을 위해 70% 에탄올을 사용하는 것으로 충분하며 추가 멸균 단계가 필요하지 않은 것으로 나타났습니다.

rd29A의 유전적 변형: Gene Gun20,34를 통한 사탕수수의 DREB1A
증식된 배아 형성 굳은살은 CIM을 포함하는 페트리 플레이트의 중앙에 배열되었습니다. 3일 후, 상세히 설명된 바와 같이 PDS-1000/He Biolistic 건을 사용하여 rd29A:DREB1A를 포함하는 금코팅된 식물 발현 가능한 이원 벡터인 pGA482로 굳은살을 폭격하였다. 폭격 후, 캘리의 작은 부분을 CIM에서 3일 동안 배양하고 26± 2°C의 어둠 속에 두었습니다. 그런 다음 굳은살을 60mg/L 제네티신을 함유한 굳은살 선택 배지(CSM)에서 배양하고, 10일마다 CSM에서 과계배양하고, 26± 2°C의 어두운 곳에 두었다.

30일 후, 건강한 굳은살을 60mg/L 항생제를 함유한 재생 선택 배지(RSM)에서 배양하여 새싹을 얻었습니다. 플레이트를 제어된 온도(26± 2°C), 16시간/8시간의 빛/암광주기, 500μmol m-2 s-1 광도 및 제어된 습도에서 4주 동안 성장실에 배치했습니다35. 재생된 건강새싹을 유리병에 60mg/L의 항생제를 함유한 발근 선택 배지(RtSM)에서 배양하고 상술한 조건 하에서 성장실에 두었다. 4-6주 후, 추정 형질전환체를 멸균된 모래 토양이 들어 있는 작은 플라스틱 화분에 옮기고 위에서 언급한 조건에서 성장실에 놓았습니다. 굳은살 선택 배지(CSM)에서 10일 이상 계대배양이 필요하지 않습니다.

형질전환 사탕수수 식물의 분자 확인
앞서 설명한 바와 같이, 게놈 DNA는 CTAB 추출 방법(36)을 사용하여 추정되는 형질전환 사탕수수 묘목의 어린 잎으로부터 분리되었다. DNA 품질과 농도는 NanoDrop 분광 광도계와 아가로스 겔 전기영동을 사용하여 평가되었습니다. 선택 가능한 마커 유전자 nptII (750 bp) 및 전이유전자 DREB1A (651 bp)의 PCR 증폭은 표 1에 나열된 유전자 특이적 프라이머를 사용하여 수행되었습니다. 각 25μL PCR 반응에는 1x PCR 완충액, 2.5mM MgCl₂, 각각 0.2mM dNTP, 각 프라이머 0.4μM, Taq DNA 중합효소 1U, 게놈 DNA ~100ng 및 탈이온수가 포함되었습니다. 반응은 다음 조건에서 열순환기에서 실행되었습니다: 95°C에서 3분 동안 초기 변성; 30초 동안 94°C, 30초 동안 58°C, 45초 동안 72°C의 35사이클; 이어서 72°C에서 5분 동안 최종 확장. PCR 산물을 1% 아가로스 겔에서 분리하고 UV 광선에서 시각화하여 증폭을 확인했습니다. 그런 다음 PCR 양성(T0) 형질전환 묘목을 큰 흙 화분으로 옮기고 성숙할 때까지 통제된 온실 환경에서 경화시켰습니다. 성숙 시, 무작위로 선택된 5개의 PCR로 확인된 T₁ 이벤트의 사탕수수 세그먼트를 심고 12개월 동안 마이크로플롯에 번식시켜 가뭄 스트레스 실험을 위한 충분한 클론 세트를 생성했습니다. 참고: nptII 및 DREB1A 유전자가 확인되면 추가 PCR 증폭을 수행하지 않았습니다.

DREB1A 발현 연구
형질전환 및 비형질전환 사탕수수 식물의 스트레스를 받은 잎에서 DREB1A 의 상대적 발현은 실시간 PCR(qPCR)을 사용하여 정량화되었습니다. 총 RNA는 제조업체의 프로토콜에 따라 추출 시약을 사용하여 ~100mg의 잎 조직에서 분리되었습니다. RNA 품질은 아가로스 겔 전기영동으로 검증하고 분광 광도계를 사용하여 정량화했습니다. 각 샘플에 대해 2μg의 RNA를 올리고(dT) 프라이머와 함께 공급업체의 지침에 따라 cDNA 합성 키트를 사용하여 역전사했습니다.

생성된 cDNA는 유전자 특이적 프라이머를 사용하여 188bp DREB1A 를 증폭하기 위한 주형으로 사용되었습니다: 순방향 5'-ACAGAGGAGTTCGTCGGAGAGA-3' 및 역방향 5'-GAGTCTCCAAGCCGAGTCAG-3'. 각 25 μL qPCR 반응에는 12.5 μL의 2x SYBR Green qPCR 마스터 믹스, 0.4 μM의 각 프라이머, 2 μL의 희석된 cDNA(~100 ng 템플릿) 및 뉴클레아제가 없는 물이 포함되어 부피를 25 μL로 만들었습니다. 반응은 다음 프로그램을 사용하여 열 순환기에서 3중으로 수행되었습니다: 95°C에서 5분 동안 초기 변성, 이어서 30초 동안 95°C, 30초 동안 56°C, 30초 동안 72°C의 40사이클이 이어지며, 최종 연장은 72°C에서 10분 동안 확장됩니다.

qPCR 반응의 효율성과 선형성을 확인하기 위해 처음에 복제된 DREB1A 단편을 포함하는 플라스미드 DNA의 10배 연속 희석을 사용하여 표준 곡선을 생성했습니다. 그러나 발현 분석을 위해서는 2−ΔΔCt 방법(37)을 이용하여 상대적 정량화를 수행하였다. 액틴 유전자는 내인성 참조 역할을 했으며, 각 형질전환 계통에서 DREB1A 의 발현 수준은 야생형 대조군의 발현 수준으로 정규화되었습니다. 모든 Ct 값은 기기 소프트웨어에서 권장하는 자동 기준선 및 임계값 설정을 사용하여 수집되었습니다. 단일하고 날카로운 피크가 있는 용융 곡선만 허용되어 특이성을 확인했습니다. 정확한 정량화를 위해서는 고품질의 비분해 RNA가 필수적이었습니다. cDNA 합성 및 다운스트림 유전자 발현 분석의 신뢰성을 손상시키지 않도록 불순하거나 분해된 RNA 샘플은 제외되었습니다.

사탕수수의 DREB1A 매개 변화 연구: 수분 스트레스 실험20,34
1년 후, 형질전환 및 비형질전환(야생형) 식물의 5개 사탕수수 세그먼트(2개의 노드/세그먼트)를 18kg의 토양이 들어 있는 흙 화분에 5cm 깊이로 3회 파종했습니다(ECe 1.34; 사르 2.72; pH 7.8). 100, 80 및 60% FC의 세 가지 물 스트레스 체제가 적용되었습니다(표 2). 사탕수수 광합성 활성(PN, E, GS)과 식물 수분 관계(Ψw, Ψs, RWC)를 12개월 후에 연구하였다. 설정된 물 체제는 처리의 일관성에 영향을 미치므로 변경하지 마십시오.

광합성 활성 측정
180일간의 물 스트레스 후, 휴대용 휴대용 광합성 시스템을 사용하여 형질전환 및 야생형 사탕수수 식물 모두에서 가스 교환 매개변수(광합성 속도(PN), 증산 속도(E) 및 기공 전도도(gs)를 측정했습니다. 측정은 오전 09:00에서 11:00 사이에 각 식물 상단에서 세 번째로 완전히 확장된 잎을 사용하여 수행되었습니다. 선택한 잎을 내장된 투명 잎 챔버(3cm2 클램프 영역)에 부드럽게 삽입하여 주름이나 막힘 없이 완전한 접촉을 보장했습니다. 주변 조건은 시스템에 의해 실시간으로 기록되었으며 빛의 강도는 자연광 아래에서 약 1,000μmol m-2 s-1로 유지되었습니다. 장치는 CO2 동화 및 수증기 교환에 대한 정상 상태 판독값을 얻을 때까지 30-60초 동안 평형을 유지하도록 허용되었습니다. 기기의 내부 센서는 잎 온도, 상대 습도 및 주변 CO2 농도를 자동으로 기록했습니다. 각 유전자형 및 처리에 대해 최소 3개의 생물학적으로 독립적인 식물에서 측정값을 복제하고 데이터를 내부적으로 저장한 후 나중에 분석을 위해 내보냈습니다. 데이터의 신뢰성을 보장하기 위해 반복실험 전반에 걸쳐 일관된 환경 조건을 유지하기 위해 주의를 기울였습니다.

잎 수분 전위 및 삼투압 전위 측정
식물 상단에서 세 번째로 완전히 확장된 잎의 수위(Ψw)는 Scholander형 압력 챔버를 사용하여 결정되었습니다. 그런 다음 잎을 1.5mL 튜브에서 -20°C에서 동결하고, 냉동된 잎에서 얻은 세포 수액을 사용하여 삼투압계를 사용하여 삼투압 전위(Ψs)를 분석했습니다.

잎 상대 수분 함량 측정
형질전환 및 야생형 식물 잎의 수분 함량을 자세히 조사했습니다. 잎의 신선한 무게를 측정하고 잎을 밤새 증류수에 담갔습니다. 그 후, 잎의 터기드 중량을 기록하였고, 건조 중량은 잎을 70°C에서 72시간 동안 배양하여 측정하였다. Leaf RWC는 다음 공식을 사용하여 계산되었습니다.

figure-protocol-1
참고: 삼투압계를 사용하여 삼투압 전위를 정확하게 분석하려면 수분 전위가 결정되면 잎을 -20°C에서 동결해야 합니다.

수익률 속성
사탕수수 수확량 특성은 사탕수수 높이(cm), 직경, 제분 가능한 지팡이 수, 브릭스(%), 새싹 및 뿌리 바이오매스와 같은 수확 단계에서 측정되었습니다.

통계 분석
현장 실험(울타리를 사용하여 제어)은 처리당 3회 반복(반복당 5개 식물, n = 15)으로 무작위 완전 블록 설계 레이아웃을 사용하여 수행되었습니다. P ≤ 0.05의 유의 수준에서 다양한 농경학적 및 생리학적 특성의 변화를 분석하기 위해 양방향 분산 분석을 수행했습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

사탕수수 형질전환 계통의 분자적 특성화
rd29A: DREB1A 발현 카세트를 식물 발현 가능한 이원 벡터 pGA482(그림 1)에서 구축 및 복제한 다음, 생물 매개 형질전환 기술을 사용하여 사탕수수 게놈으로 형질전환하고 설명된 바와 같이 형질전환 사탕수수 식물을 성공적으로 개발했습니다(그림 2). 사탕수수 계통에서 전이유전자의 존재는 nptII 마커 및 DREB1A 유전자에 각각 특이적인 750bp 및 651bp 단편을 증폭하여 확인되었습니다. 이 단편은 야생형 사탕수수 식물에는 없었습니다(그림 3A, B). PCR로 확인된 형질전환 사탕수수 식물(T0)과 야생형 식물은 성숙할 때까지 온실에서 재배되었습니다. 선택된 5개의 형질전환 계...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

전 세계적으로 가뭄이 발생하기 쉬운 지역이 지속적으로 확장되고 있기 때문에 식물의 물 스트레스 내성을 개발하는 것이 중요합니다. 잠재적으로 실현 가능한 생명공학적 접근법으로서, 우리는 형질전환 사탕수수 계통의 물 스트레스 내성에서 DREB1A의 역할을 연구했습니다. 이전 연구에서는 비생물적 스트레스에 대한 내성을 부여하는 여러 유전자의 발현을 유도하는 데 있어 DREB1A 전사 인자의 역할이 보고되었습니다 28,38,39,40,41. 앞으로 나아갈 방향으로, 우리는 형질전환 사탕수수 계통에서 가뭄 내성을 부여하는 애기장대 DREB1A...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.

감사의 글

누라 빈트 압둘라만 공주 대학 연구원 지원 프로젝트 번호(PNURSP2025R39), 사우디아라비아 리야드에 있는 누라 빈트 압둘라만 공주 대학.

데이터 가용성:
모든 데이터는 이 백서에 제공됩니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
클로닝 벡터, pTZ57R/TFermentas, 빌뉴스, 리투아니아
적외선 가스 교환 분석기Bio-Rad, 캘리포니아, 미국
삼투압계Bio-Rad, 캘리포니아, 미국
PCR 기계Bio-Rad, 캘리포니아, 미국
PDS-1000/He 바이오리스틱 건ThermoFisher Sceintific Inc, 미국
실시간 PCRThermoFisher Sceintific Inc, 미국
RevertAid cDNA 합성 키트CI-340, CID Bio-Science, Inc., 미국
Scholander형 압력 챔버Skye instruments, Llandrindod Wells, 버밍엄, 영국
트리졸 시약Wescor-5500, 미국 유타주 로건

참고문헌

  1. Ali, S., et al. Climate change and its impact on the yield of major food crops: evidence from Pakistan. Foods. 6 (6), 39(2017).
  2. Farooq, N., Gheewala, S. H. Water use and deprivation potential for sugarcane cultivation in Pakistan. Journal of Sustainable Energy & Environment. 10, 33-93 (2019).
  3. Grass Phylogeny Working Group. Phylogeny and subfamilial classification of the grasses (Poaceae). Ann Mo Bot Gard. 88 (3), 373-457 (2001).
  4. Gibson, D. Grasses and grassland ecology. , Oxford University Press. New York. (2009).
  5. CarmoSilva, A. E., Powers, S. J., Keys, A. J., Arrabaça, M. C., Parry, M. A. Photorespiration in C grasses remains slow under drought conditions. Plant Cell Environ. 31 (7), 925-940 (2008).
  6. Pinto, H., Powell, J. R., Sharwood, R. E., Tissue, D. T., Ghannoum, O. Variations in nitrogen use efficiency reflect the biochemical subtype while variations in water use efficiency reflect the evolutionary lineage of C4 grasses at interglacial CO2. Plant Cell Environ. 39 (3), 514-526 (2016).
  7. Jobe, T. O., Zenzen, I., Rahimzadeh Karvansara, P., Kopriva, S. Integration of sulfate assimilation with carbon and nitrogen metabolism in transition from C3 to C4 photosynthesis. J Exp Bot. 70 (16), 4211-4221 (2019).
  8. Ye, Z. P., et al. Quantifying light response of leafscale wateruse efficiency and its interrelationships with photosynthesis and stomatal conductance in C3 and C4 species. Front Plant Sci. 11, 374(2020).
  9. Dingre, S., Gorantiwar, S. Determination of the water requirement and crop coefficient values of sugarcane by field waterbalance method in a semiarid region. Agric Water Manag. 232, 106042(2020).
  10. Hess, T. M., et al. A sweet deal? Sugarcane, water and agricultural transformation in subSaharan Africa. Global Environmental Change. 39, 181-194 (2016).
  11. Tammisola, J. Towards much more efficient biofuel crops-can sugarcane pave the way. GM Crops. 1 (4), 181-198 (2010).
  12. Pissolato, M. D., et al. Enhanced nitric oxide synthesis through nitrate supply improves drought tolerance of sugarcane plants. Front Plant Sci. 11, 970(2020).
  13. Diniz, C. A., et al. RB0442drought tolerant sugarcane cultivar. Crop Breed Appl Biotechnol. 19 (4), 466-470 (2019).
  14. Deng, Q., Dou, Z., Chen, J., Wang, K., Shen, W. Drought tolerance evaluation of intergeneric hybrids of BC3F1 lines of Saccharum officinarum × Erianthus arundinaceus. Euphytica. 215 (12), 1-13 (2019).
  15. Shahid, M., Khan, F., Saeed, A., Fareed, I. Variability of red rotresistant somaclones of sugarcane genotype S97US297 assessed by RAPD and SSR. Genet Mol Res. 10 (3), 1831-1849 (2011).
  16. Khan, M. A., et al. Evaluation of new sugarcane genotypes developed through fuzz: correlation of cane yield and yield components. Pakistan J Applied Sci. 3 (4), 270-273 (2003).
  17. De Paiva Rolla, A. A., et al. Phenotyping soybean plants transformed with RD29A:AtDREB1A for drought tolerance in the greenhouse and field. Transgenic Res. 23 (1), 75-87 (2014).
  18. Bihmidine, S., et al. Activity of the Arabidopsis RD29A and RD29B promoter elements in soybean under water stress. Planta. 237 (1), 55-64 (2013).
  19. Chaves, M., Davies, B. Drought effects and water use efficiency: improving crop production in dry environments. Funct Plant Biol. 37 (2), iii-vi (2010).
  20. Raza, G., et al. Overexpression of an H+PPase gene from Arabidopsis in sugarcane improves drought tolerance, plant growth and photosynthetic responses. Turkish J Biol. 40 (1), 109-119 (2016).
  21. Augustine, S. M., et al. Overexpression of EaDREB2 and pyramiding of EaDREB2 with the pea DNA helicase gene (PDH45) enhance drought and salinity tolerance in sugarcane (Saccharum spp. hybrid). Plant Cell Rep. 34 (2), 247-263 (2015).
  22. Reis, R. R., et al. Induced overexpression of AtDREB2ACA improves drought tolerance in sugarcane. Plant Sci. 221 - 222, 59-68 (2014).
  23. Molinari, H. B. C., et al. Evaluation of the stressinducible production of proline in transgenic sugarcane (Saccharum spp.): osmotic adjustment, chlorophyll fluorescence and oxidative stress. Physiologia Plantarum. 130 (2), 218-229 (2007).
  24. Zhang, S. Z., et al. Expression of the Grifola frondosa trehalose synthase gene and improvement of droughttolerance in sugarcane (Saccharum officinarum L.). J Integr Plant Biol. 48 (4), 453-459 (2006).
  25. Iwasaki, T. The dehydrationinducible RD17 (COR47) gene and its promoter region in Arabidopsis thaliana (accession no. AB004872). Plant Physiol. 115, 1287(1997).
  26. YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. A novel cisacting element in an Arabidopsis gene is involved in responsiveness to drought, lowtemperature or highsalt stress. Plant Cell. 6 (2), 251-264 (1994).
  27. Li, X., et al. Heterologous expression of the Arabidopsis DREB1A/CBF3 gene enhances drought and freezing tolerance in transgenic Lolium perenne plants. Plant Biotechnol Rep. 5, 61-69 (2011).
  28. Saint Pierre, C., Crossa, J. L., Bonnett, D., YamaguchiShinozaki, K., Reynolds, M. P. Phenotyping transgenic wheat for drought resistance. J Exp Botany. 63 (5), 1799-1808 (2012).
  29. Qin, F., et al. Regulation and functional analysis of ZmDREB2A in response to drought and heat stresses in Zea mays L. Plant J. 50 (1), 54-69 (2007).
  30. Shinozaki, K., YamaguchiShinozaki, K. Molecular responses to drought and cold stress. Curr Opin Biotechnol. 7 (2), 161-167 (1996).
  31. Kasuga, M., Liu, Q., Miura, S., YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. Improving plant drought, salt and freezing tolerance by gene transfer of a single stressinducible transcription factor. Nat Biotechnol. 17 (3), 287-291 (1999).
  32. Morran, S., et al. Improvement of stress tolerance of wheat and barley by modulation of expression of DREB/CBF factors. Plant Biotechnol J. 9 (2), 230-249 (2011).
  33. Liu, Q., et al. Two transcription factors, DREB1 and DREB2, with an EREBP/AP2 DNAbinding domain separate two cellular signal transduction pathways in drought and lowtemperatureresponsive gene expression, respectively, in Arabidopsis. Plant Cell. 10 (8), 1391-1406 (1998).
  34. Raza, G. Engineering drought tolerance in sugarcane (Saccharum officinarum L.). , QuaidiAzam University. Islamabad, Pakistan. (2013).
  35. Basso, M. F., et al. Improved genetic transformation of sugarcane (Saccharum spp.) embryogenic callus mediated by Agrobacterium tumefaciens. Curr Protoc Plant Biol. 2 (3), 221-239 (2017).
  36. Richards, E., Reichardt, M., Rogers, S. Preparation of genomic DNA from plant tissue. Curr Protoc Mol Biol. 27 (1), 2.3.1-2.3.7 (1994).
  37. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using realtime quantitative PCR and the 2^-ΔΔCT method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  38. Blum, A. Drought resistance, wateruse efficiency and yield potential-are they compatible, dissonant or mutually exclusive. Australian J Agricultural Res. 56 (11), 1159-1168 (2005).
  39. Pinto, R. S., et al. Heat and drought adaptive QTL in a wheat population designed to minimize confounding agronomic effects. Theor Appl Genet. 121 (6), 1001-1021 (2010).
  40. Li, T., et al. a DREBbinding transcription factor from Daucus carota, enhances drought tolerance in transgenic Arabidopsis thaliana and modulates lignin levels by regulating ligninbiosynthesisrelated genes. Environ Exp Bot. 169, 103896(2020).
  41. Nie, J., et al. The AP2/ERF transcription factor CmERF053 of Chrysanthemum positively regulates shoot branching, lateral root and drought tolerance. Plant Cell Rep. 37, 1049-1060 (2018).
  42. Kasuga, M., Miura, S., Shinozaki, K., YamaguchiShinozaki, K. A combination of the Arabidopsis DREB1A gene and stressinducible RD29A promoter improved drought and lowtemperature stress tolerance in tobacco by gene transfer. Plant Cell Physiol. 45 (3), 346-350 (2004).
  43. Datta, K., et al. Overexpression of Arabidopsis and rice stressgeneinducible transcription factors confers drought and salinity tolerance to rice. Plant Biotechnol J. 10 (5), 579-586 (2012).
  44. Ravikumar, G., et al. Stressinducible expression of AtDREB1A transcription factor greatly improves drought stress tolerance in transgenic indica rice. Transgenic Res. 23 (3), 421-439 (2014).
  45. BhatnagarMathur, P., et al. Stressinducible expression of AtDREB1A in transgenic peanut (Arachis hypogaea L.) increases transpiration efficiency under waterlimiting conditions. Plant Cell Rep. 26, 2071-2082 (2007).
  46. Qin, F., et al. Cloning and functional analysis of a novel DREB1/CBF transcription factor involved in coldresponsive gene expression in Zea mays L. Plant Cell Physiol. 45 (8), 1042-1052 (2004).
  47. Pellegrineschi, A., et al. Stressinduced expression in wheat of the Arabidopsis thaliana DREB1A gene delays water stress symptoms under greenhouse conditions. Genome. 47 (3), 493-500 (2004).
  48. Li, X. P., et al. Soybean DREbinding transcription factors that are responsive to abiotic stresses. Theor Appl Genetics. 110, 1355-1362 (2005).
  49. Gao, S. Q., et al. A cotton (Gossypium hirsutum) DREbinding transcription factor gene, GhDREB, confers enhanced tolerance to drought, high salt and freezing stresses in transgenic wheat. Plant Cell Rep. 28, 301-311 (2009).
  50. Dubouzet, J. G., et al. OsDREB genes in rice (Oryza sativa L.) encode transcription activators that function in drought, highsalt and coldresponsive gene expression. Plant J. 33 (4), 751-763 (2003).
  51. Morgan, J. M. Osmoregulation and water stress in higher plants. Annu Rev Plant Physiol. 35, 299-319 (1984).
  52. Gupta, A. S., Berkowitz, G. A. Osmotic adjustment, symplast volume and nonstomatal water stress inhibition of photosynthesis in wheat. Plant Physiol. 85 (4), 1040-1047 (1987).
  53. Gunasekera, D., Berkowitz, G. A. Evaluation of contrasting cellularlevel acclimation responses to leaf water deficits in three wheat genotypes. Plant Sci. 86 (1), 1-12 (1992).
  54. Brini, F., Hanin, M., Mezghani, I., Berkowitz, G. A., Masmoudi, K. Overexpression of wheat Na⁺/H⁺ antiporter TNHX1 and H⁺pyrophosphatase TVP1 improve salt and droughtstress tolerance in Arabidopsis thaliana plants. J Exp Bot. 58 (2), 301-308 (2007).
  55. Vadez, V., Rao, S., Sharma, K., BhatnagarMathur, P., Devi, M. J. DREB1A allows for more water uptake in groundnut by a large modification in the root/shoot ratio under water deficit. Journal of SAT Agricultural Research. 5 (1), 1-5 (2007).
  56. Vadez, V., Rao, J. S., BhatnagarMathur, P., Sharma, K. DREB1A promotes root development in deep soil layers and increases water extraction under water stress in groundnut. Plant Biol. 15 (1), 45-52 (2013).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

태그

DREB1A
문의하기
사서에게 추천하기

개인정보

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.