Method Article

전형적인 지방 췌장을 가진 비만 쥐 모델을 구축하기 위한 방법론의 개발 및 검증

DOI:

10.3791/69553

⸱

November 11th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory of Acupuncture and Medicine Research of Ministry of Education, Nanjing University of Chinese Medicine, 2Department of Acupuncture and Moxibustion, Yangzhou TCM Hospital Affiliated to Nanjing University of Chinese Medicine, 3Department of Specialty Medicine, Ohio University, 4Research Department, Swiss University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 연구는 일반적으로 지방 췌장을 특징으로 하는 단순 비만을 나타내는 비만 쥐 모델을 확립하기 위해 재현 가능하고 표준화된 방법을 제공합니다. 또한 췌장 조직 샘플링 및 면역조직화학에 대한 자세한 프로토콜도 포함되어 있습니다.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

비만은 현재 세계 인구의 거의 절반이 과체중 또는 비만으로 분류되는 지배적인 글로벌 건강 전염병으로 부상했습니다. 비만 개인의 주요 병리학적 특징은 췌장 지방증 또는 지방 췌장이라고 하는 상태인 췌장을 포함한 비지방 조직의 이소성 지질 침착입니다. 고지방 식이(HFD) 유발 설치류 모델에서 췌장 지방증은 지속적으로 간 지방증에 선행하여 지질 축적에 대한 췌장의 특별한 감수성을 강조합니다. 이러한 초기 참여는 췌장을 비만의 대사 조절 장애를 이해하는 데 중요한 기관으로 자리매김합니다. 식이 유발 비만(DIO) 쥐는 인간 질병 진행의 핵심 측면을 요약하지만, 이 췌장 표현형을 안정적으로 나타내는 잘 특성화된 동물 모델은 문헌에서 여전히 부족합니다.

인간 비만을 모델링할 때 중요한 방법론적 고려 사항은 HFD 도입 시기입니다. 많은 기존 모델은 이유 기간 동안 HFD를 시작하며, 이는 주로 발달 후 발달하는 인간의 비만을 완전히 반영하지 않는 교란스러운 발달 대사 프로그래밍 효과를 도입할 수 있습니다. 대조적으로, 본 연구는 이유 후 HFD가 도입되는 표준화된 프로토콜을 확립합니다. 이 접근법은 성인기에 비만이 시작되는 일반적인 인간 궤적을 보다 정확하게 모방하고, 초기 대사 적응을 피하며, 췌장 지방증으로 보다 생리학적으로 관련된 진행을 초래합니다.

이 연구는 두드러진 지방 췌장 병리를 특징으로 하는 비만의 쥐 모델을 생성하기 위한 상세하고 재현 가능한 프레임워크를 제공합니다. 방법론에는 1주간의 순응 단계, 이유 후 시작하는 14주간의 HFD 유도 기간 및 체계적인 조직 채취가 포함됩니다. 분자 분석을 위한 급속 동결(예: 웨스턴 블로팅)과 형태학적 평가를 위한 파라포름알데히드 관류 고정(예: IHC, H&E)의 두 가지 조직 처리 경로가 설명되어 있습니다. 이 모델은 비만 관련 췌장 대사 기능 장애에 대한 기계론적 조사를 위한 강력한 플랫폼을 제공합니다.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

단순 비만은 다른 동반 질환 없이 독립적으로 존재하는 비만으로 정의되며, 주로 부적절한 식이 패턴 및 불충분한 신체 활동과 같은 건강에 해로운 생활 방식으로 인한 에너지 불균형에 기인합니다1. 비만은 높은 유병률, 조기 발병 및 다기관 합병증을 특징으로 하는 젊은 인구의 비전염성 질병 발병률 증가에 크게 기여하여 중요한 글로벌 공중 보건 과제로 자리매김하고 있습니다2. 지방 췌장은 대사 조절 장애 동안 이 비지방 기관에 이소성 지질 침착을 특징으로 하는 상태입니다. 지방 췌장은 지방 조직과 췌장 병태생리학 사이의 중요한 상호 작용을 반영합니다. 과도한 췌장 지방 축적은 정상적인 선포 및 섬 조직을 대체하여 외분비 및 내분비 능력 모두에서 이중 기능 장애를 유발합니다 3,4. 이 병리학적 과정은 α/β 세포 비율을 방해하고, 인슐린 분비 기능의 후속 상실과 함께 β 세포 역분화를 촉진하며5,β 세포에 대한 직접적인 지방독성 손상을 매개합니다6. 동시에, α세포 증식과 조절 장애 인슐린 방출은 혈당 불안정성을 악화시켜 제2형 당뇨병(T2DM) 및 관련 합병증으로의 진행을 가속화합니다7.

지방 췌장 병인을 조사하면 대사 질환 진행의 기저가 되는 새로운 메커니즘이 밝혀집니다8. 이전의 비만 연구에서는 간 지방증이 강조되었지만, 새로운 증거는 췌장 지질 침착이 대사 조절 장애의 초기 사건임을 확인했습니다9. 이러한 패러다임 전환은 췌장 및 간 지방증을 통합하는 단순 비만에 대한 이중 장기 병리학 모델을 구축할 수 있게 합니다10. 이들의 누화를 연구하면 지질 대사 장애, 비만, 인슐린 저항성 및 당뇨병에 걸친 질병 스펙트럼 전반에 걸쳐 중요한 경로를 밝혀 질병 메커니즘에 대한 새로운 통찰력을 제공할 수 있습니다11. 췌장의 병리학적 과정에서 초기 증상은 췌장 지방세포의 상당한 확장을 동반한 췌장 지방의 상당한 침착입니다. 이것은 주로 췌장 머리, 목 및 신체 부위의 복부 측면에서 관찰되며 주로 선포 세포와 섬 세포 사이의 간질 영역 내에 위치합니다. 동시에, 췌장의 만성 저등급 염증이 존재하는 반면, 내분비 및 외분비 기능은 모두 이 단계에서 거의 손상되지 않은 상태로 유지됩니다12,13. 광범위한 지방 침윤은 지방독성을 통해 췌장 β세포 기능을 더욱 손상시키고 인슐린 활성을 억제합니다. 이 단계에서 선포 세포는 점진적으로 지방세포로 대체되어 T2DM의 발달에 기여합니다14,15. 당뇨병이 췌장암의 독립적인 위험 인자는 아니지만 급성 췌장염 및 당뇨병 병력이 있는 환자는 췌장암 발병 위험이 상당히 높습니다16.

거시적 해부학적 분석은 췌장 지방증의 중증도 및 침윤 패턴을 정량화하는 반면, 현미경적 수준의 IHC 평가는 선포 세포 형태, 핵 위치, 공포화 빈도 및 세포 집단 역학을 특성화합니다17. 육안적 해부학적 관찰에서 세포 분해능 IHC에 이르는 이 다중 모드 접근 방식은 질병 진행 전반에 걸쳐 췌장 병리의 포괄적인 병기 결정을 가능하게 합니다. 본 연구는 성체 쥐의 1주간 순응, 14주 비만 유도, 형태학적 분석을 위한 최적화된 췌장 조직 처리를 포함하는 표준화된 프로토콜을 자세히 설명하여 지방증 관련 대사 장애를 조사하기 위한 강력한 프레임워크를 구축합니다.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

동물 치료 절차는 난징 중의학 대학의 동물 윤리 위원회(202006A016)의 승인을 받았으며 ARRIVE(동물 연구: 생체 내 실험 보고) 지침, 윤리 지침, 1986년 동물(과학적 절차)법 및 관련 지침의 운영에 대한 지침, 과학적 목적으로 사용되는 동물 보호를 위한 EU 지침 2010/63. 모든 실험 동물은 해부 전에 승인된 설치류 마취 절차에 따라 마취되었습니다. 절차는 세 가지 구성 요소로 구성되었습니다.

1. 비만 쥐 모델 구축

  1. 실험 동물 및 그룹
    1. 고지방 식이(HFD)에 민감한 균주에서 4주(80-120g)의 수컷 Sprague-Dawley(SD) 쥐를 선택합니다.
    2. 모든 쥐를 일주일 동안 유지 식단에 적응시킨 다음 무작위로 대조군과 모델 그룹의 두 그룹으로 나눕니다.
    3. 1주일 후 모델 그룹의 경우 유지 식단을 HFD로 대체하고 대조군은 원래 식단을 유지합니다. 두 그룹 모두 14주 동안 식단을 유지합니다. HFD 조성은 표 1에 자세히 설명되어 있으며 표준 유지 관리 사료 제형은 표 2에 나와 있습니다.
  2. 먹이 조건 및 실험 매개변수
    1. 환경 매개변수: 온도 22 ± 2 °C, 습도 50 ± 10%, 12시간 빛/암흑 주기, 물과 음식에 대한 자유로운 접근.
  3. 모니터링 지표
    1. 매주 정해진 시간에 체중과 음식 섭취량을 기록합니다.
      참고: 저녁에 하면 스트레스를 최소화하고 주간/야간 활동 패턴에 맞출 수 있습니다18.
    2. 기록된 데이터를 사용하여 체중 증가 곡선을 그립니다.
    3. 성공적인 비만 모델링은 체중이 연령 일치 대조군의 20%를 초과하는 경우로 정의합니다.
성분함량(g/kg)주요 영양소 제공
일반 분말 사료365탄수화물, 식물성 단백질, 지방, 비타민 복합체, 미네랄 등의 기본 영양 공급
라드310포화 지방산, 불포화 지방산
카제인250필수 아미노산
콜레스테롤10콜레스테롤
셀룰로오스와 미네랄 혼합물60섬유질, 칼슘, 인, 나트륨 등
DL-메티오닌 메티오닌/메티오닌 아미노산3필수 아미노산
효모1비타민 B, β글루칸 등
나크롬1나크롬

표 1: 쥐 모델에서 DIO를 확립하기 위한 특수 HFD 제형. 이 표는 적응 기간이 끝날 때부터 조직 수집까지 투여된 모델 그룹에 대해 본 연구에 사용된 HFD의 구체적인 구성을 자세히 설명합니다.

성분콘텐츠단위
습기12.196%
조단백질(CP%)18.272%
소화 에너지(DE)3.186맥칼/kg
대사 에너지(ME)2.939맥칼/kg
순 에너지(NE)2.228맥칼/kg
에테르 추출물(EE%)4.417%
조섬유(CF%)3.677%
칼슘(Ca%)0.991%
총 인0.681%
(총 P%)
비피테이트 인0.19%
소금0.407%
라이신1.118%
소화 가능한 라이신0.813%
메티오닌0.53%
트레오닌0.779%
트립토판0.221%
구리(Cu)22.06mg/kg
철(Fe)173.69mg/kg
망간(Mn)102.1176mg/kg
아연(Zn)60.3687mg/kg

표 2: 쥐의 표준 유지 사료 공식. 이 표는 순응 단계 동안 모든 쥐와 전체 연구 기간 동안 대조군에게 제공된 표준 유지 사료의 제형을 나타냅니다.

2. 조직 채취

  1. 수술 전 준비
    1. 단식 치료: 생화학적 분석에 대한 장 내용물 간섭을 최소화하기 위해 안락사 전 12시간 음식 제한.
    2. 마취: 심부 마취를 위해 흡입 을 통해 이소플루란을 투여합니다(유도 농도 4%, 유지 농도 1.5-2%). 마취기에는 이소플루란용 기화기가 장착되어 마취제 농도를 1.5-2로 유지하였다. 준비를 위한 기준으로서, 액체 이소플루란의 물리적 소비량은 전체 절차 동안 쥐당 약 0.5mL-0.8mL였습니다.
    3. 마취 깊이 모니터링: 호흡수와 각막 반사를 지속적으로 추적합니다. 사후 췌장 자가 분해를 방지하기 위해 시술 전반에 걸쳐 지속적인 마취 상태를 유지하십시오.
    4. 불충분한 마취 관리: 마취 깊이가 부적절하거나 의식이 재발하는 경우 보조 마취를 위해 즉시 20% 우레탄을 복강 내 투여하고(50mg/kg) 활력 징후를 다시 확인한 후 계속합니다. 우레탄 분말을 식염수에 녹여 20% 우레탄 용액을 준비합니다.
      참고: 이소플루란 마취는 난징 중의과대학 실험동물센터의 윤리적 요구 사항을 준수하는 방법입니다. 이 최종 절차의 경우 20% 우레탄의 복강 내 주사가 허용 가능한 대안으로 사용될 수 있습니다. 그러나 기존 증거는 이소플루란이 설치류에서 케타민보다 더 높은 안전성 프로필을 제공할 수 있음을 시사합니다19.
  2. 신선한 조직 수확
    1. 피부 소독: 복부 장기의 모발 오염을 방지하기 위해 75% 에탄올을 전신(1-2초)에 빠르게 분사합니다.
    2. 위치 고정: 쥐를 해부대 위에 누운 자세로 놓고 네 팔다리를 모두 큰 머리 핀으로 단단히 고정합니다.
    3. 왼손에 집게로 복부 피부를 잡고 오른손에 가위를 사용하여 정중선(검상에서 치골까지)을 따라 피부를 절개합니다. 피하 근막을 무뚝뚝하게 해부하여 결합 조직을 분리하고 동일한 정중선을 따라 복직근과 복막을 절단합니다.
    4. 췌장 식별: 장을 왼쪽으로 부드럽게 이동하여 위, 비장, 십이지장을 시각화합니다. 비장은 췌장 꼬리에 붙어 있고 위는 췌장에 가깝습니다.
    5. 신속한 해부: 겸자로 비장을 부드럽게 들어 올리고 비장, 위, 십이지장 간막에 부착된 췌장을 점진적으로 절단하여 췌장을 분리합니다. 깨지기 쉬운 질감으로 인해 췌장 실질을 직접 고정하지 말고 조직 파열을 방지하기 위해 췌관/혈관을 보존하십시오.
    6. 조직 보존: 해부된 췌장을 얼음처럼 차가운 PBS(1× 인산염 완충 식염수, PH 7.4) 또는 식염수로 빠르게 헹구어 잔류 혈액을 제거합니다. 즉시 췌장을 2mL 냉동관으로 옮기고 30초 이내에 액체질소에 담근 후 -80°C에서 장기간 보관합니다.
    7. 안락사 및 시체 처리 조직 수집 후 자궁경부 탈구에 의해 모든 실험 쥐를 안락사시킵니다. 난징 중의과대학 실험동물센터의 규정에 따르면 동물 사체는 병적 생물의학 폐기물로 분류됩니다(폐기물 코드: 831-003-01). 모든 동물 사체는 규정에 따라 밀폐 백에 밀봉하고 지정된 냉동고에 균일하게 보관하십시오. 중앙 집중식의 환경적으로 건전한 폐기는 대학에서 수행할 것입니다. 어떠한 경우에도 시체를 임의로 버려서는 안 됩니다.
      알림: 생체 분자의 효소 분해를 방지하기 위해 실온 노출을 피하십시오20,21.
  3. 관류 조직 채취(나머지 단계는 동일함)
    1. 심장 노출: 왼손으로 쥐의 피부 조직을 들어 올리고 오른손으로 흉강을 열어 심장을 완전히 노출시킵니다.
    2. 관류를 위한 좌심실 준비: 좌심실을 작은 절개(관류 바늘 직경과 일치하는 크기)하고 우귓바퀴를 절개하여 혈액이 유출되도록 합니다.
    3. 식염수 관류: 관류 바늘을 좌심실에 부드럽게 삽입하고 우심방 유출이 깨끗해질 때까지 식염수 100mL를 10mL/min의 유속으로 천천히 관류합니다.
    4. 관류 고정액: 4% 파라포름알데히드 고정액 200mL로 전환, 유속: 5mL/min. 각 쥐에게 식염수 100mL를 관류한 다음 4% 파라포름알데히드 200mL를 관류합니다. 이 연구는 상업적으로 준비된 PFA 용액을 사용했습니다. 용액 내 PFA의 불안정성으로 인해 준비 및 신선도에 따라 상당한 변동 가능성이 있으므로 액체 용액은 빛으로부터 보호하고 4°C에서 보관해야 합니다. 효능을 보장하기 위해 개봉된 분취량을 즉시 사용하십시오. 분말로 제조한 경우 용액은 사용 직전에 신선하게 만들어야 합니다.
      알림: 장갑, 고글, 실험실 가운을 착용하십시오. 파라포름알데히드는 독성이 있기 때문에 흄 후드에서 수행합니다. 난징 중의과대학 실험동물센터의 규정에 따르면 파라포름알데히드 폐기물은 화학 생물의학 폐기물로 분류됩니다(폐기물 코드: 831-004-01). 사용 후에는 생물학적 위험 기호가 표시된 전용 폐기물 용기에 보관해야 합니다. 중앙 집중식 폐기는 대학에서 수행합니다. 어떠한 경우에도 부적절하게 폐기해서는 안 됩니다.
    5. 관류 성공 확인: 효과적인 고정을 나타내는 사지 경직도를 확인합니다.
    6. 30mL의 4% 파라포름알데히드 용액이 들어 있는 50mL 원심분리기 튜브에 췌장을 넣습니다. 튜브를 어둠 속에 2-4시간 동안 고정하여 조직을 고정합니다.
    7. 췌장을 30mL의 70% 에탄올 용액이 들어 있는 새로운 50mL 원심분리기 튜브로 옮깁니다. 튜브를 고정시키고 약 20-24시간22 동안 빛으로부터 보호하십시오.
    8. 파라핀 포매: 파라핀 왁스에 조직을 포매합니다. 포매된 조직은 4°C 또는 -20°C에서 보관합니다.
      참고: 이 연구는 파라핀 절편을 사용했습니다. 동결 절편은 유효한 대안이지만 최적의 결과를 보장하려면 특정 절편 유형에 대한 항체 성능을 사전에 검증해야 합니다.

3. 췌장의 면역조직화학(IHC) 염색

  1. 절편 및 장착 프로토콜
    1. 파라핀 절편: 마이크로톰을 사용하여 조직 절편을 6μm 두께로 절단하고 유리 슬라이드에 장착합니다.
    2. 부유 방법: 주름을 부드럽게 하기 위해 40°C 조직 부양 수조에 절편을 띄웁니다.
    3. 조직 수집: 접착제로 코팅된 슬라이드(슬라이드당 2-3개)에 절편을 장착하고 80°C 슬라이드 워머에서 건조시킵니다.
    4. 슬라이드 건조: 절편이 장착된 슬라이드를 절편 후 밤새 60°C 오븐으로 옮깁니다.
  2. 탈파라핀화 및 재수화 프로토콜
    1. 슬라이드를 슬라이드 랙에 놓고 다음과 같이 순차적으로 담그십시오: 자일렌 I, 7분; 자일렌 II, 7분; 무수 에탄올, 5분; 90% 에탄올, 5분; 85% 에탄올, 5분; 75% 에탄올, 5분; 증류수, 5분; PBS, 5분(3회).
      알림: 장갑과 고글을 착용한 훈기 후드에서 자일렌 단계를 수행합니다. 2.3.4단계와 같이 파라포름알데히드에 대해 지정된 것과 동일한 프로토콜에 따라 자일렌 폐기물을 폐기합니다.
  3. 항원 검색 프로토콜
    1. 구연산나트륨 용액의 제조: 구연산나트륨 완충액(pH 6.0)을 준비합니다. 분말 1팩을 물 1L에 녹여 자체 준비한 구연산나트륨 완충액을 사용했습니다.
    2. 전자레인지에 순차적으로: 슬라이드를 구연산나트륨 완충액으로 채워진 유리 염색병에 넣어 슬라이드를 덮은 다음 전자레인지에 넣습니다. 샘플을 8분 동안 중열(600W)한 다음 8분 동안 가열하지 않고 방치한 다음 마지막으로 7분 동안 저열(300W)의 순서로 마이크로파 처리를 받았습니다.
    3. 실온으로 자연 식히기: 용기를 실온으로 자연 식히십시오.
    4. PBS: 슬라이드를 PBS에서 5분 동안 두 번 헹굽니다.
  4. 오븐 배양
    1. H2O2: 내인성 과산화효소 활성을 차단하기 위해 조직 절편에 3% H2O2 를 10분 동안 도포합니다. 각 슬라이드에 약 50 - 80 μL의 H2O2 를 도포합니다.
    2. PBS: 슬라이드를 PBS에서 5분 동안 세 번 세척합니다.
    3. Strept-Avidin-Biotin-Peroxidase Complex(SABC): SABC를 조직에 적가하여 바르고 37°C 인큐베이터에서 30분 동안 염색합니다. 각 슬라이드에 약 50 - 80μL의 SABC를 도포합니다.
    4. PBS: 슬라이드를 PBS에서 5분 동안 세 번 세척합니다.
  5. 연색성
    1. 3,3'-디아미노벤지딘(DAB): 조직 절편에 DAB 발색 용액을 바르고 갈색을 띤 노란색 착색이 나타날 때까지 모니터링합니다. 약 1-5분 동안 절편을 염색합니다. 조직 특이성과 주변 온도에 따라 염색 시간을 조정합니다. 췌장 조직의 경우 22°C에서 2분의 염색 시간이 권장됩니다.
    2. 헹굼: 반응을 멈추기 위해 증류수의 부드러운 흐름 아래에서 즉시 헹굼 슬라이드를 만듭니다.
    3. 담그기: 슬라이드를 증류수에 5분 동안 담가 잔류 시약을 제거합니다.
  6. 헤마톡실린 염색
    1. 헤마톡실린: 슬라이드를 헤마톡실린에 1분 동안 담급니다. 헤마톡실린 용액은 56mg/mL의 비율로 순수를 사용하여 제조됩니다.
    2. 헹굼: 헹굼 슬라이드를 증류수에 두 번 헹굽니다(헹굼당 5초).
    3. 염산-알코올 분화: 염산-알코올 분화 용액에서 슬라이드를 1초 동안 구별합니다.
    4. 담그기: 슬라이드를 수돗물에 10분 동안 담가 안정적인 청색 핵 염색을 개발합니다.
  7. 탈수: 각 용액에서 각각 3분 동안 70% 에탄올, 80% 에탄올, 90% 에탄올, 무수 에탄올, 자일렌 I 및 자일렌 II의 용액을 통해 슬라이드를 순차적으로 탈수합니다.
    알림: 장갑과 고글을 착용한 훈기 후드에서 자일렌 단계를 수행합니다.
  8. 바다 표범 어업
    1. 중성 발삼으로 섹션 장착: 고무 전구 점적기를 사용하여 슬라이드에 중성 발삼을 바릅니다. 커버슬립으로 덮습니다. 기포 형성을 방지하기 위해 전구를 강하게 압축하지 마십시오. 각 슬라이드에 약 50μL의 중성 발삼을 도포합니다.
    2. 자연 건조: 슬라이드를 연기 후드에 밤새 넣어 중성 수지가 완전히 건조되도록 합니다.

4. 웨스턴 블로팅(WB) 분석

  1. 조직의 분해
    1. 쥐 췌장 조직 200mg을 용해 완충액 1mL와 작은 강구 3개가 들어 있는 2mL 분쇄 튜브에 넣습니다. 용해 완충액은 완전한 프로테아제 억제제 칵테일과 RIPA 용해 완충액으로 구성됩니다. 혼합 비율은 프로테아제 억제제 1정: RIPA 용해 완충액 50mL입니다.
    2. 분쇄는 다음 매개변수를 가진 볼 밀을 사용하여 수행되었습니다: 주파수: 30/s; 시간: 30초; 10-15회. 육안으로 흰색 입자가 보이지 않을 때까지.
    3. 상부 단백질 상청액을 1.5mL 마이크로 원심분리기 튜브로 옮기고 거품을 사용하지 마십시오. 16900 x g 30분, 4°C로 원심분리합니다.
      참고: 웨스턴 블로팅 분석을 위한 균질은 전체 췌장에서 준비되었습니다.
  2. 단백질 정량화: 제조업체의 지침에 따라 Pierce BCA 단백질 분석 키트를 사용하여 단백질 농도를 정량화합니다. BCA 작업 용액의 혼합 비율은 용액 A: 용액 B = 50:1입니다.
  3. 단백질 전기영동:
    1. 전기영동을 위해 준비된 췌장 단백질 샘플(각 레인에 6μL의 부피를 로드함)을 도데실황산나트륨-폴리아크릴아미드 겔-Young PAGE, Bis-Tirs, 10 × 8에 첨가합니다.
    2. 70V에서 0.5시간 동안 실행한 다음 Mini-PROTEAN Tetra System을 사용하여 110V에서 1시간 동안 실행합니다. MOPS 전기영동 러닝 버퍼 액체 20×순수한 물로 1× 농도로 희석합니다.
  4. 멤브레인 이송
    1. 순수한 물을 사용하여 전사 농축액 eBlot L2 5×에서 1× 작동 농도로 희석합니다. 이 1× 전송 버퍼는 최대 3회까지 재사용할 수 있습니다. 순수한 물을 사용하여 저울 농축액 eBlot L2 5×에서 1× 작동 농도로 희석합니다.
    2. PVDF 멤브레인(Immobilon-P Transfer Membrane)을 적절한 크기(예: 7.5cm × 5.5cm)로 자릅니다. 기공 크기는 0.45um입니다.
    3. 약 30mL의 메탄올을 90 × 60 × 32mm의 배양 상자에 붓습니다. PVDF 멤브레인을 메탄올에 5초 동안 담가 활성화합니다.
    4. 준비된 1x 균형 용액 약 30mL를 다른 깨끗한 배양 상자에 붓습니다. 전기영동 플레이트에서 젤을 조심스럽게 제거하고 균형 용액에 넣습니다.
    5. 활성화된 PVDF 멤브레인을 메탄올에서 옮기고 균형 용액이 들어 있는 배양 상자에 넣습니다. 적절한 접촉을 위해 멤브레인이 젤 아래에 있는지 확인하십시오. 둘 다 균형을 이룰 수 있도록 합니다.
    6. 블로팅 장치 제조업체의 지침에 따라 스폰지, 젤, PVDF 멤브레인, 스폰지의 순서로 전사 "샌드위치"를 배치합니다. 레이어 사이에 기포가 갇히지 않도록 하십시오. 조립된 전사 스택을 블로팅 장치 챔버에 올바르게 배치합니다. 전원 공급 장치를 연결하고 표준 모드에서 15분 동안 전송을 실행합니다.
  5. 차단
    1. 두 개의 배양 상자를 준비하는데, 하나는 약 15mL의 TBST(Tris-buffered saline-Tween20)가 들어 있고 다른 하나는 약 15mL의 5% BSA 차단 용액이 들어 있습니다.
    2. TBST 용액 준비: Tris 완충 식염수 분말 1파우치를 순수 2L에 녹인 다음 Tween 20 2mL를 추가합니다.
    3. PVDF 멤브레인을 TBST 용액에 넣고 젤과 접촉한 면이 위를 향하도록 합니다.
    4. 실온에서 40rpm의 셰이커에서 PVDF 멤브레인을 3-5분 동안 세척합니다.
    5. PVDF 멤브레인을 차단 완충액으로 옮깁니다. 실온에서 20시간 동안 1rpm의 셰이커에서 차단합니다.
  6. 1차 항체 배양
    1. TBST가 들어 있는 배양 상자에서 PVDF 멤브레인을 세척하고 실온에서 40rpm의 셰이커에서 각각 5분 동안 멤브레인을 3회 세척합니다.
    2. 1차 항체와 함께 4°C(1:40000, Vinculin Polyclonal 항체)에서 20rpm의 셰이커에서 다른 항체 배양 상자에서 밤새 (14-18시간) 배양합니다.
    3. 항체가 섹션에 지정된 비율에 따라 준비된 5% BSA 차단 용액으로 희석되었는지 확인하십시오.
  7. 2차 항체 배양
    1. PVDF 멤브레인을 15mL의 TBST 용액이 들어 있는 배양 상자에 넣습니다. 멤브레인을 실온의 셰이커에서 각각 5분 동안 세 번 세척하고 40rpm으로 교반합니다.
    2. 항토끼 IgG, HRP-결합 항체를 5% BSA 차단 완충액에 1:2000으로 희석하여 2차 항체를 준비합니다.
    3. 실온에서 20rpm의 셰이커에서 1시간 동안 배양합니다23.
    4. 위에서 설명한 방법에 따라 PVDF 멤브레인을 TBST 용액으로 각각 5분 동안 세 번 세척합니다.
  8. 탐지
    1. AccuWest ECL Plus, Raegent A 및 AccuWest ECL Plus, Raegent B를 배양 상자에서 직접 1:1 부피 비율로 혼합하여 작업 기질 용액을 준비합니다. 빛으로부터 보호된 모든 후속 단계를 수행합니다.
    2. PVDF 멤브레인을 용액에서 5-10초 동안 배양한 다음 강화된 화학발광(ECL) 시약인 Vilber Fusion FX6 MINI를 사용하여 면역반응성 밴드를 즉시 검출합니다. 일반적인 노출 시간은 5초에서 10초 사이입니다.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

우리는 지방 췌장을 안정적으로 나타내는 간단한 비만 모델을 확립하기 위한 재현 가능한 프로토콜을 설명합니다(그림 1). 동물 사료 공급 및 조직 수집에서 후속 분자 검증에 이르기까지 전체 프로세스가 그림 1에 개략적으로 요약되어 있습니다. 모델군(n=5)과 대조군(n=5)의 주간 체중 변화를 기록하였고, HFD를 먹이기 전 두 그룹의 체중에는 유의한 차이가 없었다. HFD를 먹인 후 같은 기간 동안 모델군의 체중은 대조군보다 유의하게 높았지만, 체중 증가는 13주차 이후 20% 이상이었습니다(그림 2A). 그림 2의 W0은 적응 급식이 끝난 후의 시간을 나타내고 W14는 다양한 식단으로 수유하는 14주 기간을 나타냅니다. 도시된 바와 같이, 초기 그룹화 후 ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

대사 증후군의 주요 동인인 단순 비만은 전신 지질 대사 조절 장애의 초기 징후를 나타냅니다. 개입하지 않으면 T2DM 및 심각한 당뇨병 합병증으로 진행될 수 있으므로 조기 대사 교정의 필요성이 강조됩니다30. 비만에서 이소성 지질 침착의 초기 지표인 췌장 지방증(지방 췌장)은 췌장을 비고전적 지방 기관으로 재정의하여 기존의 지방-간 축 패러다임에 도전합니다. 이러한 변화는 에너지 불균형 메커니즘을 밝히고 비만 관련 장애(예: T2DM, 비알코올성 지방간 질환[NAFLD])를 예방하는 데 핵심적인 기관 간 대사 누화에 대한 중요한 통찰력을 제공합니다31,32,33. 새로운 연구는 비알코올성 지방 췌장 질환(NAFPD)을 대사 증후군과 밀접하게 관련된 새로운 임상 ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

저자는 공개할 이해 상충이 없습니다.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 작업은 제7차 전국 유명 한의학 전문가의 학업 경험 계승을 위한 상속자 및 강사 프로젝트의 지원을 받았습니다. 중국 국가자연과학재단, 젊은 과학자 기금 프로젝트 [보조금 번호 82305376]; 2024년 장쑤성 젊은 과학기술 인재 지원 프로젝트 [보조금 번호 JSTJ-2024-380].

순서도는 FigDraw, Biorender를 사용하여 생성되었습니다.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
<강>물질
1.5 mL 마이크로 원심분리기 튜브바이오샤프 생명공학 주식회사BS-15-MWB
2ml 냉동 튜브랩셀렉트CV-002-200-EXWB
2ml 연마관우한 서비스바이오 테크놀로지 유한회사HT-200-MWB
3% H2O2부스터 전자기술주식회사20A23CIHC
4% 파라포름알데히드바이오샤프 생명공학 주식회사BL539A관류 췌장 박리 수술
5% BSA 솔루션바이오프록스4240GR100IHC
50 mL 원심분리기 튜브 & nbsp;바이오샤프 생명공학 주식회사BS-500-M조직 보존
AccuWest ECL Plus, 레이젠트 A난징 진 이지 바이오테크놀로지 유한회사.Q201220WB
AccuWest ECL Plus, 레이젠트 B난징 진 이지 바이오테크놀로지 유한회사.Q201220WB
무수 에탄올상하이 SCR-바이오텍 유한회사.10009257IHC
항토끼 IgG, HRP 연결 항체셀 시그널링 테크놀로지.Inc.,7074WB
종합 프로테아제 억제 칵테일호프만-라로슈 주식회사;82256300WB
커버슬립시토테스트 랩웨어 제조 주식회사10212450CIHC
DAB 염색 생성 용액부스터 전자기술주식회사AR2017-1IHC
겸자선전 RWD 생명과학 유한회사.SP0007-MSD 쥐 해부
글라스 슬라이드 시토테스트 랩웨어 제조 주식회사188105IHC
유리 스테인링 항아상하이 비요타임 바이오테크놀로지 유한회사.FG010IHC
헤마톡실린상하이 비요타임 바이오테크놀로지 유한회사.ST2067-20gIHC
고지방 식단쑤저우쌍시 실험동물사료기술유한회사.표1실험동물을 먹이로 삼기
염산 알코올상하이 비요타임 바이오테크놀로지 유한회사.C0163MIHC
이소플루란선전 RWD 생명과학 유한회사.R510-22-10마취된 쥐
메탄올 바이오프록스67-56-1WB
MOPS 러닝 버퍼 액체 20×난징 겐스크립트 생명공학 유한회사, nbsp;C36842504WB
중성 발삼베이징 솔라비오 과학 및 테크놀로지 주식회사G8590IHC
중성 수지상하이 SCR-바이오텍 유한회사.G8590IHC
PBS 솔루션장쑤 케이겐 바이오테크 주식회사KGL2206-500조직 보존
피어스 BCA 단백질 분석 키트  서모 피셔 사이언티픽, 미국 월섬.ZB382867
피어스 BCA 단백질 분석 키트  허모 피셔 사이언티픽 주식회사, 월섬, 미국ZB382867WB
프로테아제 억제제 칵테일호프만-라로슈 주식회사;82256300
PVDF 막(Immobilon-P 전이막, 밀리포어, 0000380346) 메르크 밀리포어0000380346WB
RIPA 용해 완충제바이오샤프 생명공학 주식회사BL504A, 70096436WB
SABC부스터 전자기술주식회사20C03AIHC
식염수산시 셴가오 동물 제약회사, 유한회사;270071460조직 보존
SD 수컷 랫츠장쑤 젬파마테크 유한회사, nbsp;D000017쥐들
시트레이트 나트륨머크 생명과학S1804IHC
표준 유지보수 공급쑤저우쌍시 실험동물사료기술유한회사.표2실험동물을 먹이로 삼기
균형 농축액 eBlot L2 5&time;난징 겐스크립트 생명공학 유한회사, nbsp;C97212410 WB
전이 농축액 eBlot L2 5×난징 겐스크립트 생명공학 유한회사, nbsp;C97211504WB
트리스 완충 식염수, 분말 및 nbsp;바이오샤프 생명공학 주식회사BL602AWB
트윈 20세바이오프록스EZ681A3EA8WB
우레탄시그마-올드리치 주식회사U2500-100G마취된 쥐
빈쿨린 폴리클론 항체프로틴테크 그룹, Inc.26520-1-APWB
자일렌난징 시약 주식회사C0430530223IHC
영 페이지, 비스-티르스, 10× 8난징 겐스크립트 생명공학 유한회사, nbsp;C33152505WB
<스트롱>장비
마취기선전 RWD 생명과학 유한회사.모델 R5805마취된 쥐
볼 밀 & NBSP;레치 테크놀로지 GmbH - 마이크로트랙MM400WB
원심분리기에펜도르프 SE5418RWB
컴퓨터화된 생물학적 조직 건조기저장성 진화커디 기기 주식회사SC2013-G-KITIHC
증강 화학발광(ECL) 시약 및 nbsp;빌버 바이오 이미징00170961WB
미세토름 서모 피셔 사이언티픽, 미국 월섬.HM325IHC
전자레인지상하이 복순 공업 유한회사 등;97000IHC
미니 프로티안 테트라 시스템바이오-래드 연구소 주식회사1658004WB
오븐상하이 징홍 과학 유한회사.DNP-9082IHC
순수한 물쓰촨 UPT 울트라퓨어 테크놀로지 유한회사.울룹-테즈IHC

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, G., et al. Comparative effectiveness of massage combined with lifestyle intervention and lifestyle intervention alone for simple obesity: a systematic review and meta-analysis. Medicine. 104 (2), e41074(2025).
  2. World Obesity Federation. World Obesity Atlas 2024. , World Obesity Federation. London. (2024).
  3. Kromrey, M. L., et al. Pancreatic steatosis is associated with impaired exocrine pancreatic function. Invest Radiol. 54 (7), 403(2019).
  4. Miyake, H., et al. Association of fatty pancreas with pancreatic endocrine and exocrine function. PLoS One. 13 (12), e0209448(2018).
  5. López-Bermudo, L., et al. Contribution of liver and pancreatic islet crosstalk to β-cell function/dysfunction in the presence of fatty liver. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 892672(2022).
  6. Vilas-Boas, E. A., Almeida, D. C., Roma, L. P., Ortis, F., Carpinelli, A. R. Lipotoxicity and β-cell failure in type 2 diabetes: oxidative stress linked to NADPH oxidase and ER stress. Cells. 10 (12), 3328(2021).
  7. Martínez, M. S., et al. The role of the α cell in the pathogenesis of diabetes: a world beyond the mirror. Int J Mol Sci. 22 (17), 9504(2021).
  8. Catanzaro, R., Cuffari, B., Italia, A., Marotta, F. Exploring the metabolic syndrome: nonalcoholic fatty pancreas disease. World J Gastroenterol. 22 (34), 7660-7675 (2016).
  9. Pinnick, K. E., et al. Pancreatic ectopic fat is characterized by adipocyte infiltration and altered lipid composition. Obesity. 16 (3), 522-530 (2008).
  10. Wang, Y. D., et al. New insight of obesity-associated NAFLD: dysregulated "crosstalk" between multi-organ and the liver. Genes Dis. 10 (3), 799-812 (2023).
  11. Savage, D. B., Petersen, K. F., Shulman, G. I. Disordered lipid metabolism and the pathogenesis of insulin resistance. Physiol Rev. 87 (2), 507-520 (2007).
  12. Shah, N., Rocha, J. P., Bhutiani, N., Omer, E. Nonalcoholic fatty pancreas disease. Nutr Clin Pract. 34 (S1), S49-S56 (2019).
  13. Chang, M. L. Fatty pancreas-centered metabolic basis of pancreatic adenocarcinoma: from obesity, diabetes and pancreatitis to oncogenesis. Biomedicines. 10 (3), 692(2022).
  14. Ou, H. Y., Wang, C. Y., Yang, Y. C., Chen, M. F., Chang, C. J. The association between nonalcoholic fatty pancreas disease and diabetes. PLoS One. 8 (5), e62561(2013).
  15. Yu, T. Y., Wang, C. Y. Impact of non-alcoholic fatty pancreas disease on glucose metabolism. J Diabetes Investig. 8 (6), 735-747 (2017).
  16. Petrov, M. S. Post-pancreatitis diabetes mellitus and excess intra-pancreatic fat deposition as harbingers of pancreatic cancer. World J Gastroenterol. 27 (17), 1936-1942 (2021).
  17. Mihoc, T., et al. Pancreatic morphology, immunology, and the pathogenesis of acute pancreatitis. Biomedicines. 12 (11), 2627(2024).
  18. Robinson-Junker, A. L., O'Hara, B. F., Gaskill, B. N. Out like a light? the effects of a diurnal husbandry schedule on mouse sleep and behavior. J Am Assoc Lab Anim Sci. 57 (2), 124-133 (2018).
  19. Virgilio, T., et al. Impact of prolonged isoflurane or ketamine-xylazine anesthesia with or without buprenorphine and oxygen on mouse vitals and immune responses. Lab Anim. 54, 1-8 (2025).
  20. Oh, S., Ahn, B., Lee, B. J., Nam, S. Y. Effect of humidity on postmortem changes in rats. J Vet Sci. 25 (3), e24(2024).
  21. Wu, C. T., et al. SARS-CoV-2 infects human pancreatic β cells and elicits β cell impairment. Cell Metab. 33 (8), 1565-1576.e5 (2021).
  22. Tremblay, C., Moullé, V., Zarrouki, B., Ghislain, J., Poitout, V. Immunofluorescent staining of pancreatic sections. protocols.io. , (2022).
  23. Liu, Y., et al. Electroacupuncture at ST25 mediated glial cells pruning of pancreatic TRPV1 neural synapse responds to neuropathy-associated beta cell dysfunction. Chin Med. 20 (1), 65(2025).
  24. Lu, M., et al. Electroacupuncture stimulation regulates adipose lipolysis via catecholamine signaling mediated by NLRP3 suppression in obese rats. Front Endocrinol. 12, 773127(2022).
  25. Lu, M., et al. Remodelling the inguinal adipose sensory system to switch on the furnace: electroacupuncture stimulation induces brown adipose thermogenesis. Diabetes Obes Metab. 26 (4), 1430-1442 (2024).
  26. Otsuka, N., Shimizu, K., Taniai, M., Tokushige, K. Risk factors for fatty pancreas and effects of fatty infiltration on pancreatic cancer. Front Physiol. 14, 1243983(2023).
  27. Zhang, X., Cui, Y., Fang, L., Li, F. Chronic high-fat diets induce oxide injuries and fibrogenesis of pancreatic cells in rats. Pancreas. 37 (3), e31(2008).
  28. Liu, Y., et al. Electroacupuncture at ST25 mediated glial cells pruning of pancreatic TRPV1 neural synapse responds to neuropathy-associated beta cell dysfunction. Chin Med. 20 (1), 65(2025).
  29. Liu, Y., et al. Neurophysiological mechanisms of electroacupuncture in regulating pancreatic function and adipose tissue expansion. World J Diabetes. 16 (5), 101354(2025).
  30. Jirawat, N., Srisuk, A. Obesity, metabolic syndrome, and cardiovascular disease: pathophysiological connections. Sci Acad J. 7 (1), 1-12 (2024).
  31. Fan, Y. H., et al. Inter-organ metabolic interaction networks in non-alcoholic fatty liver disease. Front Endocrinol. 15, 1494560(2025).
  32. Wang, Y. D., et al. New insight of obesity-associated NAFLD: dysregulated "crosstalk" between multi-organ and the liver. Genes Dis. 10 (3), 799-812 (2023).
  33. Zhang, X., Ji, X., Wang, Q., Li, J. Z. New insight into inter-organ crosstalk contributing to the pathogenesis of non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD). Protein Cell. 9 (2), 164-177 (2018).
  34. Zhang, C. L., Wang, J. J., Li, J. N., Yang, Y. Nonalcoholic fatty pancreas disease: an emerging clinical challenge. World J Clin Cases. 9 (23), 6624-6638 (2021).
  35. Corte, C. D., et al. Nonalcoholic fatty pancreas disease and nonalcoholic fatty liver disease: more than ectopic fat. Clin Endocrinol. 83 (5), 656-662 (2015).
  36. Saloman, J. L., et al. Animal models: challenges and opportunities to determine optimal experimental models of pancreatitis and pancreatic cancer. Pancreas. 48 (6), 759(2019).
  37. Hariri, N., Thibault, L. High-fat diet-induced obesity in animal models. Nutr Res Rev. 23 (2), 270-299 (2010).
  38. Lee, H. -Y., Min, K. -J. Dietary restriction and lipid metabolism: unveiling pathways to extended healthspan. Nutrients. 16 (24), 4424(2024).
  39. Rosini, T. C., Ramos da Silva, A. S., de Moraes, C. Diet-induced obesity: rodent model for the study of obesity-related disorders. Rev Assoc Med Bras (Engl Ed). 58 (3), 383-387 (2012).
  40. Uc, A., et al. Chronic pancreatitis in the 21st century - research challenges and opportunities: summary of a national institute of diabetes and digestive and kidney diseases workshop. Pancreas. 45 (10), 1365(2016).
  41. Fisher, W. E., et al. Standard operating procedures for biospecimen collection, processing, and storage: from the consortium for the study of chronic pancreatitis, diabetes, and pancreatic cancer. Pancreas. 47 (10), 1213(2018).
  42. Alexander, J., Chang, G. Q., Dourmashkin, J. T., Leibowitz, S. F. Distinct phenotypes of obesity-prone AKR/J, DBA2J and C57BL/6J mice compared to control strains. Int J Obes (Lond). 30 (1), 50-59 (2006).
  43. Nishikawa, S., Yasoshima, A., Doi, K., Nakayama, H., Uetsuka, K. Involvement of sex, strain and age factors in high-fat diet-induced obesity in C57BL/6J and BALB/cA mice. Exp Anim. 56 (4), 263-272 (2007).
  44. Levin, B. E., Dunn-Meynell, A. A., Balkan, B., Keesey, R. E. Selective breeding for diet-induced obesity and resistance in Sprague-Dawley rats. Am J Physiol. 273 (2 Pt 2), R725-R730 (1997).
  45. Kautzky-Willer, A., Harreiter, J., Pacini, G. Sex and gender differences in risk, pathophysiology and complications of type 2 diabetes mellitus. Endocr Rev. 37 (3), 278-316 (2016).
  46. Lee, M. J., Wu, Y., Fried, S. K. Adipose tissue heterogeneity: implication of depot differences in adipose tissue for obesity complications. Mol Aspects Med. 34 (1), 1-11 (2013).
  47. Geer, E. B., Shen, W. Gender differences in insulin resistance, body composition, and energy balance. Gender Med. 6 Suppl 1 (Suppl 1), 60-75 (2009).
  48. Nadal-Casellas, A., Proenza, A. M., Lladó, I., Gianotti, M. Sex-dependent differences in rat hepatic lipid accumulation and insulin sensitivity in response to diet-induced obesity. Biochem Cell Biol. 90 (2), 164-172 (2012).
  49. Stubbins, R. E., Holcomb, V. B., Hong, J., Núñez, N. P. Estrogen modulates abdominal adiposity and protects female mice from obesity and impaired glucose tolerance. Eur J Nutr. 51 (7), 861-870 (2012).
  50. Liu, Y., et al. Neuromechanical dimorphism of hypoglycemic effect of electroacupuncture. Neuroendocrinology. 113 (7), 679-691 (2023).
  51. Xu, T. C., Liu, Y., Yu, Z., Xu, B. Gut-targeted therapies for type 2 diabetes mellitus: a review. World J Clin Cases. 12 (1), 1-8 (2024).
  52. Xu, T., et al. Hypoglycemic effect of electroacupuncture at ST25 through neural regulation of the pancreatic intrinsic nervous system. Mol Neurobiol. 59 (1), 703-716 (2022).
  53. Feng, X., et al. Ferroptosis enhanced diabetic renal tubular injury via HIF-1α/HO-1 pathway in db/db mice. Front Endocrinol (Lausanne). 12, 626390(2021).
  54. Fang, X., et al. Beinaglutide shows significantly beneficial effects in diabetes/obesity-induced nonalcoholic steatohepatitis in ob/ob mouse model. Life Sci. 270, 118966(2021).
  55. Mao, T., et al. Semaglutide alters gut microbiota and improves NAFLD in db/db mice. Biochem Biophys Res Commun. 710, 149882(2024).
  56. Zeng, Z., et al. Bacillus amyloliquefaciens SC06 alleviates the obesity of ob/ob mice and improves their intestinal microbiota and bile acid metabolism. Food Funct. 13 (9), 5381-5395 (2022).
  57. Suriano, F., et al. Novel insights into the genetically obese (ob/ob) and diabetic (db/db) mice: two sides of the same coin. Microbiome. 9 (1), 147(2021).
  58. Owada, Y., et al. Novel non-alcoholic steatohepatitis model with histopathological and insulin-resistant features. Pathol Int. 68 (1), 12-22 (2018).
  59. Flessa, C. M., et al. Genetic and diet-induced animal models for non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD) research. Int J Mol Sci. 23 (24), 15791(2022).
  60. Liu, Y., et al. Electroacupuncture at ST25 mediated glial cells pruning of pancreatic TRPV1 neural synapse responds to neuropathy-associated beta cell dysfunction. Chin Med. 20 (1), 65(2025).
  61. Xu, T., et al. Hypoglycemic effect of electroacupuncture at ST25 through neural regulation of the pancreatic intrinsic nervous system. Mol Neurobiol. 59 (1), 703-716 (2022).
  62. Vimaleswaran, K. S., et al. Causal relationship between obesity and vitamin D status: bi-directional Mendelian randomization analysis of multiple cohorts. PLoS Med. 10 (2), e1001383(2013).
  63. Alvheim, A. R., et al. Dietary linoleic acid elevates endogenous 2-AG and anandamide and induces obesity. Obesity (Silver Spring). 20 (10), 1984-1994 (2012).
  64. Hintze, K. J., Benninghoff, A. D., Cho, C. E., Ward, R. E. Modeling the Western diet for preclinical investigations. Adv Nutr. 9 (3), 263-271 (2018).
  65. D, L. Obesity due to a high-fat diet in the rat and mouse. Nutr Dieta Eur Rev Nutr Diet. 9 (1), 27-42 (1967).
  66. Lemonnier, D., Tremolieres, J. Experimental obesity induced by high-fat diets. Probl Actuels Endocrinol Nutr. 7, 77-85 (1963).
  67. Samuel, V. T., et al. Mechanism of hepatic insulin resistance in non-alcoholic fatty liver disease. J Biol Chem. 279 (31), 32345-32353 (2004).
  68. Hu, S., et al. Dietary fat, but not protein or carbohydrate, regulates energy intake and causes adiposity in mice. Cell Metab. 28 (3), 415-431.e4 (2018).
  69. Goh, S. K., et al. Perfusion-decellularized pancreas as a natural 3D scaffold for pancreatic tissue and whole organ engineering. Biomaterials. 34 (28), 6760-6772 (2013).
  70. Levin, B. E. Factors promoting and ameliorating the development of obesity. Physiol Behav. 86 (5), 633-639 (2005).
  71. Yuan, C. X., et al. Electroacupuncture alleviates diabetic peripheral neuropathy through modulating mitochondrial biogenesis and suppressing oxidative stress. World J Diabetes. 16 (2), 93130(2025).
  72. Liu, Y., et al. Neuromechanical dimorphism of hypoglycemic effect of electroacupuncture. Neuroendocrinology. 113 (7), 679-691 (2023).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Obese Rat ModelsFatty PancreasPancreatic SteatosisHigh Fat DietDiet Induced ObesityLipid DepositionTissue HarvestingWestern BlottingParaformaldehyde FixationMetabolic Dysfunction

Related Articles