리뷰 논문

DNA 손상 수리 효율성 평가 전략에 관한 연구 진행 상황

DOI:

10.3791/71031

⸱

2026년 6월 23일

 ,  ,  ,  ,  , 
1Jiangsu Province Engineering Research Center of Development and Translation of Key Technologies for Chronic Disease Prevention and Control, Suzhou Vocational Health College, 2School of Chemistry and Life Sciences, Suzhou University of Science and Technology, 3Department of Orthopedics, The First Affiliated Hospital of Soochow University, 4Department of Hematology, The First Affiliated Hospital of Soochow University

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DNA 손상 복구 효율 분석법은 크게 세 그룹으로 분류할 수 있습니다: 세포 기반 기능 분석, 시험관 내 생화학적 분석, 분자 마커 분석. 이러한 접근법은 여러 DNA 손상 복구 경로에 걸친 수리 효율의 정성적 또는 정량적 평가를 가능하게 합니다.

초록

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

세포 유전체 DNA는 다양한 형태의 DNA 손상을 유발하는 내인성 및 외인성 인자에 지속적으로 노출됩니다. 포유류 세포에서는 세포당 DNA 손상의 일일 부담이 10 4에서 105건에 달할 수 있습니다. S 단계까지 지속되는 DNA 손상은 돌연변이를 유발할 수 있습니다. 이러한 돌연변이가 종양 유전자, 종양 억제 유전자 또는 세포 증식에 관여하는 유전자에서 발생하면, 세포 변형과 발암을 촉진할 수 있습니다. 따라서 DNA 손상 복구는 유전체 안정성 유지와 암 발생 예방에 중요한 역할을 합니다. DNA 수리 능력 평가는 DNA 수리 시스템의 기능적 활성을 측정함으로써 가장 잘 달성됩니다. DNA 손상 복구 경로와 그 수리 효율은 화학요법 약물 개발, 유전자 기능 검증, 암 치료에 매우 중요합니다. 따라서 개별 DNA 손상 복구 경로의 수리 효율성 연구는 이론적, 실질적으로 중요한 의미를 지닙니다. 이 리뷰는 주요 DNA 손상 복구 경로, 수리 효율 평가에 사용되는 방법, 그리고 이러한 접근법의 장단점을 요약합니다.

서론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DNA 손상 복구 시스템은 돌연변이 빈도를 줄이고 발암 억제를 통해 유전체 안정성을 유지하는 중요한 세포 방어 기전입니다. 서로 다른 유형의 DNA 손상은 서로 다른 상호연관된 복구 경로를 통해 복구됩니다. 예를 들어, DNA 복제 중 발생하는 염기 불일치는 불일치 수리(MMR)를 통해 교정되는 반면, 알킬화된 염기와 같은 화학적 변형 염기는 주로 염기암 절제 수리(BER)3를 통해 수리됩니다. 자외선(UV)에 의해 유도된 6-4 광산물과 특정 화학 물질에 의해 생성된 부피가 큰 뉴클레오타이드 부합물은 뉴클레오타이드 절제 수리(NER)를 통해 제거됩니다. 간간가교결합(ICL) 손상은 판코니 빈혈 경로와 관련된 단백질의 조정된 활동을 통해 복구됩니다. 단일 가닥 절단(SSB)은 단일 가닥 절단 복구(SSBR) 경로를 통해 수리되는 반면, 이중 가닥 절단(DSB)은 주로 상동 종단 결합(NHEJ) 또는 상동 재조합(HR)을 통해 수리됩니다. 대부분의 경우, 복잡한 DNA 병변은 여러 DNA 수리 경로 간의 조정된 상호작용을 통해 해결됩니다.

세포 내 DNA 손상 및 수리 효율성 평가는 일반적으로 코멧 분석법, 면역형광(IF), 웨스턴 블롯팅(WB), 숙주 세포 재활성화(HCR), 플라스미드 기반 수리 분석법 등 다양한 실험적 접근법의 조합에 의존합니다. 이 방법들은 DNA 가닥 절단, DNA 손상 마커, 그리고 수리 관련 단백질의 발현 또는 위치 확인을 통해 DNA 손상과 수리를 평가합니다. 그러나 세포 수리 효율의 정확한 정량화는 일반적으로 동적 도전 기반 분석이 필요합니다. 이 방법들은 특정 DNA 병변을 실험적으로 유도하고, 세포를 순차적인 시점에 샘플링하여 손상 신호의 형성과 제거를 모니터링합니다. 잔여 손상 수준을 초기 손상 부담과 비교하여 수리 속도론과 경로 기능을 정량적으로 평가할 수 있게 합니다.

현재 사용 가능한 DNA 손상 수리 효율 분석법의 특성과 응용을 체계적으로 비교하기 위해, 본 리뷰는 병변/기질 특이성, 분석 해상도, 민감도, 정량적 능력, 기기 요구 사항 다섯 가지 매개변수에 따라 주요 검출 방법을 요약합니다(표 1). 본 리뷰는 기초, 중개 및 임상 연구에서 DNA 손상 복구 경로를 조사하기 위한 적절한 접근법을 선택하는 실용적인 방법론적 지침을 제공하는 것을 목표로 합니다.

검출 방법병변/기질 특이성해석적 해상도민감도/검출 임계값정량적 성과 정성적 결과계측 요구 사항
서부 블롯CPD, 6-4PP, 수리 단백질(예: MGMT, RAD51)인구중도준정량적단백질 전기영동, 막 전달, 화학발광 영상 시스템
면역형광CPD, DSB 초점(예: γ-H2AX, RAD51)단셀중도준정량적형광 현미경
HPLC-MS/MSCPD, 6-4PPs, 산화성 및 알킬성 염기 손상개체군/시험관 내매우 높았다정량적HPLC-MS/MS
MGMT 효소 활성 분석법O⁶-meG 알킬화 손상개체군/시험관 내높게정량적마이크로플레이트 리더
혜성 분석SSB, DSB, 산화 염기(FPG/OGG 전처리 포함)단셀높게정량적형광 현미경/전기영동 시스템
절개 분석AP 부위, NER 절개, BER 절개 부위개체군/시험관 내높게정량적젤 이미징, 방사성 표지/형광 검출
재구성된 수리 시스템특정 기지 손상, AP 부위, 가닥 끊어짐시험관 내높게정량적젤 전기영동, 형광/MS 검출
플라스미드 기반 수리 분석법부지별 손상인구중도정량적마이크로플레이트 리더기, 유세포계, 콜로니 카운팅
리포터 분석현장 특정적 피해; BER, NER, HR, NHEJ, MMR인구높게정량적마이크로플레이트 리더기, 유세포계, 형광 현미경
HCR/FM-HCR자외선 손상, 백금 가교, 부위 특이적 손상인구높게정량적유세포계, 형광/화학발광 검출기
RADD광범위 DNA 손상단셀매우 높았다정량적단일 분자 형광 현미경
qPCR자외선 손상, 사슬 차단 병변인구중도정량적실시간 qPCR 기기
MSI 감지MMR 결핍 관련 마이크로위성 불안정성인구중도정성적PCR 기기/모세관 전기영동
DR-GFP/EJ5-GFPHR 및 NHEJ 매개 DSB 수리인구높게정량적유세포계/형광 현미경
축복/행복유전체 DSB 매핑단셀매우 높았다정량적고처리량 시퀀서
아이폰드복제 포크/TLS 관련 수리 부위의 DDR 단백질복제 포크/프로테옴높게준정량적질량분석/시서열 분석 플랫폼

표 1: DNA 손상 수리 효율을 감지하는 방법들의 체계적 비교. DNA 손상 복구 효율을 여러 수리 경로에서 평가하는 일반적으로 사용되는 방법들의 비교. 표는 생화학적, 분자적, 세포 기반 접근법을 포함한 각 분석법의 병변 또는 기질 특이성, 분석 해상도, 민감도, 정량적 능력 및 기기 요구사항을 요약합니다.

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리뷰 및 관점

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1. 직접 수리(DR)

직접 복구(DR)는 DNA 수리의 가장 단순한 형태로, 염기나 뉴클레오타이드를 제거하지 않고 손상된 DNA를 직접 복원하는 것을의미합니다. DR은 주로 두 가지 주요 유형의 DNA 병변을 복구합니다. 첫 번째는 자외선(UV)에 의해 유발되는 사이클로부탄 피리미딘 이머(CPD) 손상입니다. 많은 생물에서 포토라이아제는 피리미딘 이합체를 인식하고 결합합니다. 가시광선에 노출되면 광분해효소가 활성화되어 DNA 손상을 직접 되돌리고, 이후 DNA 분자에서 해리됩니다. 이 광재활성화 메커니즘은 식물과 하등 생물에서 특히 중요합니다. 하지만 태반 포유류, 특히 인간은 기능적인 광분해효소가 없어 광재활성화를 수행할 수 없습니다. 따라서 인간 세포에서 자외선에 의해 유발된 CPD 손상은 주로 뉴클레오타이드 절제 수리(NER)8을 통해 복구됩니다.

DR을 통해 수리되는 두 번째 주요 손상 유형은 알킬화 유발 기저 손상입니다. 수리는 O6-알킬구아닌-DNA 알킬트랜스퍼라제(AGT), 즉 O6-메틸구아닌-DNA 메틸트랜스퍼라제(MGMT)에 의해 매개됩니다. 이 효소는 구아닌 잔기의O6 위치에서 알킬기를 자신에게 전달하여 손상된 DNA 염기를 직접 복원합니다.

DR 효율 검출 방법

  1. 자외선(UV)에 의한 CPD 손상에 대한 수리 효율성 탐지
    1. CPD 성분 변화를 감지하기 위한 웨스턴 블롯(WB) 분석법
      CPD에 특이적인 항체를 사용하여, 연구자들은 자외선 조사 후 다양한 시점에서 CPD 풍부도의 변화를 감지하고, 잔여 손상 수준으로부터 수리 효율을 추론할 수 있습니다. 수리 효율이 높을수록 CPD 제거 속도가 빨라집니다. WB 기반 CPD 검출은 DNA 수리 활동을 평가하는 고전적이고 효과적인 접근법입니다; 하지만 몇 가지 제한점이 존재합니다. 첫째, 이 분석법은 세포 집단 전반의 평균 손상 수준을 측정하므로 단일 세포 해상도가 부족합니다. 둘째, 그리고 더 중요한 점은, 분석 과정에서 수리 경로 간 구분이 불가능하다는 것입니다. 인간 세포의 CPD는 주로 NER을 통해 복구되기 때문에, WB 분석만으로는 관찰된 수리 활성이 광분해효소 매개 수리인지 NER 활동을 반영하는지 추가 실험적 맥락 없이는 구분할 수 없습니다.
    2. 면역형광(IF) 위치 중심 집중 동적 변화
      자외선 조사 및 광복구 치료를 받은 세포는 CPD 특이적 항체로 염색할 수 있으며, 핵 CPD 초점의 변화는 형광 현미경으로 시각화할 수 있습니다. CPD 초점 형성 및 제거에 대한 정량적 분석을 통해 집단 및 단일 세포 수준 모두에서 DNA 수리 능력을 평가할 수 있습니다. CPD 초점 소실 속도는 수리 효율을 직접적으로 반영합니다. IF는 개별 세포 내 수리 역학의 공간적·시간적 시각화를 제공하며, 세포 간 이질성을 감지할 수 있게 합니다. 하지만 형광 신호는 소광에 취약하며, 정량적 분석은 종종 수동 계수에 의존하여 주관성을 도입합니다. 광재활성화 활성이 없는 포유류 세포에서는 이 방법이 주로 NER 매개 수리 효율을 반영합니다.
    3. 고성능 액체 크로마토그래피-질량 분석법(HPLC-MS/MS) 중 정량적 CPD 분석용
      추출된 DNA는 효소적으로 뉴클레오사이드로 분해된 후, 고성능 액체 크로마토그래피(HPLC)를 통해 정상 뉴클레오사이드와 CPD를 분리합니다. 정량 분석은 이후 연합 질량분석법(MS/MS)을 사용하여 수행됩니다. 수리 효율은 수리9 전후의 CPD 풍부도를 비교하여 결정됩니다. HPLC-MS/MS 모델은 매우 높은 특이도와 피코몰라 수준의 감도를 제공합니다; 그러나 이 방법은 값비싼 장비와 복잡한 샘플 준비가 필요하며, 온전한 세포의 현장 수리 상태를 반영하지 못합니다. 인간 세포 샘플에서 측정된 수리 결과는 주로 NER 활동을 반영합니다.
  2. 알킬화제에 의해 유도된 DNA 염기 손상 복구의 효능
    1. MGMT 효소 활성 분석
      알킬화 물질에 의해 유도된 DNA 손상의 수리 효율은 일반적으로 MGMT 활성10을 측정하여 평가합니다. 방사성 표지된 메틸화된 DNA 기질은 손상된 DNA에서 MGMT 단백질로의 메틸 그룹의 이동을 모니터링하는 데 사용되며, 이를 통해 수리 효율의 정량적 평가가 가능합니다.
    2. O 6-meG 수리 효율 검출을 위한 유전자 분석 보고
      O6-메틸구아닌(O 6-meG) 병변을 포함한 리포터 플라스미드를 구축하여 수리 효율을 평가할 수 있습니다. 도입된 병변은 MGMT 매개 수리가 보고자 활성을 회복할 때까지 리포터 유전자 발현을 억제합니다. 수리 효율성은 이후 리포터 유전자 발현 수준을 측정하여 정량화합니다. 리포터 유전자 분석은 살아있는 세포의 수리 활성을 직관적이고 정량적으로 평가합니다11. 그러나 이러한 검사는 병변 특이적 벡터의 구축을 필요로 하며, 비교적 긴 실험 주기를 포함합니다12.
  3. 체인 파손 감지 시 손상 수리 효율
    1. 혜성 분석(Comet Assay)
      코멧 분석법은 단세포 겔 전기영동(SCGE)으로도 알려져 있으며, 단일 세포 수준에서 DNA 가닥 절단을 감지하는 민감한 방법입니다. 손상된 DNA 조각은 전기영동 중 핵에서 이동해 혜성 꼬리를 형성하는 반면, 온전한 DNA는 핵 영역에 집중되어 있습니다. 혜성 꼬리 길이, 꼬리 DNA 함량, 꼬리 모멘트와 같은 매개변수는 형광 현미경과 영상 분석 소프트웨어를 통해 정량화할 수 있습니다. 이러한 지표들은 DNA 가닥 단절의 심각성을 정량적으로 평가할 수 있게 합니다. DNA 손상 유도 직후와 수리 후 얻은 혜성 프로필을 비교하면 수리 효율은13으로 추정할 수 있습니다.
      Comet 분석법은 간단한 조작, 비교적 저렴한 비용, 높은 감도, 단일 세포 해상도 등 여러 장점을 제공합니다. 이 방법의 추가 정교화는 효소 변형 변이와 혜성 기반 시험 관 내 DNA 수리 분석법의 개발로 이어졌으며, 이는 BER 및 NER 활성을 평가하는 데 활용될 수 있습니다.

2. 기저 절제 수리(BER)

염기 절제 수리(BER)는 주로 산화, 알킬화, 탈아미네이션으로 생성된 작은 염기 병변을 제거하는 매우 보존된 DNA 수리 경로입니다. BER는 단일 가닥 파단 복구(SSBR)와 상당한 기계적 중복을 공유하며, 특정 SSBR 사건은 BER의 확장으로 간주됩니다. 수리 패치 길이에 따라 BER은 짧은 패치 BER(SP-BER)와 긴 패치 BER(LP-BER)로 분류됩니다.

BER는 DNA 글리코실라아제가 염기와 디옥시리보스 사이의 N-글리코시딕 결합을 절단하여 손상된 염기를 인식하고 절단함으로써 아퓨린/아피리미딘(AP) 부위를 생성함으로써 시작됩니다15. AP 엔도뉴클레아제 1(APE1)은 이후 AP 부위의 5′ 쪽에서 DNA 골격을 절단하여 3′-OH와 5′-디옥시리보스 인산(dRP) 말단을 생성합니다. SP-BER 과정에서는 dRP 그룹이 제거되고, DNA 중합효소 β(Polβ)가 단일 염기체 공백을 채우며, DNA 리가아제 III(LigIII)가 연결을 완성합니다.

3′ 차단 말단을 포함하는 알킬화 유도 단가닥 단절 복구도 유사한 메커니즘을 따르지만 추가적인 최종 처리가 필요합니다. 폴리뉴클레오타이드 키나제 3′-포스파타제(PNKP)는 먼저 비정상적인 3′ 말단을 제거하여 적절한 3′-OH 그룹을 생성합니다. 이후 Polβ가 누락된 뉴클레오타이드를 채우고, LigIII가 상처를 봉합하여 완전히 복구합니다.

BER 효율 검출 방법

  1. 효소 변형 혜성 분석법
    효소 변형 코멧 분석법은 병변 특이적 복구 효소를 포함하여 표준 코멧 분석 방식을 확장합니다. 이 효소들은 손상된 염기를 인식하고 절단하여 평소에는 감지할 수 없는 병변을 감지 가능한 가닥 절단으로 전환합니다. 결과적으로 혜성 꼬리 강도는 DNA 손상 수준16˒17을 반영합니다.
    BER 효율을 평가하기 위해 포름도피리미딘 DNA 글리코실라아제(FPG) 또는 그 포유류 상동체인 8-옥소구아닌 DNA 글리코실라아제(OGG1)를 사용해 산화된 염기 병변을 단일 가닥 절단으로 전환하고, 이후 Comet 분석법18을 사용해 분석합니다.
  2. 절개 분석
    절개 검사법은 BER 활성을 평가하기 위한 핵심 시험관 내 접근법입니다. AP 부위를 포함한 DNA 기질은 정제 효소나 세포 추출물과 함께 배양되며, 절단된 DNA 기질의 비율을 정량화합니다. 이 검사법은 APE1 매개 절개 활동을 직접 반영하며, 세포 내 환경의 간섭을 최소화하면서 높은 특이도와 민감도를 제공합니다19.
    그러나 절개 검사는 병변 인식, 염기 절제, AP 부위 절단, DNA 합성, 결찰 등 전체 수리 과정의 동적 조절을 평가할 수 없기 때문에 생체 세포 내 BER 활성을 완전히 재현하지 못합니다.
  3. 재구성된 수리 시스템
    재구성된 수리 시스템은 정제된 수리 단백질을 사용해 DNA 수리 경로를 재구성하는 시험관 내 실험 플랫폼입니다. 이 시스템은 개별 수리 단백질의 분자 기능과 상호작용을 상세히 분석할 수 있게 하며, 기전 연구와 약물 스크리닝에 널리 사용됩니다.
    BER 효율을 평가하기 위해, 정제된 글리코실라아제, AP 엔도뉴클레아제, DNA 중합효소, 리가아제를 손상된 DNA 기질과 순차적으로 배양하여 병변 인식, 절제, 합성, 연결을 재구성합니다. 수리 생성물은 겔 전기영동, 형광 표지 또는 질량 분석법21로 분석됩니다. 이 접근법은 매우 통제된 기전 연구를 가능하게 하지만, 염색질 구조나 전 세포의 수리 활동 조절을 설명하지 못합니다22.
  4. 플라스미드 기반 수리 분석법
    플라스미드 기반 수리 분석은 정의된 DNA 병변을 포함한 플라스미드를 숙주 세포에 도입하거나 수리 효소가 포함된 세포 추출물과 함께 배양한 후, 리포터 분석법, 유세포분석법 또는 콜로니 형성 분석을 이용한 수리 효율 평가를 포함합니다23.
    BER 효율을 평가하기 위해 산화성 DNA 손상을 포함한 플라스미드는 세포 추출물과 함께 배양한 후 대 장균과 같은 수리 결핍 박테리아 균주로 변환합니다. 수리 효율은 군체 형성률을 통해 추정됩니다.
  5. 리포터 유전자 분석법
    리포터 유전자 분석은 리포터 유전자 발현 복원을 측정하여 DNA 수리 효율 또는 유전자 조절 활동을 간접적으로 평가합니다24. 이 분석에서는 DNA 병변이나 조절 요소를 리포터 구조에 포함시키고, 수리 후 리포터 활성의 변화를 통해 수리 효율을 정량화합니다.
    BER 분석을 위해 8-oxoG 병변을 루시퍼레이스 리포터 유전자의 코딩 영역에 삽입할 수 있습니다. 병변이 회복되지 않으면 번역이 방해됩니다; 성공적인 복구는 전체 길이 리포터 단백질 발현을 복원합니다. pRL-TK 레닐라 루시퍼레이스 벡터와 같은 손상되지 않은 플라스미드는 내부 대조제로 흔히 사용됩니다.
  6. 숙주 세포 재활성화(HCR)
    숙주 세포 재활성화(HCR)는 손상된 리포터 플라스미드에서 숙주 세포가 발현을 회복하는 능력을 측정하여 DNA 수리 효율을 간접적으로 평가하는 고전적 분석법입니다. UV 유도 피리미딘 이머나 화학적으로 유도된 가교결합과 같은 정의된 병변을 가진 플라스미드는 숙주 세포로 형질전환됩니다. 수리 효율성은 이후 보고자 유전자 발현을 측정하여 정량화합니다.
    HCR 검사는 높은 민감도를 제공하며 특정 병변 유형에 대한 수리 활성 평가를 가능하게 합니다. 하지만 효율적인 형질전환과 고품질 손상된 플라스미드의 준비가 필요합니다. 기존 HCR의 주요 한계는 DNA 손상 물질로 플라스미드 처리를 할 때 플라스미드 전체에 걸쳐 이질적인 병변 집단이 발생하여 기전 해석을 복잡하게 만든다는 점입니다.
    이러한 한계를 해결하기 위해 부위 특이적 단일 병변 플라스미드를 이용한 유세포분석 기반 숙주 세포 재활성화(FM-HCR) 분석법이 개발되었습니다. FM-HCR은 살아있는 세포의 수리 활성에 대한 신속한 정량적 분석을 가능하게 하지만, 이 분석은 전문 기기가 필요하며 여러 BER 경로의 동시 기전 분석에는 한계가 있습니다27.
    병변 특이적 BER 기질을 기반으로 한 플라크 숙주 세포 재활성화(PL-HCR) 검사법도 생체 세포에서 BER 메커니즘을 조사하기 위해 개발되었습니다(그림 1)28. 이 접근법에서는 단일 1,N6-에테노아데닌(εA) 병변을 포함하는 플라스미드를 포유류 세포에 도입합니다. 수리 후 플라스미드 DNA가 회수되어 제한효소로 소화된 후 대장균으로 전환되고, 플라크 형성 분석으로 정량됩니다. 완전히 복구된 플라스미드는 제한 소화 후 선형화되어 플라크를 생성하지 못하는 반면, 수리되지 않았거나 완전히 복구되지 않은 플라스미드는 원형을 유지하며 플라크를 형성합니다. 따라서 BER 효율은 플라크 정량화로 결정됩니다.
  7. 수리 보조 손상 탐지
    수리 보조 손상 탐지(RADD)는DNA 손상을 검출하고 정량화하는 단일 분자 방법입니다. 이 접근법에서는 병변 특이적 수리 효소가 손상된 염기를 인식하고 절단한 후, DNA 중합효소가 형광 표지된 뉴클레오타이드를 그 틈에 통합합니다. DNA 분자는 이후 형광 현미경으로 시각화되어 DNA 병변의 직접 검출과 정량이 가능하다(그림 2)30.
    RADD는 단일 분자 수준에서 DNA 손상에 대한 매우 민감한 정성적·정량적 분석을 제공합니다. 그러나 이 방법은 세포 집단의 수리 속도나 전체 수리 효율을 직접 평가하기보다는 DNA 손상 부담을 주로 측정합니다.

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그림 1: 플라크 숙주 세포 재활성화(PL-HCR). 정의된 병변을 포함하는 M13mp18 원형 단가닥 DNA를 유능한 세포에 형질전환합니다. 형질전환 후에는 한천 배양판에서 플라크 형성을 돕기 위해 세포를 배양합니다. 복제형 M13 DNA는 이후 플라크에서 분리되어 제한효소로 소화한 후 겔 전기영동으로 분석하여 돌연변이 및 야생형 산물을 구별하고 병변 수리가 이루어졌는지 확인합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

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그림 2: 수리 보조 손상 감지(RADD). DNA 수리 과정에서 생성된 단일 가닥 틈은 비오틴 표지된 뉴클레오타이드로 채워집니다. 형광 표지된 아비딘 또는 스트렙타비딘을 사용하여 포함된 뉴클레오타이드를 검출하여 형광 분석을 통한 DNA 손상 수준을 정량적으로 평가할 수 있게 합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

3. 뉴클레오타이드 절제 수리(NER)

뉴클레오타이드 절제 수리(NER)는 DNA 이중 나선31을 왜곡하는 부피가 큰 DNA 병변을 제거하는 주요 DNA 수리 경로입니다. NER 기질에는 자외선에 의해 유도된 사이클로부탄 피리미딘 이합체(CPD), 6-4 피리미딘-피리미돈 광산물(6-4PP), 산화성 퓨린 병변, 부피가 큰 화학 부가체, 그리고 시스플라틴에 의해 유도된 가닥 내 가교결합32가 포함됩니다. NER의 결함은 극심한 자외선 민감성과 암 감수성 상승을 특징으로 하는 색소 색소 간질증(xeroderma pigmentosum)과 관련이 있습니다.

NER은 두 가지 주요 하위 경로로 구성되어 있습니다: 전 지구 게놈 NER(GG-NER)33과 전사 결합 NER(TC-NER)34. GG-NER은 전체 게놈에서 나선 왜곡 병변을 조사하여 돌연변이 유발과 발암을 억제합니다. 반면, TC-NER은 활발히 전사되는 유전자에서 전사 차단 병변을 선택적으로 제거하며, 전사 무결성 유지에 필수적입니다. TC-NER의 결함은 코케인 증후군과 자외선 민감성 증후군과 같은 질환에 기여합니다.

NER 효율성 검출 방법

  1. 절개 분석
    절개 분석법은 수리 단백질에 의해 DNA 손상 부위에 삽입된 가닥 절개를 감지하여 NER 효율성을 평가합니다. 이 분석에서는 CPD를 포함한 자외선 조사 DNA와 같은 손상된 DNA 기질을 수리 단백질 또는 세포 추출물과 함께 배양하고, 이후 절개 생성물을 검출합니다.
    방사성 표지 또는 형광 표지는 감도를 높이고 절개 활도의 정밀한 모니터링을 가능하게 하는 데 사용될 수 있습니다. 이 분석법은 손상 인식과 절단에 관여하는 주요 NER 단백질의 활성을 직접 측정합니다. 그러나 성공적인 구현을 위해서는 고품질 손상된 기질과 활성 단백질 추출물을 준비해야 합니다.
  2. 효소 수리 혜성 분석법
    NER 효율성은 효소 변형 코멧 분석법으로도 평가할 수 있습니다. 이 접근법에서는 손상된 세포와 함께 T4 엔도뉴클레아제 V를 배양하여 피리미딘 이합체를 검출 가능한 단일 가닥 절단으로 전환하고, 이후 Comet 분석법38을 사용해 분석합니다.
  3. 실시간 형광 정량 PCR(qPCR)
    실시간 정량 PCR(qPCR)은 DNA 병변이 PCR 증폭에 미치는 억제 효과를 측정하여 DNA 수리 효율성을 간접적으로 평가합니다39. NER 분석 과정에서 먼저 자외선 조사를 사용하여 피리미딘 이머를 유도합니다. 이 병변들은 DNA 중합효소의 진행을 방해하고 증폭 효율을 감소시켜 주기 역치(Ct) 값을 증가시킵니다. NER 경로에 의해 복구된 후 DNA 무결성이 회복되고 증폭 효율이 향상되어 Ct(탄소 수치)가 낮아집니다. 따라서 수리 효율은 손상되지 않은 내부제어 영역과 비교하여 수리 전후의 증폭을 비교하여 정량화할 수 있습니다.
    또한 qPCR은 ATM, ATR, BRCA1, CDKN1A, XPC 등 DNA 손상 신호 전달 및 수리 경로에 관여하는 유전자의 발현 수준을 평가하는 데 사용되며, 이는 DNA 수리 능력을 간접적으로 반영합니다41.
  4. 유세포분석 기반 숙주 세포 재활성화(FM-HCR)
    FM-HCR 분석은 숙주 세포에 트랜스펙션된 부위 특이적 병변 포함 플라스미드를 이용하며, 형광 강도와 형광 세포 비율에 대한 유동 세포 분석을 통해 수리 효율을 정량화합니다(그림 3)42˒43. 형광 강도 증가는 일반적으로 DNA 수리 능력44˒45의 증가를 반영합니다.
  5. 절제 수리 시퀀싱(XR-seq)
    절제 수리 시퀀싱(XR-seq)은 단일 염기체 해상도에서 NER 활성을 매핑하기 위한 유전체 전반 기법입니다. 이 방법은 NER 중 절단된 손상 포함 올리고뉴클레오타이드를 선택적으로 농축하고 시퀀싱하여 유전체 전반에 걸친 고해상도 수리 활동 지도를 생성합니다. XR-seq는 GG-NER 및 TC-NER 경로와 관련된 수리 효율성과 분포 패턴을 정량적으로 분석할 수 있게 하며, NER 연구에서 중요한 기술 진보를 나타냅니다.
    NER은 두 개의 기전적으로 구별되는 하위 경로로 구성되며 수많은 수리 단백질을 포함하기 때문에, 수리 활성46˒47의 포괄적인 평가를 위해서는 여러 보완적 방법이 필요합니다. 위에서 설명한 방법 외에도, NER 효율성은 웨스턴 블롯팅, 면역형광 분석법, 플라스미드 기반 수리 분석법, 보고자 유전자 검사를 통해 평가할 수 있습니다.

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그림 3: 유세포분석 기반 숙주 세포 재활성화(FM-HCR)의 검출 원리. 네 가지 뚜렷한 유형의 DNA 손상을 포함하는 플라스미드는 배양된 포유류 세포에 공동 형질전환됩니다. DNA 수리 능력(DRC)은 이후 리포터 형광 강도를 기반으로 유세포검사를 통해 정량화됩니다. DRC, DNA 복구 능력. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

4. 불일치 수리(MMR)

불일치 복구(MMR)는 G-T 및 A-C 불일치와 같은 염기 불일치와 DNA 복제 과정에서 발생하는 작은 삽입-결실 루프를 복구하는 복제 후 오류 수정 경로입니다48. MMR은 MutS가 불균형한 염기를 인식할 때 시작되며, 이후 MutL은 하위 수리 인자를 모집하고 엑소뉴클레아제를 통해 수리 과정을 활성화한다49. MMR에서 중요한 단계는 부모 DNA 가닥과 새로 합성된 DNA 가닥 간의 구별입니다50.

원핵생물에서는 DNA 메틸화를 통해 가닥 구별이 이루어지며, 이는 부모 가닥을 표시합니다. 진핵생물에서는 새로 합성된 DNA의 일시적인 절단과 증식하는 세포 핵항원(PCNA)과의 상호작용을 통해 가닥 정체성이 결정됩니다. MMR은 복제 정확도를 크게 향상시키며 유전체 안정성 유지에 필수적인 역할을 합니다51. MMR의 결함은 린치 증후군을 포함한 여러 암과 강하게 연관되어 있습니다.

MMR 효율 평가 방법

  1. 마이크로위성 불안정성 시험
    결함 있는 MMR은 마이크로위성 위치에서 복제 미끄러짐 오류를 수정하지 못하게 하여 마이크로위성 불안정성(MSI)을 초래합니다. MSI 검사는 대표적인 마이크로위성 마커의 PCR 증폭 후 모세관 전기영동 기반 단편 분석을 포함합니다. 여러 좌위의 불안정성은 MMR 활동 저하를 의미하며, 안정적인 마이크로위성 프로필은 MMR 기능이 온전함을 나타냅니다. MSI 검사는 MMR 결핍을 식별하는 데 높은 민감도와 특이도를 제공합니다; 그러나 MMR 기능의 간접 측정에 불과하며 수리 효율을 정량적으로 평가하지는 않습니다.
    정의된 불일치 또는 삽입-결실 루프를 포함하는 리포터 플라스미드는 리포터 유전자 분석을 통해 MMR 효율성을 평가하는 데도 사용할 수 있습니다. 또한, MMR 관련 단백질을 표적으로 한 웨스턴 블롯팅 및 면역형광 분석법은 경로 활성을 간접적으로 평가할 수 있습니다.

5. 이중 가닥 절단(DSB) 수리

이중 가닥 절단(DSB)은 DNA 손상의 가장 세포독성이 강한 형태 중 하나입니다. DSB를 정확히 복구하지 못하면 돌연변이, 염색체 결실, 전위, 유전체 불안정성, 종양 발생이 발생할 수 있습니다. DSB 수리는 주로 상동 재조합(HR)과 비상동 말단 결합(NHEJ)을 통해 이루어지며, 이들은 세포 주기의 서로 다른 단계에서 우선적으로 작용합니다52.

DSB 수리 효율 평가 방법

  1. 감마-H2AX 초점 분석
    γ-H2AX 초점 분석법은 DSB를 간접적으로 검출하는 데 가장 널리 사용되는 방법 중 하나입니다. DSB 형성 후, 히스톤 H2AX는 Ser139에서 빠르게 인산화되어 γ-H2AX 초점을 생성합니다. γ-H2AX 초점의 수는 DSB 형성 정도와 상관관계가 있으며, 면역형광 현미경을 이용해 초점 소실 속도를 시간에 따라 모니터링하여 수리 효율을 추론할 수 있습니다.
    이 분석법은 높은 민감도, 단일 세포 해상도, 확립된 실험 프로토콜 등 여러 장점을 제공하여 DNA 손상 반응(DDR) 연구의 중심 방법이 됩니다.
  2. 축복과 행복
    BLESS(Breaks Labeling, Enrichment on Streptavidin, and Sequencing)와 BLISS(Breaks Labeling In Situ and Sequencing)는 현장 표지와 고처리량 시퀀싱을 기반으로 한 유전체 전역 DSB 매핑 방법입니다. 두 방법 모두 부러진 DNA 말단에 시퀀싱 어댑터를 직접 연결하여 DSB 부위를 식별하여, DSB의 전국적인 정확한 위치 및 정량화를 가능하게 합니다. 이 방법들은 또한 전반적인 DSB 수리 반응학을 평가하는 데에도 사용할 수 있습니다.
    또한, DSB 특이적 리포터 유전자 분석은 DSB 수리 효율을 정량적으로 평가하고 HR 매개 수리와 NHEJ 매개 복구를 구분할 수 있습니다(그림 4). 그러나 γ-H2AX 분석법, BLESS, BLISS가 전반적인 DSB 부하 및 수리 반응학을 효과적으로 측정하긴 하지만, HR 경로와 NHEJ 경로를 통해 수리가 일어났는지 구체적으로 판단할 수는 없습니다.

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그림 4: 이중 가닥 절단(DSB) 복구를 위한 리포터 유전자 분석. DSB 리포터 플라스미드는 표적 세포에 도입됩니다. 형질전환 후 적절한 수리 기간이 지난 후, 보고서 유전자 형광은 형광 현미경을 이용해 모니터링하여 DSB 수리 효율을 평가합니다. DSB, 더블 스트랜드 단절. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

6. 상동 재조합 수리(HR)

상동 재조합(HR)은 주로 세포 주기의 S기와 G2기에서 기능하는 고충실도 DNA 수리 경로로, 손상되지 않은 자매 염색분체가 수리 템플릿53으로 존재하는 시기에 사용됩니다. DSB 형성 후, MRE11-RAD50-NBS1(MRN) 복합체는 DNA 말단을 인식하고 CtIP54와 협력하여 DNA 말단 절제를 시작합니다. 이 과정은 3′ 단일 가닥 DNA(ssDNA) 돌출부를 생성합니다.

생성된 ssDNA는 처음에 복제 단백질 A(RPA)로 코팅되어 DNA를 뉴클레아제 분해로부터 보호하고 2차 구조 형성을 방지합니다55. 이후 BRCA2는 RPA를 RAD51 재조합효소로 대체하여 RAD51 핵단백질 필라멘트56을 형성합니다. 이 필라멘트는 자매 염색분체에서 상동 DNA 서열을 탐색하고, 상동 이중체 DNA 주형으로의 가닥 침입을 촉진하여 변위 루프(D-루프) 구조57˒58을 생성합니다. DNA 합성과 가닥 교환이 완료된 후 수리를 완료합니다.

HR 효율성은 DR-GFP 리포터 시스템을 통해 리포터 유전자 분석법을 통해 정량적으로 평가할 수 있습니다. 또는 HR 관련 단백질을 표적으로 하는 웨스턴 블롯팅 또는 면역형광 분석법을 이용한 간접 평가가 수행될 수 있습니다.

7. 비상동성 DNA 말단 결합(NHEJ)

비상동 종단 결합(NHEJ)은 DNA 말단 사이에 광범위한 서열 상동성을 필요로 하지 않고도 DSB를 복구합니다. 대신 끊어진 DNA 말단은 직접 처리되고 연결되어, NHEJ는 본질적으로 오류가 발생하기 쉬운 수리 경로입니다. DNA 말단이 결합 전에 분해될 수 있고, 관련 없는 DSB의 말단이 결합될 수 있기 때문에, NHEJ는 돌연변이, 결실, 염색체 재배열을 초래할 수 있습니다60.

비상동성 수리의 세 가지 주요 형태가 인정됩니다: 고전적 NHEJ, 단일 가닥 어닐링(SSA), 그리고 미시상호몰로지 매개 말단 결합(MMEJ).

  1. 고전 NHEJ
    고전적 NHEJ는 세포 주기 전반에 걸쳐 작용합니다. Ku70/Ku80 이중형은 먼저 DSB 말단61을 인식하고 결합합니다. 이 복합체는 DNA 의존성 단백질 키나제 촉매 소단위(DNA-PKcs)를 모집하여 키나제 신호 전달과 NHEJ의 활성화를 유도합니다. 뉴클레아제와 인산효소를 포함한 말단 처리 효소들이 손상된 DNA 말단을 처리한 후 XRCC4-DNA 리게아제 IV 복합체가 DNA 말단62의 연결 매개를 수행합니다. 말단 처리가 종종 뉴클레오타이드 손실이나 부정확한 재결합을 초래하기 때문에, NHEJ는 돌연변이 복구 경로63˒64로 간주됩니다.
  2. 단가류 어닐링 (SSA)
    단일 가닥 어닐링(SSA)은 반복되는 상동 서열 사이에 발생하는 DSB를 복구합니다. DSB 형성 후, 뉴클레아제는 5′ DNA 말단을 절단하여 확장된 3′ ssDNA 돌출부를 생성합니다. RAD52는 상보적 상동 반복 서열체 간의 어닐링을 매개합니다. 이후 XPF-ERCC1 엔도뉴클레아제 복합체는 짝이 없는 DNA 플랩을 제거하며, SLX1-SLX4 복합체도 말단 처리에 참여할 수 있습니다. DNA 리아제가 남은 틈을 봉합합니다. 상동 반복 서열이 수리 과정에서 삭제되기 때문에, SSA는 빠르지만 본질적으로 돌연변이 유발 복구 기전으로 간주됩니다66.
  3. 미시호몰로지 매개 끝 결합(MMEJ)
    마이크로호몰로지 매개 말단 결합(MMEJ), 대안 NHEJ(Alt-NHEJ)라고도 불리는 또 다른 오류가 발생하기 쉬운 DSB 수리 경로67입니다. MMEJ에서는 DNA 단기 근처에 위치한 짧은 미시 상동 서열을 사용하여 손상된 DNA 말단을 수리 전에 정렬하는 데 사용됩니다. 이 미시 상동 영역이 인식된 후, DNA 말단은 재조합과 유사한 과정을 통해 결합됩니다68. MMEJ는 매우 짧은 상동 서열에 의존하기 때문에, 결실과 유전체 재배열이 수리 과정에서 흔히 발생합니다.
    NHEJ 효율성은 보고자 유전자 분석법에서 EJ5-GFP 보고자 시스템을 사용하여 정량적으로 평가할 수 있습니다. 또는 웨스턴 블롯팅과 NHEJ 관련 단백질의 면역형광 분석을 통해 간접적으로 수리 활성을 평가할 수도 있습니다.

8. 인터스트랜드 교차 연결(ICL) 수리

간가교차결합(ICL)은 DNA 이중 나선의 두 가닥을 공유 결합하여 DNA 복제와 전사를 차단하는 매우 독성이 강한 DNA 병변입니다. ICL 수리는 기전적으로 복잡하며 주로 판코니 빈혈(FA) 경로와 NEIL3 경로69를 포함합니다.

FA 경로에서 FACM은 ICL 병변을 인식하고 FANCI-FANCD2 복합체의 단일유비퀴티네이션을 촉진하여 하류 수리 단백질을 활성화합니다70. 구조 특이적 뉴클레아제가 이후 교차 연결 근처의 DNA를 절개하여 두 DNA 가닥을 분리하고, 결과적으로 생성된 DSB는 HR 또는 NHEJ 경로를 통해 복구됩니다.

NEIL3 경로에서 DNA 글리코실라아제 NEIL3는 ICL 병변과 관련된 당시디 결합을 절단하여 AP 부위를 생성하는데, 이 부위는 이후 트랜스레스 합성(TLS) 중합효소에 의해 우회됩니다71. ICL은 복제와 전사에 필요한 가닥 분리를 방해하기 때문에 이 병변들은 세포독성이 강하며 노화, 신경퇴행, 암에 기여합니다72˒73.

ICL 수리 효율은 플라스미드 기반 수리 분석법, 리포터 유전자 분석법, 숙주 세포 재활성화 검사, 시험관 내 재구성 수리 시스템을 통해 평가할 수 있습니다.

9. 전병변합성(TLS)

병변 전이(TLS)는 복구되지 않은 DNA 병변 전반에서 복제가 계속될 수 있도록 하는 DNA 손상 내성 메커니즘입니다74. TLS는 주로 κ, η, ι, ζ 등 특수 DNA 중합효소를 포함합니다. 손상된 부위에서 DNA 복제가 멈추면 TLS 중합효소가 병변을 우회하여 복제가 진행되도록 하여 유전체 안정성을 유지합니다75.

BER, NER, MMR, HR, NHEJ(비로소 부부)와 달리 DNA 병변을 직접 제거하거나 수리하는 반면, TLS는 DNA 손상을 완전히 제거하지 않습니다. 대신, DNA 복제 과정에서 수리되지 않은 병변을 우회하여 표준 DNA 수리 경로가 아닌 손상 내성 메커니즘으로 분류됩니다76.

TLS는 오류 없는 경로와 오류 발생 쉬운 우회 경로로 나눌 수 있습니다. 오류 없는 TLS는 병변 반대편에 올바른 뉴클레오타이드를 삽입하는 반면, 오류 발생 쉬운 TLS는 종종 잘못된 뉴클레오타이드를 도입하여 돌연변이 유발에 기여합니다. 오류 발생 가능성이 높은 TLS는 환경 발암물질이 유전체 돌연변이를 유도하는 주요 메커니즘으로 간주됩니다. 따라서 오류 발생 가능성이 높은 TLS 경로의 조절은 암 예방과 치료의 잠재적 전략이 될 수 있습니다77.

TLS 효율성 평가 방법

  1. 신생 DNA에서 단백질 분리 (iPOND)
    신생 DNA에서 단백질 분리(iPOND)는 정체된 복제 포크에서 새로 합성된 DNA와 관련된 단백질을 분석하는 데 사용되는 기법입니다. TLS 활성이 정체된 포크에서 자주 발생하기 때문에, iPOND는 복제 스트레스 중 TLS 중합효소와 DNA 손상 반응(DDR) 단백질의 모집 및 조립을 동적으로 분석할 수 있게 합니다. 따라서 이 방법은 TLS 활동과 복제 결합 복구 과정을 평가하는 데 사용할 수 있습니다.
    TLS 효율성은 또한 리포터 유전자 분석에서 TLS 특이적 DNA 병변을 포함한 리포터 플라스미드를 사용하여 평가할 수 있습니다. 또한, TLS 관련 단백질을 표적으로 한 웨스턴 블롯팅 및 면역형광 분석법은 경로 활성의 간접 평가를 제공할 수 있습니다.

10. 실험 설계에서의 품질 관리 및 재현성 고려사항

  1. 생물학적 복제 및 기술적 복제
    생물학적 복제와 기술적 복제의 명확한 구분은 DNA 수리 연구에서 신뢰성과 재현성을 보장하는 데 필수적입니다. 일반적으로 각 실험마다 최소 세 개의 독립적인 생물학적 복제체를 포함해야 하며, 기술적 복제 수는 검출 플랫폼의 변동성에 따라 결정해야 합니다.
    코멧 분석법이나 면역형광 기반 초점 분석과 같은 단일 세포 분석의 경우, 샘플링 편향을 최소화하기 위해 생물학적 복제당 최소 50–100개의 세포를 분석해야 합니다. DR-GFP 및 FM-HCR 분석을 포함한 유세포분석 기반 리포터 분석에서는 통계적 견고성을 보장하기 위해 샘플당 최소 10,000건의 생세포 이벤트를 수집해야 합니다.
  2. 표준화 전략
    서로 다른 샘플 또는 실험 배치 간 수리 효율의 정량적 비교를 위해서는 형질전환 효율, 세포 생존성, 샘플 부하, 기기 성능 차이로 인한 체계적 변동을 최소화하기 위한 엄격한 정규화 절차가 필요합니다. 일반적인 정규화 전략은 다음과 같습니다:
    1. 정규화 플라스미드의 공동 형질전환
      HCR 분석, 리포터 기반 수리 분석, 플라스미드 기반 수리 분석에서는 DNA 손상에 영향을 받지 않는 정규화 플라스미드와의 공동 형질전환이 권장됩니다. 일반적으로 사용되는 대조군으로는 pRL-TK, 레닐라 루시페라제 플라스미드 또는 구성적으로 발현된 GFP 벡터가 있습니다. 수리 효율은 실험 리포터 신호와 제어 리포터 신호 간의 비율을 계산하여 정규화됩니다.
    2. 하우스키핑 단백질 또는 전체 단백질 염색을 이용한 정규화
      수리 단백질 발현 또는 잔류 CPD 수준을 평가하는 서부 블롯 분석에서는 GAPDH, β-액틴, 히스톤 H3와 같은 하우스키핑 단백질이나 Ponceau S 또는 REVERT 염색을 포함한 전체 단백질 염색법을 사용하여 정규화를 수행해야 합니다.
    3. 손상되지 않은 제어 장치
      qPCR 기반 수리 분석에서는 손상되지 않은 유전체 영역을 내부 대조군으로 공동 증폭하고, 상대적 손상 수준은 ΔCt 방법으로 계산해야 합니다. 마찬가지로, HCR 분석에는 손상되지 않은 플라스미드 대조군이 최대 리포터 발현을 나타내어 손상되지 않은 기준 플라스미드에 비해 수리 효율을 발현할 수 있어야 합니다.
    4. 셀 번호 정규화
      FM-HCR 및 DR-GFP 검사를 포함한 유동 세포분석 기반 검사에서는 샘플 간에 동일한 수의 생존 가능한 세포를 분석해야 합니다. 수리 효율은 이후 양성 세포 비율이나 형광 강도의 상대적 변화 비율로 보고되어야 합니다.
  3. 수리 효율 측정의 운동 차원
    DNA 수리는 역동적인 과정이며, 단일 시점에서 얻은 측정값은 지연 수리와 완전한 경로 결핍을 구분하지 못할 수 있습니다. 따라서 시간 경과 실험 설계는 강력히 권장됩니다.
    DNA 손상 유도 후에는 0, 0.5, 1, 2, 4, 8, 12, 24시간 등 여러 시점에서 샘플을 순차적으로 채취하여 손상 마커나 수리 제품의 축적과 제거 상태를 모니터링해야 합니다. 신호 소멸의 동역학은 수리율, 경로 무결성, 그리고 전반적인 수리 효율성에 관한 중요한 정보를 제공합니다.
  4. 다중 가설 검정 교정:
    고처리량 및 다중화 접근법은 여러 수리 경로나 실험 조건을 동시에 분석하는 경우가 많아 여러 통계적 비교로 인한 위양성 위험이 증가합니다. 예로는 FM-HCR 분석을 이용한 BER, NER, HR, NHEJ 활동을 동시에 평가하는 것; BLESS 또는 BLISS를 이용한 전유전체 DSB 분석; 그리고 DNA 수리 유전자 발현의 qPCR 배열 기반 분석이 포함됩니다.
    따라서 다중 가설 검정에 대한 통계적 보정 방법은 실험 설계 시 미리 정의되어야 합니다. 선택된 보정 방법과 조정된 유의치 임계값은 재료 및 방법론 및 통계 분석 섹션에 명확히 보고되어야 합니다.

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결론

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DNA 손상 복구 과정의 정확한 탐지와 정량적 분석은 DNA 수리의 분자 메커니즘을 이해하고, 환경 노출의 생물학적 영향을 평가하며, 치료 반응을 평가하는 데 필수적입니다78. 따라서 DNA 손상 복구 경로와 수리 효율성에 대한 심층 연구는 기초 연구와 임상 응용 모두에서 상당한 의미를 가집니다79.

수많은 연구에서 종양 세포가 DNA 복구 경로의 비정상적인 활성화를 통해 화학요법에 대한 내성을 획득할 수 있음을 입증했습니다80. 특정 수리 기전의 표적 억제는 종양의 치료에 대한 민감도를 높이고 암 진단 및 치료를 위한 새로운 바이오마커 식별을 촉진할 수 있습니다81. 예를 들어, 종양 세포 내 DNA 수리 경로 활동 분석은 화학요법이나 방사선 치료에...

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공개 사항

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저자들은 본 연구에 영향을 미칠 수 있는 상충하는 재정적 이해관계나 개인적 관계가 없다고 밝혔습니다.

감사의 글

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이 연구는 장쑤성 만성질환 예방 및 통제 핵심기술 개발 및 전환 공학연구센터의 지원을 받았으며; 장쑤 고등교육기관 과학기술 혁신연구팀(2021); 장쑤 직업대학 공학기술연구센터 프로그램(2023); 중국 장쑤 고등교육기관 자연과학 핵심 재단(보조금 번호 24KJA310008); 쑤저우 직업보건대학 핵심 프로그램(보조금 번호 szwzy202406); 그리고 수저우대학교 방사선 의학 및 방호 국가 핵심 연구소(연구비 번호) GZK1202506).

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