Name: Electroporation에 대한 Murine 골수에서 조혈 세포 차 문화의 준비 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-01-06T23:59:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: 배우세요 쥐 골수에서 조혈 세포를 분리하고 배양하여 비대식세포와 호염기구로 분화시킨 후 Gene Pulser MXCell 전기천공 시스템을 이용해 유전자 전달하는 방법을. 이 프로토콜은 면역학 연구에 활용됩니다.

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대퇴골과 Tibiae에서 골수 수확 <ol><li> 12 주 된 마우스 (우리가 BALB / C 마우스를 사용하고 있지만 어떤 마우스 변형이 절차를 할 수있는)에 - 절차의 첫 단계는 6의 대퇴골과 tibiae에서 골수를 수확하는 것입니다. 시작하려면, CO 2 흡입 (표시되지 않습니다)로 마우스를 안락사. 각각의 뒷다리에서 수확 대퇴골과 tibiae. 그런 다음, 면도날과 고관절 및 무릎 관절을 제거하는 대퇴골의 각 끝을 잘라 골수를 노출합니다. </li><li> 비슷한 방식으로, 무릎 및 발목 인접 지역을 제거하고 골수를 노출 tibiae의 각 끝을 잘라. </li><li> 26 게이지 바늘로 3 ML의 주사기를 가지고 RPMI 10 % FBS, 페니실린, 스트렙토 마이신과 베타 - 메르 캅 토 에탄올 (BME = 100 음)와 보충으로 채우십시오. 핀셋을 사용하여 RPMI 미디어를 포함하는 페트리 접시 위에 뼈가시오. 뼈의 한쪽 끝을로 주사기 바늘을 삽입하여 골수를 제거하는 플런저를 우울. 주사기 바늘은 잔류 골수를 제거하는 뼈 내부 위아래로 이동할 수 있습니다. </li><li> 문화를 확립을 진행 후 모든 뼈에 대해 절차를 반복합니다. </li></ol> 문화 구축 <ol><li> 골수 문화를 구축하기 위해 세포 현탁액으로 조직을 해산시키기 위해 여러 번 다운 플러시 골수를 피펫합니다. </li><li> 50 ML 원뿔 튜브의 상단에 70 미크론 필터를 삽입하고, 필터에 세포 현탁액을 추가합니다. </li><li> 페트리 접시에게 RPMI 한 시간을 씻어 후 70 미크론 필터로 헹굼 추가합니다. </li><li> 1 ML 주사기 플런저의 고무 엔드를 사용하여 70 미크론 필터 위에 남아있는 골수 조각을 갈아서. </li><li> RPMI과 필터를 한 번 씻으십시오. </li><li> 필터를 세척 후 5 분 1,200 RPM의 세포 현탁액을 원심 분리기. </li><li> PBS에서 resuspending하여 세포 펠렛을 씻으십시오. </li><li> hemocytometer를 사용하여 셀을 계산합니다. 우리는 일반적으로 마우스를 한번의 유골 (두 대퇴골 두 개의 tibiae)에서 ~ 90000000 세포를 구하십시오. 세포를 계산하면 5 분 동안 1,200 rpm으로 그들을 다시 원심 분리기. </li><li> RPMI 및 나누어지는 그 때문에 최종 농도가 ML 당 백만 세포는 충분한 RPMI를 포함하는 조직 문화 flasks에 소량의 세포를 Resuspend. </li><li> 관심의 세포 유형의 개발을 촉진하기 크린 시토킨를 추가합니다. 이 경우 시토킨 인터루킨 - 3 (IL - 3 = 10 NG / ML)은 basophils과 마스트 세포의 발전을 촉진하기 위해 추가됩니다. basophils를 얻기위한 10 일 동안 알을 품다. 돛대 세포의 경우, 5 주 동안 알을 품다. 돛대 세포를 생성할 때, 미디어와 IL - 3는 일주일에 한 번씩 변경해야합니다. </li><li> 여기 마스트 세포가 단지 도금 후 나타나는 방법을 좀 봐입니다. 이 이미지는 10 일 인터루킨 - 3의 추가 후 basophils과 마스트 세포로 마스트 골수 세포의 분화를 보여줍니다. </li><li> 원하는 세포 유형이 취득하면, electroporation 단계로 진행하십시오. </li></ol> Electroporating 셀 <ol><li> electroporation 단계를 시작하려면 문화 플라스크에 세포의 수를 결정합니다. </li><li> 세포는 일반적으로 ML 당 10 만명의 밀도에 electroporated되므로, 원뿔 튜브에 필요한 휴대폰 번호를 전송하고 5 분 1,200 RPM에서 튜브를 원심 분리기. </li><li> centrifuging 후, 미디어를 대기음 1X PBS로 세포를 씻어, 5 분 동안 1,200 rpm으로 다시 원심 분리기. </li><li> PBS를 기음과 ML 당 10,000,000 세포의 세포 현탁액을 만드는 바이오 래드 진 Pulser의 electroporation 버퍼를 추가합니다. </li><li> 세포를 resuspending 후, ML 당 10-20 마이크로 그램의 최종 농도에서 원하는 플라스미드 DNA를 추가합니다. </li><li> 96 - 웰 플레이트 electroporation에 선택의 우물에 세포 현탁액의 나누어지는 150 microliters. </li><li> MXcell 플레이트 챔버의 electroporation 판을 넣고 뚜껑을 닫습니다. </li><li> 돛대 세포의 transfection하기 전에, electroporation 프로토콜은 미리 또는 저장 프로토콜을 사용하지 않는 MXcell로 프로그래밍해야합니다. 최적화 실험을 통해 우리는 마스트 세포의 가장 높은 transfection 효율이 사각형 웨이브 펄스 프로토콜을 사용하여 발생하는 것을 발견했습니다. 우리는 2000uF 1000 ohms에서 300V/20ms, 350/15ms, 350V/20ms 및 350V/10ms 스퀘어 웨이브 펄스를 제공하기 위해 접시에 electroporation 조건을 달라질 수 있습니다. 프로토콜 설정하고 장치에 로드된되면, 세포를 electroporate에 &quot;펄스&quot;를 누르십시오. </li><li> electroporation가 완료되면, 조직 문화 접시에 세포를 전송합니다. 우리는 일반적으로 ML 인터루킨 - 3 당 10 나노 그램 300 microliters RPMI를 (10 % FCS, 페니실린, 스트렙토 마이신과 베타 - 메르 캅 토 에탄올과 보충)가 포함된 48 잘 조직 배양 플레이트에 잘 각 150 microliter의 electroporation 샘플을 전송할 수 있습니다. 전지는 37 하룻밤 incubated 아르 ° C, 그때 표현과 억제를 위해 24 시간 후에 assayed. </li></ol> 트랜sfection 결과 플라스미드 ML 당 20 마이크로 그램 GFP를 사용하여 성공적인 electroporation 후 세포의 형광 현미경 이미지는 동영상에 표시됩니다. 약 30 %의 MXcell의 electroporation 시스템 transfection 효율성을 사용하는 것은 얻을 수 있습니다. 이 시스템은 세포 생존을 유지하면서 당신이 당신의 transfection 효율을 극대화하기 위해 조건을 변경할 수 있습니다.

더 많은 게놈 정보를 얻습니다 siRNA와 같은 새로운 도구를 개발로서, 생리학 관련 세포의 사용은 질병 경로, 단백질 - 단백질 상호 작용 및 신호 전달에 대한 우리의 이해를 심화하기 위해 점점 더 중요 해지고있다. 차 전지는 조직이나 체액에서 직접 얻은하고 체외에서 재배하고 있습니다. 이러한 세포는 외인성 유전 물질의 도입을 포함 방법의 숫자 조작하실 수 있습니다. 그것은 기본 세포에 플라스미드 DNA 또는 siRNA을 소개하는 가장 효과적인 방법은 electroporation 것을 점점 더 분명 해지고 있습니다. Electroporation은 transiently 따라서 외인성 핵산은 세포를 입력할 수 있도록 세포막의 투과성을 증가하기 위해 전기 펄스로 세포를 제공합니다. transfection의이 방법은 다른 세포 유형 / 라인, 따라서, 돛대 세포를 transfect하는 데 사용할 수있는뿐만 아니라 다른 골수 - 유래 세포 사이의 차이에 대한 수용하도록 최적화할 수 있습니다. 또한, 바이러스 - 매개 transfection와는 달리, electroporation은 transfected DNA의 크기에 제한을 부과하거나 광범위한 준비가 필요하지 않습니다. 지질 - 중재 transfection 대​​조적으로, electroporation 덜 독성 수 있으며 transfected 핵산의 endosomal 트래핑 발생하지 않습니다. 바이오 래드는 이러한 세포를 위해 특별히 MXcell의 electroporation 시스템을 개발했습니다. MXcell 여러분 transfection의 효율성과 세포 생존을 최대화하기 위해 조건을 변경할 수 있습니다. transfection 효율을 최적화하고 세포 사망, 전압을 포함하여 electroporation 매개 변수의 다수를 최소화하기 위해, 정전 용량, 저항, 및 펄스 길이는 조정과 평가 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>Gene Pulser MXcell 전기천공 시스템</td><td>Bio-Rad</td><td>165-2670</td><td></td></tr><tr><td>Gene Pulser 전기천공 버퍼</td><td>Bio-Rad</td><td>165-2677</td><td></td></tr></tbody></table>

electroporation에 대한 murine 골수에서 조혈 세포 차 문화의 준비

The Preparation of Primary Hematopoietic Cell Cultures From Murine Bone Marrow for Electroporation

그것은 electroporation은 기본 세포에 플라스미드 DNA 또는 siRNA을 소개하는 가장 효과적인 방법임을 더욱 분명 해지고 있습니다. 진 Pulser MXcell의 electroporation 시스템과 진 Pulser의 electroporation 버퍼가 특히 포유 동물 세포와 같은 기본 및 줄기 cells.This 비디오와 같은 어려운 transfect 세포로 핵산을 transfect하기 위해 개발되었습니다 것은 murine 골수에서 기본 조혈 세포 문화를 확립하는 방법을 보여줍니다 다음 MXcell 시스템의 electroporation을 위해 그들을 준비합니다. 우리는 대퇴골과 경골을 분리하여 시작합니다. 대퇴골과 경골 모두에서 골수 그런 다음 수확하고 문화가 설립됩니다. 교양 골수 세포는 다음 transfected 및 분석입니다.

이 절차는 murine 골수에서 조혈 세포 기본 문화를 확립하고 진 Pulser MXCell의 electroporation 시스템을 사용 transfection하여 다음 방법을 설명합니다.

Electroporation에 대한 Murine 골수에서 조혈 세포 차 문화의 준비

일차 세포(primary cells)에 플라스미드 DNA 또는 siRNA를 도입하는 데 있어 전기천공법(electroporation)이 가장 효과적인 방법이라는 점이 점점 더 분명해지고 있습니다. Gene Pulser ...

본 절차는 마우스의 대퇴골과 경골을 수확하는 것으로 시작합니다. 고관절, 슬관절 및 족관절을 제거한 후, 뼈의 개방된 끝부분에 RPMI 배지를 주입하여 골수를 분리합니다. 단일 세포 현탁액을 얻은 후, 골수 세포를 비만세포로 분화시키고, 96-웰 전기천공 플레이트에 분주한 다음 트랜스펙션을 수행합니다.Gene Pulse 또는 MX Cell 전기천공 시스템을 사용합니다. 사각파 펄스 프로토콜을 사용하면 약 30%의 transfection 효율을 얻을 수 있습니다. 실험의 첫 번째 단계는 6~12주 된 마우스의 대퇴골과 경골에서 골수를 채취하는 것입니다.먼저 CO2 흡입으로 마우스를 안락사시킨 후, 각 마우스의 뒷다리에서 대퇴골(femur)과 경골(tibia)을 적출합니다. 그런 다음 면도날을 사용하여 대퇴골의 양 끝을 잘라 고관절과 무릎 관절을 제거하고 골수를 노출시킵니다. 같은 방식으로 경골의 양 끝을 잘라 무릎과 발목 인접 부위를 제거하고 골수를 노출시킵니다.다음으로, 26.5 gauge 바늘이 장착된 주사기를 사용하여 10% FBS, 페니실린, 스트렙토마이신, beamer, capita ethanol 및 L-glutamine이 첨가된 RPMI를 흡입합니다. 핀셋을 사용하여 RPMI 배지가 들어 있는 페트리 접시 위에 뼈를 고정합니다. 주사기 바늘을 뼈의 한쪽 끝에 삽입하고 플런저를 눌러 골수를 씻어냅니다.시린지 바늘을 뼈 내부에서 위아래로 움직여 잔류 골수를 씻어낼 수 있습니다. 모든 뼈에 대해 이 과정을 반복한 후, 골수 배양 단계로 넘어갑니다. 골수 배양을 위해, 씻어낸 골수를 피펫으로 여러 번 상하로 옮겨 조직을 세포 현탁액으로 분쇄하십시오.그런 다음 50 milliliter 원심분리관 위에 70 micron 필터를 올리고 세포 현탁액을 필터에 넣습니다. 다음으로, Petri dish를 RPMI로 한 번 헹굽니다. 헹군 액체를 70 micron 필터에 넣은 후, 1 milliliter 시린지 플런저의 고무 끝부분을 사용하여 70 micron 필터 위에 남아 있는 골수 조각들을 으깹니다.필터를 세척한 후, RPMI로 필터를 한 번 더 세척합니다. 세포 현탁액을 1200 RPM에서 5분 동안 원심분리합니다. PBS로 재현탁하여 세포 펠렛을 세척합니다.헤모사이토미터(hemo cytometer)를 사용하여 세포 수를 측정합니다. 일반적으로 마우스 한 마리의 뼈(대퇴골 2개 및 경골 2개)에서 약 90 million 개의 세포를 얻습니다. 세포 수를 측정한 후, 1200 RPM에서 5분 동안 다시 원심분리합니다.소량의 RPMI에 세포를 재부유시킨 후, 최종 농도가 ml당 100만 개 세포가 되도록 충분한 양의 RPMI가 포함된 조직 배양 플라스크에 분주합니다. 그런 다음, 관심 있는 세포 유형의 발달을 촉진하기 위해 사이토카인을 첨가합니다. 이 경우, 염기구와 비만세포의 발달을 촉진하기 위해 사이토카인 interleukin three를 첨가하며, 염기구를 얻으려면 10일 동안 배양하고 비만세포를 생성하려면 5주 동안 배양합니다.배지와 IL-3는 일주일에 한 번씩 교체해야 합니다. 다음은 세포 도말 직후 골수 세포의 모습입니다. 이 이미지는 interleukin-3 첨가 10일 후 골수 세포가 염기성구와 비만세포로 분화된 모습을 보여줍니다.원하는 세포 유형을 확보한 후, 전기천공법(electroporation) 단계를 진행합니다. 전기천공법 단계를 시작하려면 배양 중인 세포 수를 결정하십시오. 플라스크 세포는 일반적으로 mL당 1,000만 개의 밀도로 전기천공합니다.필요한 수의 세포를 원추형 튜브로 옮기고 1200 RPM에서 5분 동안 원심분리합니다. 원심분리 후 배지를 흡입하여 제거하고, 1XPBS로 세포를 세척한 다음 다시 1200 RPM에서 5분 동안 원심분리합니다. 이어서 PBS를 흡입하여 제거하고 BioRad gene pulsar 전기천공 버퍼를 추가하여 mL당 10 million cells의 세포 현탁액을 만듭니다.세포를 재현탁한 후, 최종 농도가 10~20 µg/mL가 되도록 원하는 플라스미드 DNA를 첨가합니다. 세포 용액을 부드럽게 혼합한 후, 96-well 전기천공 플레이트의 원하는 웰에 세포 현탁액 150 µL를 분주합니다. 다음으로, 골수 세포의 형질전환 및 전기천공 전 단계로 전기천공 플레이트를 MXL 플레이트 챔버에 넣고 덮개를 닫습니다.사전 설정된 프로토콜을 사용하거나 최적화 실험을 통해 저장된 프로토콜을 사용하는 경우가 아니라면, 프로토콜을 MXL에 프로그래밍해야 합니다. 당사는 골수 세포의 가장 높은 형질전환 효율이 사각파 펄스 프로토콜을 사용할 때 발생한다는 것을 발견했습니다. 플레이트 상의 전기천공 조건을 변경하여 1000 ohms에서 2000 micro phs의 사각파 펄스를 전달하겠습니다. 프로토콜 설정 및 기기 로드가 완료되면, pulse를 눌러 세포에 처리하고, 전기천공이 끝나면 세포를 조직 배양 플레이트로 옮깁니다.일반적으로 150 µL의 전기 천공 샘플을 10 ng/mL의 Interleukin three가 포함된 300 µL RPMI가 들어 있는 48-웰 조직 배양 플레이트의 웰로 옮깁니다. 세포를 37 °C에서 하룻밤 동안 배양한 후, 24시간 뒤에 발현 및 억제 여부를 분석합니다. 이것은 세포의 형광 현미경 이미지입니다.MX cell 전기천공 시스템을 사용하여 밀리리터당 20 micrograms의 GFP plasmid로 전기천공을 성공적으로 수행하면, 약 30%의 형질전환 효율을 얻을 수 있습니다. 이 시스템을 통해 세포 생존율을 유지하면서 형질전환 효율을 극대화할 수 있도록 조건을 변경할 수 있습니다. MX cell 시스템은 이러한 마우스 조혈 세포와 같은 일차 포유류 세포에 특히 유용합니다.지금까지 마우스에서 골수 세포를 분리하고 MX 세포 전기천공 시스템을 사용하여 분화된 비만세포를 형질전환하는 방법을 살펴보았습니다. 이것으로 모든 과정을 마칩니다. 시청해 주셔서 감사하며, 귀하의 실험에 좋은 결과가 있기를 바랍니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

이 절차를 빠르게 쉽게 마우스 배아 섬유아 세포 (MEFs) 또는 기타 기본 세포에 가장 적합한 electroporation 조건을 식별하는 유전자 Pulser MXcell의 electroporation 시스템을 사용하는 방법을 보여줍니다. 문제 해결을위한 고려 사항도 관련 비디오 설명합니다.

고효율 기본 셀을 Transfect하는 진 Pulser Electroporation MXcell의 시스템을 사용하여

이 절차 또는 나선 limbus 및 나선 신경절의 뉴런없이 Corti의 murine 기관의 격리와 문화에 대한 방법을 설명합니다. 우리는 또한 electroporation에 의해 Corti explant의 기관에서 외인성 리포터 유전자의 표현 방법을 보여줍니다.

차 문화와 Corti의 Murine 오르간의 플라스미드 Electroporation.

유동세포계측법의 골수 조혈 progenitors의 유통뿐만 아니라 효율적으로 분리 고도 정화 조혈 줄기 세포 (HSCs)를 분석하는 방법을 설명합니다. 분리 절차는 본질적으로 세포 및 분자 연구를위한 HSCs를 정화 정렬 C-키트 + 세포와 세포의 자성 농축에 근거한다.

Murine 조혈 줄기 세포와 리니지 - 헌신 Progenitors의 Phenotypic 분석 및 절연

여기에서는 번역 응용을 위해 이질적인 골수에서 다량의 쥐 단핵구를 생성하는 프로토콜을 제시합니다. 다른 방법과 비교했을 때, 이 새로운 방법은 높은 구배 자기 세포 분리(MACS)와 같은 값비싼 방법을 피함으로써 희생되는 동물의 수를 줄이고 비용을 절감하는 데 도움이 됩니다.

분리 및 설치류 골수의 정맥 주사 유래 단핵구

프로토콜에 대 한 빠른 마우스에서 유전자 장애 CRISPR/Cas9-중재 하 고 인간의 기본 조 혈 모 세포가이 문서에서 설명 하는. Cas9-sgRNA ribonucleoproteins sgRNAs 녹음 방송 생체 외에서 그리고 상업적인 Cas9를 통해 생성 된 electroporation 통해 소개 된다. 높은 편집 효율성 제한 시간 및 금융 비용으로 달성 된다.

CRISPR/Cas9에 의해 Murine 인간과 조 혈 조상 세포의 고효율 유전자 장애

설명된 것은 CRISPR/Cas9 시스템에 의한 뮤린 조혈 줄기 및 전구 세포(HSPC)의 고효율 게놈 편집을 위한 프로토콜로 조혈 시스템 별 유전자 수정을 통해 마우스 모델 시스템을 신속하게 개발합니다.

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여기에 제시된 것은 생체 외 폴리비닐 알코올 기반 확장을 사용하여 마우스 조혈 줄기 세포 배양을 시작, 유지 및 분석하는 프로토콜과 렌티바이러스 형질도입 및 전기천공을 통해 유전적으로 조작하는 방법입니다.

Ex Vivo (생체 외 ) 폴리비닐 알코올 기반 배양에서 마우스 조혈 줄기 세포의 확장 및 유전자 조작

여기에서는 쥐 뼈, 골수, 흉선 및 단일 세포 다생물체학(single-cell multiomics)과 호환되는 인간 흉선 조직에서 기질 세포를 분리할 수 있는 프로토콜을 제시합니다.

조혈 장기에서 기질 세포 분리(Stromal Cell Isolation from Hematopoietic Organs)

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