Name: 척수 전기 생리학 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-01-18T16:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 59 s
Description: 배우세요 신생아 마우스 척수 분리 및 전기생리학 기록 기법. 복측 추골절개술로 척수를 분리하고 전극에 부착하여 신경 활동을 측정하는 방법을 익혀보세요.

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사무엘 L. 파프는 생물 학적 연구 솔크 연구소에서 유전자 발현 연구소에서 교수와 하워드 휴즈 의학 연구소의 탐정이다. 이 작품은 크리스토퍼와 다나 리브 재단​​에 의해 지원되었다. 조 Belcovson, 켄트 Schnoeker와 솔크 연구소에서 멀티미디어 자원에 마이크 설리반은 사진 촬영 및 편집 지원을 제공했습니다.

1. 인공 뇌척수 (aCSF 1)를 준비합니다. 우리가 먼저 마그네슘 또는 칼슘없이 aCSF의 10X 주식 2L를 준비합니다. 시약은 millimolar에 나열된. 카탈로그 번호 시그마 / 알드리치를 참조하십시오. <table border="1" cellpadding="0"><tbody><tr><td colspan="4"> 2 리터는 10X aCSF (MG 또는 칼슘 제외) </td></tr><tr><td> 시약 </td><td> MM </td><td> g/2L </td><td> 목록 </td></tr><tr><td> KCl </td><td> 40 </td><td> 5.96 </td><td> P - 9333 </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> 1280 </td><td> 149.61 </td><td> S - 7653 </td></tr><tr><td> NaHCO 3 </td><td> 210 </td><td> 35.28 </td><td> S - 6297 </td></tr><tr><td> 아니 2 PO 4 </td><td> 5 </td><td> 1.38 </td><td> S - 9638 </td></tr><tr><td> 포도당 </td><td> 300 </td><td> 108.12 </td><td> D - 9434 </td></tr><tr><td colspan="4"> 2L에 증류수를 추가 </td></tr></tbody></table> 우리는 또한 실험에서 실험 molarity을 조정 수 있도록 50mL 물에 MgSO 4 CaCl 2 1M 솔루션을 준비하고 칼슘 용액에 남아 확신합니다. <table border="1" cellpadding="0"><tbody><tr><td colspan="4"> 1M 칼슘과 마그네슘 주식 </td></tr><tr><td> 시약 </td><td> M </td><td> g/50mL </td><td> 목록 </td></tr><tr><td> CaCl 2 </td><td> 1 </td><td> 7.35 </td><td> C - 5080 </td></tr><tr><td> MgSO 4 </td><td> 1 </td><td> 12.33 </td><td> M - 5921 </td></tr></tbody></table> aCSF 솔루션은 침전됩니다 칼슘이나 칼슘을 추가하기 전에 산도를 낮게 carbogen (95% O2 / 5 % CO2)와 기름해야합니다. <table border="1" cellpadding="0"><tbody><tr><td colspan="2"> 1 리터 aCSF </td></tr><tr><td> 시약 </td><td> 음량 </td></tr><tr><td> 10X aCSF </td><td> 100mL </td></tr><tr><td> 1M CaCl 2 </td><td> 1 ML (해부) 2mL (녹음) </td></tr><tr><td> 1M MgSO 4 </td><td> 1 ML </td></tr><tr><td colspan="2"> 칼슘을 추가하기 전에 ~ 800 ML 증류수, 2 분 동안 carbogen와 가스 추가 </td></tr><tr><td colspan="2"> 1L에 증류수를 추가합니다. </td></tr></tbody></table> 펌프와 관 그리고 해부 접시는 사용 전후에 씻어서해야합니다. 해부 해부 동안 1mM 칼슘 aCSF는 지속적으로 carbogen와 기름해야합니다. aCSF은 해부 접시에 한 병에서 siphoned 및 병에 대한 해부 접시에서 펌프 또는 폐기물로 보낼 수 있습니다. 우리는 탄성체 (Sylgard, 다우 코닝) 절개를 수행하기 위해 코팅 접시를 사용합니다. 신생아 마우스는 급속하게 날카로운 가위와 복부 흉부와 복부를 통해 가위로 만든 절개와 목이있다. 동물 그러면 eviscerated됩니다. eviscerated 마우스 aCSF로 씻어서 있습니다. 동물은 다음 앞발 통해 꼬리의 기지에 삽입 곤충 핀으로 해부 접시에 박혀있다. 척추는 복부 laminectomy를 수행하여 제거됩니다. 척추 열은 작은 집게와 함께 개최되는 작은 가위 하나 블레이드는 뼈에 척수 컬럼에 즉시 지느러미 삽입됩니다. 부드럽게 뼈다귀 척추 컬럼을 리프팅하는 동안 라미나 그런 다음 한쪽과 다른 한편으로는 상처입니다. 이것은 척추의 길이에 대해 수행됩니다. 척수는 척수 신경 뿌리를 끊어와 척수를 둘러싼 meninges를 잘라 척수의 양쪽을 따라 커팅에 의해 제거됩니다. 우리는 왼쪽과 오른쪽 양쪽에 상처, 우리는 그것을 무료로 척수의 지느러미 측면에 부착된 meninges를 잘라. 절연 코드는 다음 추가 동물 해부하는 경우 좋은 산소를 보장하기 위해 aCSF 입구 근처에있는 접시에 박혀있다. 분리된 척수는 다음 작은 숟가락이나 주걱을 사용하여 녹음 요리로 전송됩니다. 여기 산소 2mM 칼슘 aCSF으로 준비를 perfuse. 척수는 탄성체 코팅 접시와 뿌리 근처 세포, 전체 루트 흡입 전극을 이동하는 데 사용 micromanipulators에 박혀있다. 전극 팁은 무료 루트 끝 가까이하면, 부드러운 흡입은 흡입 전극에 뿌리를 그릴에 적용됩니다. 이 과정은 동시에 여러 개의 뿌리를 기록하는 반복될 수 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/1660/1660fig1.jpg" alt="그림 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="그림 1"> 그림 1. 잘린과 내장 적출. A. 신속하게 날카로운 가위로 마우스를 목을 벨. 뇌간에서 크거나 낮은 기여 컷의 수준에 따라 형성될 수 있습니다. 잘린 만든 흉강의 개통에 가위 B. 플레이스 한 블레이드. 꼬리의 기본으로 복부 근육과 복부를 엽니다. 내장을 제거하고 aCSF와 린스. <img src="/files/ftp_upload/1660/1660fig2.jpg" alt="그림 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="그림 2"> 그림 2. 척추. A. 제거 코드에 누워 복부 뼈를 통해 척수 및 절단의 오른쪽에있는 척추와 척수 사이의 공간에 가위의 왼쪽 날개를 삽입합니다. 다음 척수 및 절단의 왼쪽에있는 척추와 척수 사이의 공간에 가위의 오른쪽 날개를 삽입합니다. 척추 열 부드러운 견인을 적용하는 동안 B.이 과정을 반복합니다. 낮은 각도에서 가위를 들고하여 주사 척수 안됩니다. <img src="/files/ftp_upload/1660/1660fig3.jpg" alt="그림 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="그림 3"> 그림 3. 척수의 제거. A. 척수와 코드에 측면 누워 척추 뿌리와 meninges 통해 척수 및 절단의 오른쪽에있는 뼈 사이의 공간에 가위의 왼쪽 날개를 삽입합니다. 다음 척수의 왼쪽에있는 척수와 뼈 사이의 공간에 가위의 오른쪽 날개를 삽입하고 코드에 측면 누워 척추 뿌리와 meninges 통해 했네요. B. 마지막으로, 부드럽게 주동이의 코드를 채취해서 laminae에 지느러미 코드를 연결 meninges를 잘라. 다시 낮은 각도에서 가위를 들고하여 주사 척수에 신경을 안 받아. 척수에 너무 가까이 뿌리를 잘라하지 마십시오.

<ol><li>Myers, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholinergic+input+is+required+during+embryonic+development+to+mediate+proper+assembly+of+spinal+locomotor+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Cholinergic input is required during embryonic development to mediate proper assembly of spinal locomotor circuits.</a> Neuron. 46, 37-49 (2005).</li>
<li>Goulding, M., Pfaff, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+circuits+that+generate+simple+rhythmic+behaviors+in+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Development of circuits that generate simple rhythmic behaviors in vertebrates.</a> Curr Opin Neurobiol. 15 (1), 14-20 (2005).</li>
<li>Gallarda, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+axial+motor+and+sensory+pathways+via+heterotypic+trans-axonal+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Segregation of axial motor and sensory pathways via heterotypic trans-axonal signaling.</a> Science. 320, (2008).</li>
<li>Gosgnach, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((V1+spinal+neurons+regulate+the+speed+of+vertebrate+locomotor+outputs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">V1 spinal neurons regulate the speed of vertebrate locomotor outputs.</a> Nature. 440 (7081), 215-219 (2006).</li>
<li>Lanuza, G. M., Gosgnach, S., Pierani, A., Jessell, T. M., Goulding, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+identification+of+spinal+interneurons+that+coordinate+left-right+locomotor+activity+necessary+for+walking+movements%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Genetic identification of spinal interneurons that coordinate left-right locomotor activity necessary for walking movements.</a> Neuron. 42 (3), 375-386 (2004).</li>
<li>Jiang, Z., Carlin, K. P., Brownstone, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vitro+functionally+mature+mouse+spinal+cord+preparation+for+the+study+of+spinal+motor+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">An in vitro functionally mature mouse spinal cord preparation for the study of spinal motor networks.</a> Brain Res. 816 (2), 493-499 (1999).</li>
<li>Ziskind-Conhaim, L., Gao, B. X., Hinckley, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethanol+dual+modulatory+actions+on+spontaneous+postsynaptic+currents+in+spinal+motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Ethanol dual modulatory actions on spontaneous postsynaptic currents in spinal motoneurons.</a> J Neurophysiol. 89 (2), 806-813 (2003).</li>
<li>Tabak, J., Rinzel, J., O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+activity-dependent+network+depression+in+the+expression+and+self-regulation+of+spontaneous+activity+in+the+developing+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The role of activity-dependent network depression in the expression and self-regulation of spontaneous activity in the developing spinal cord.</a> J Neurosci. 21 (22), 8966-8978 (2001).</li>
<li>Chub, N., Mentis, G. Z., O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloride-sensitive+MEQ+fluorescence+in+chick+embryo+motoneurons+following+manipulations+of+chloride+and+during+spontaneous+network+activity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Chloride-sensitive MEQ fluorescence in chick embryo motoneurons following manipulations of chloride and during spontaneous network activity.</a> J Neurophysiol. 95 (1), 323-330 (2006).</li>
</ol>

애니멀 케어<br /&gt;<br /동물&gt; 실험은 생물 학적 연구 AIACUC의 솔크 연구소에서 정한 지침과 규정에 따라 수행되었다.

절연 신생아 척수는 신경계의 development1, 2를 공부의 취급하기 쉬운 방법을 제공합니다. 신생아 설치류의 요추 척수 내에 중앙 패턴 생성 회로는 신경 전달 물질의 존재에 상상의 운동력을 생성하실 수 있습니다. 이 상상의 운동은 0.2-0.5 Hz에서에서 생산 활동에 리듬 증가, 파열로 이루어져 있습니다. 이러한 파열은 코드와 flexor - 신근 교대 (L5에 ipsilateral L2 상대)의 길이를 따라 왼쪽에서 오른쪽으로 교대 생산 구성되어 있습니다. 마우스에 여러 유전자 돌연변이가 비정상적인 행동 3-5 가지고 보여왔다. 척수의 신경 회로가 개발 및 유전 perturbations 중에 변경하는 방법 이해하는 것은 다른 CNS에서 신경 회로의 연구를 통지합니다. 그것은 일반적인 사용 몇 가지 표준 aCSF 솔루션이있다는 것을 주목할 수 있습니다. 다음은 일반적으로 사용되는 aCSF 준비의 테이블입니다. 표 1 : ...

<table><tbody><tr><td>KCl</td><td></td><td>P-9333</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td></td><td>S-7653</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td></td><td>S-6297</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td>S-9638</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td></td><td>D-9434</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td></td><td>C-5080</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td>M-5921</td><td></td></tr><tr><td>대형 가위</td><td>Fine Science Tools</td><td>14070-12</td><td></td></tr><tr><td>포셉</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>미세 가위</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-10</td><td></td></tr><tr><td>곤충 핀</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 (Dow-Corning)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1L 부피 플라스크</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>100mL 부피 플라스크</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

척수 전기 생리학

Spinal Cord Electrophysiology

신생아 마우스 척수는 신경 circuitries과 전위의 운동의 발전을위한 연구 모델입니다. 우리는 척수의 해부와 전위의 연구에 사용되는 기록 목욕 인공 뇌척수의 준비를 보여줍니다. 일단 해부, 척수 복부 신경 뿌리는 허리 코드 내에서 중앙 패턴 생성 회로의 electrophysiologic 신호를 기록하는 기록 전극을 부착하실 수 있습니다.

electrophysiologic 연구 신생아 마우스 척수의 고립의 데모.

신생 마우스의 척수는 신경 회로의 발달과 운동 능력을 연구하기 위한 모델입니다. 본 연구에서는 척수의...

안녕하세요. 저는 Salk 연구소 faf 실험실의 연구원 Alan Meyer입니다. 오늘은 마우스의 척수를 분리하기 위해 복측 척추궁 절제술(ventral laminectomy)을 수행하는 방법과 척수의 신경 활동을 기록하기 위해 이를 전극에 연결하는 방법을 보여드리겠습니다. 이를 위해 척수용 용액 두 가지, 즉 해부용 용액과 기록 욕조용 용액을 준비해야 합니다.두 용액의 유일한 차이점은 염화칼슘의 농도입니다. 먼저 10 X-A-C-S-F 용액을 준비해야 합니다. 이를 위해 아래에 나열된 시약들이 필요합니다.먼저 1L 용량 플라스크에 10X AC SF 100milliliters를 넣습니다. 그다음, 넘치지 않도록 여유 공간을 남겨둔 채 플라스크를 물로 채웁니다. 가스 처리를 할 때는 5%CO2 및 95%O2 가스 농도의 용액을 사용합니다.pH를 낮추고 용액에 산소를 공급하기 위해 1 M 황산마그네슘 1 mL를 첨가합니다. 다음으로, 해부 용액에 1 M 염화칼슘 용액 1 mL를 첨가하고, 기록 용액에는 1 M 염화칼슘 2 mL를 첨가합니다. 이 실험에는 E 16.5에서 P 4 단계의 생쥐를 사용할 수 있습니다.먼저 날카로운 가위로 마우스의 머리를 빠르게 절단하여 해부를 시작합니다. 다음으로 꼬리에 닿을 때까지 복부 정중선을 따라 절개합니다. 그 후 핀셋을 사용하여 마우스의 내장을 적출하고, A CSF 용액으로 헹굽니다.1 mM 염화칼슘 A CSF를 사용하여 해부를 수행합니다. 마우스를 해부 접시에 놓고 네 발과 꼬리 기저부에 핀을 꽂아 고정합니다. 이 단계의 목표는 빨간색 점선을 따라 절개하여 척수 기둥을 척수를 둘러싸고 있는 척추궁(lamina)으로부터 분리함으로써 척수를 단리하는 것입니다.이를 통해 척수를 노출시킬 수 있습니다. 다음으로, 선을 따라 절개하여 뇌막과 척수 신경근을 잘라내어 척수를 분리합니다. 척주를 찾아 한 손으로는 핀셋으로 척주를 단단히 잡고, 다른 한 손으로는 소형 가위를 사용합니다.척수를 제거하려면 가위를 낮은 각도로 유지하십시오. 가위 끝으로 척수를 찌르는 것을 방지하기 위해 이제 척수를 박리하겠습니다. 빨간색 선을 따라 수막과 척수 신경근을 절단하십시오.척수를 제거하려면 척수 양측을 따라 절개한 후 복측 정중선을 따라 절개하십시오. 척수를 찌르지 않도록 가위의 각도를 낮게 유지하는 것이 중요합니다. 신경근을 척수에 너무 가깝게 절단하지 않도록 주의하십시오.다음으로, 척수를 기록조로 옮기고 전극을 척수 신경근에 연결합니다. 전극을 신경근 근처에 배치합니다. 그런 다음 흡입기를 사용하여 신경을 전극 안으로 부드럽게 끌어당깁니다.시청해 주셔서 감사합니다. 이 영상이 귀하의 향후 실험에 도움이 되기를 바랍니다.

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이 프로토콜은 패치 클램프를 사용하여 높은 시공간 분해능으로 척수 자극(SCS)에 대한 운동 뉴런의 전기적 반응을 연구하는 방법을 설명하며, 이를 통해 연구자들은 척수를 분리하고 세포 생존력을 동시에 유지하는 기술을 향상시킬 수 있습니다.

척수 자극 중 운동 뉴런의 전체 세포 패치-클램프 기록을 위한 척수 절편의 생체 외 제조

우리는 심장 기능을 기록하고 심장 잠금 척추 등쪽 뿔 뉴런을 분석하는 것과 함께 척추 다채널 세포 외 기록을 위한 프로토콜에 대해 설명합니다. 이 방법은 침술에 의해 유발된 흉추의 내장 기능 변화의 기저에 있는 척추 메커니즘을 연구하기 위한 시간적으로 동기화된 틀을 제공합니다.

쥐 척추 등쪽 뿔(Rat Spinal Dorsal Horn)의 심장 잠금 뉴런 반응에 대한 체세포 자극의 코딩 프로파일 연구

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