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감염 중에 폐포 대식세포는 병원균을 제거하기 위해 대식세포 세포외 트랩 또는 MET를 방출합니다.
MET는 펩티딜 아르기닌 데이미나제, PAD, 매트릭스 메탈로프로테이나제 및 시트룰린화 히스톤과 복합된 염색질 섬유로 구성됩니다.
기관지폐포 세척액에서 대식세포의 MET를 시각화하려면 먼저 유체를 원심분리합니다.
재현탁된 세포를 멀티웰 플레이트 웰 내의 커버슬립에 도금합니다.
대식세포는 커버슬립에 부착되는 반면 다른 세포는 부유 상태로 남아 폐기됩니다.
대식세포를 고정하여 세포 구조를 보존합니다. 세포 표적에 접근하기 위해 투과화합니다.
차단 단백질을 추가하여 비특이적 항체 결합을 방지합니다.
표
적 시트룰린화 히스톤, PAD 및 매트릭스 메탈로프로테이나제에 각각 결합하는 1차 항체 칵테일로 보충합니다.
표적 MET 단백질 결합 1차 항체에 결합하는 다양한 형광단 태그 2차 항체를 추가합니다.
DAPI 함유 마운팅 매체로 셀을 마운트합니다. 형광 염료인 DAPI는 염색질 섬유를 염색합니다.
공초점 현미경을 사용하여 시트룰린화 히스톤, PAD 및 메탈로프로테이나제가 있는 형광 세포외 염색질 섬유를 특징으로 하는 MET를 시각화합니다.
텍스트 프로토콜에 따라 기관지폐포 세척 또는 BAL에 의해 인간과 마우스로부터 폐 대식세포를 얻은 후 트리판 블루와 혈구계를 사용하여 BAL 용액에서 생존 가능한 세포 수를 수행합니다. 500마이크로리터의 배양 배지에 1 내지 4 x 105개의 대식세포를 24웰 플레이트의 웰에 있는 커버슬립에 피펫팅합니다. 그런 다음 세포가 부착되도록 섭씨 37도에서 밤새 배양합니다.
배양 배지를 제거하고 PBS를 사용하여 세포를 한 번 세척합니다. 그런 다음 2% 파라포름알데히드/요오드산염/라이신 또는 PLP 고정액을 첨가하고 샘플을 10분 동안 배양합니다. PBS를 사용하여 세포를 잠시 세척한 후 PBS에 0.2% Tween-20을 첨가하고 세포를 20분 동안 배양합니다.
다음으로, 세포를 차단하기 위해 PBS에 희석된 5% BSA에 10% 닭 혈청을 첨가하고 샘플을 실온에서 30분 동안 배양합니다. 그런 다음 블록 용액을 1 내지 100 농도의 1차 및 동위원소 대조 항체로 교체하고 세포를 실온에서 1시간 동안 배양합니다. 배양 후, 해당 2차 항체를 추가하기 전에 PBS를 사용하여 세포를 세척합니다. 그런 다음 샘플을 실온에서 40분 동안 배양합니다.
PBS에서 세포를 세척한 후 DAPI 기반 마운팅 매체로 샘플을 마운트합니다. 그런 다음 공초점 현미경을 사용하여 샘플을 시각화합니다.