Name: 높은 활성 효모 변이의 색층 정화 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 13 s
Description: 배우세요 효모 리보솜의 색층 정화 방법을 통해 생화학 및 구조 생물학 연구를 위한 고순도 리보솜을 분리하는 기술입니다. 이 방법은 오염물질을 효과적으로 제거하여 연구의 신뢰성을 높입니다.

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우리는 애쉬튼 Belew, 카렌, 잭 Sharmishtha Musalga, 세르게이 Sulima, Shivani Reddy, 그들의 도움이 프로젝트에 대한 입력을위한 마이클 Rhodin 포함 Dinman 연구소의 구성원 모두 감사하고 싶습니다. 이 작품은 미국 심장 협회 (AHA 0630163N)에서 오전과 국립 보건원 (5R01 GM058859 - 12)에서 JDD에 보조금에 의해 지원되었다. JAL은 부모 부여 2,009 보완의 미국의 재투자 및 복구 법 (3R01GM058859 - 11S1)에 의해 지원되었다.

1. 시스테인의 준비 Sulfolink 수지 부과 <ol><li> 상온에서 Sulfolink 수지 (피어스)를 준비합니다. </li><li> 각 유리병에 배포 5 ML과 같은 2 인용 10 ML 플라스틱 튜브의 제조 업체에서 제공하는 Sulfolink 커플링 젤의 50 % 슬러리 10 ML 총 놓으십시오. </li><li> 간단히 850 XG에 튜브를 원심 조심스럽게 supernatants를 제거합니다. </li><li> 5 ML에 비즈를 resuspending XG 850에서 간략하게 centrifuging 및 피펫으로 뜨는을 제거하여 (50 MM 트리스, 산도 8.5, 5 밀리미터 EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산)) 커플링 버퍼에 젤 세 번 씻으십시오. </li><li> 각각의 튜브에 연결 버퍼에 L - 시스테인의 50 MM 솔루션 다섯 ML 추가 및 25에서 1 시간 동안 슬러리를 혼합 ° C. </li><li> 위의 단계 1.4에서 설명한대로 세탁에 의해 L - 시스테인 잔류를 제거합니다. </li><li> 바인딩 버퍼 10 ML에서 젤 Resuspend [20 MM의 HEPES, pH를 7.6, 5 MM MG (OAc) 2, 60 MM NH 4 망할 CIA 2 MM DTT], 그리고 바인딩 버퍼 10 ML에서 세탁하여 수지를 평형3 번 단계는 1.4에서 설명했다. 10 ML의 원심 분리기 열, 모자 및 4에 저장된 ° C.에 가만히 따르다 수지 RNA 바인딩에 대한 수지 용량 ~ 20 ML 당 260 단위이다. </li></ol> 2. 시스테인을 사용하여 리보솜의 색층 정화는 Sulfolink 수지 부과 참고 : 단백 분해 효소의 활동이 문제가 될 증명 변형율과 함께 일하고있다면, 프로 테아제 억제 칵테일은 이후의 모든 버퍼에서 사용할 수 있습니다. <ol><li> 얼음에 모든 구성 요소를 유지하고 RNase없는 물을 살균 여과를 사용하는 모든 솔루션을 준비합니다. </li><li> 적절한 미디어 - 중반 로그 단계 (1.2 OD 595 = 0.6)에 숙박 효모 세포를 성장. 펠렛의 원심 분리에 의해 세포, 그리고 4 5 분 3,700 XG에 구속력이 버퍼와 원심 분리기에 1g의 세포를 씻어 ° C. </li><li> 바인딩 버퍼 1 ML 2 ML의 대략적인 총 볼륨에, 그리고 4 차게 0.5 mm 유리 구슬 같은 볼륨을 사용하여 방해 Resuspend 전지 ° C UBiospec 미니 구슬 때리는 (Bartlesville, OK)을 노래. 필요에 따라 샘플은 여러 튜브로 분할 수 있습니다. </li><li> 베크 만 - 보습 바로 앞에 달린 풀베는 날 Optima 최대 전자 초원 심 분리기 (풀러턴, CA)에서 30 분 동안 30,000 XG에서 원심 분리에 의해 손상되지 않은 세포 organelles와 세포 파편을 제거합니다. </li><li> 즉시 사용하기 전에, 펠렛 1,000 1 분에 대한 수지의 스토리지 솔루션을 제거하는 XG. 수지의 두 ML은 세포의 모든 일g에 사용됩니다. </li><li> 직접 청구 Sulfolink 슬러리에 맨이나 세포 파편 튜브의 아래쪽에있는 지질 분획 중의 오염, 그리고 장소를 최소화하기 위해 간병, 30,000 XG 회전 (S30)에서 세포 lysate의 supernatants를 제거합니다. 지질 층은 중 제거 또는 팁이 뜨는 넘어들어왔잖소 후 pipet에서 밖으로 밀어내는 의해 피할 수 있습니다. </li><li> 15 분 동안 혼합하지 않고 얼음 S30/Sulfolink 혼합물을 품어. </li><li> 15 ML 원뿔 튜브에 열을 놓고 1,000 XG에 원심 분리기R 만요. </li><li> 열, 손으로 믹스, 얼음에 추가 15 분 동안 품어로 다시 flowthrough의 분수를 놓습니다. </li><li> 15 ML 원뿔 튜브에 열을 놓고 일분 1,000 XG에 원심 분리기. flowthrough 폐기하십시오. </li><li> 캡 열에하고 구속력이 버퍼의 5 ML를 추가합니다. resuspended, 뚜껑을 제거하고, 일분 1,000 XG에서 열 원심을 원심 분리기 때까지 손으로 컬럼을 섞는다. 이 세척 프로토콜을 두 번 더 반복합니다. </li><li> 각 컬럼에 대한 용출 버퍼의 1.5 ML (20 MM HEPES - 코이, 산도 7.6, 10 MM MG (OAc) 2, 500 MM KCl, 2mM DTT, 0.5 MG / ML 헤파린)를 추가합니다. 손으로 slurries를 섞어, 2 분 동안 얼음에 품어 </li><li> 일분 1,000 XG에 새로 15 ML 원뿔 튜브와 원심 분리기로 장소 열. eluate를 수집합니다. 한 번 더 그래서 최종 결합된 샘플 볼륨 ~ 3 ML되는 용출 단계를 반복합니다. 사용 수지는 헤파린없이 용출 버퍼로 세탁하고 구속력이 buffe와 평균 이어 수R, 다시 사용하기 위해 4 구속력이 버퍼의 10 ML 권 ° C에 저장됩니다. </li></ol> 3. Puromycin 처리 참고 : tRNA의 종 오염 제거하는 다른 방법은 ribosome 결선을 촉진하기 위해 포도당 고갈 미디어에 풍부한 포도당에서 전환하는 것입니다. 그러나 이것은 ribosome 기능과 농도에 영향을 미칠 수있는 효모 세포의 대사 상태를 변경 않습니다. 내생 peptidyl - tRNA, puromycin이 수행되는있는 치료에서 변이를 스트립하기 위해서. <ol><li> 상온에서 1M 코이 dropwise을 추가하여 pH를 7.5 100 MM의 puromycin 솔루션으로 중화. </li><li> eluate에 ~ 1mM 최종 농도 무력화 puromycin 솔루션을 추가합니다. </li><li> 1 ㎜의 최종 농도 100 MM GTP를 추가합니다. </li><li> 30 30 분 품어 ° C. </li></ol> 4. 글리세롤의 쿠션을 통해 침강에 의해 리보솜의 정화 <ol><li> 놓으 ML4 ML 볼륨 폴리 카보 네이트 초원 심 분리기 튜브에 쿠션 버퍼 (20 MM의 HEPES, pH를 7.6, 10 MM MG (OAc) 2, 500 MM KCl, 2 MM DTT, 25 % 글리세롤)의. </li><li> 부드럽게 계층 puromycin은 4 하룻밤 XG 쿠션 위에 용출 분수, 그리고 원심 분리기 샘플 100,000 ° C. 치료 </li><li> 원심 회전 날개에서 튜브를 제거하고, supernatants을 기음. </li><li> 쿠션 버퍼 1 ML로 두 번 정화 변이를 포함하는 알약을 씻으십시오. </li><li> 유리 막대를 사용하여 부드러운 마비로 쿠션 버퍼의 100 μl의 변이를 Resuspend. </li><li> 중단 후 parafilm와 튜브를 커버 한 시간 동안 감기에 방 와동에서 중간 속도로 흔들. </li><li> microcentrifuge 튜브, 4 최대 속도로 5 분간 원심 ° C로 내용을 전송 신선한 튜브에 supernatants를 제거합니다. </li><li> 단계를 반복 4.1-4.7 스토리지 버퍼의 100 μl (50 MM HEPES - 코이 산도 7.6, 50 MM NH 4 망할 CIA, 5 밀리미터 MG를 제외하고이 쿠션 버퍼의 ML하고,를 사용하여(OAc) 2, 1 ㎜ DTT, 25 % 글리세롤)이 대신 쿠션 버퍼의 단계 4.4 및 4.5에서 사용됩니다. </li><li> 계량 정화 리보솜 spectrophotometrically (1 260 = 20 효모 변이의 pmoles) 및 -80 ° C.에 저장 효모의 1g의 전형적인 결과는 리보솜의 300-400 pmoles 있습니다. </li></ol> 5. 대표 결과 : 프로토콜의 3 대 각 단계에서 추출한 RNA 종의 예제는 그림 2에 표시됩니다. rRNAs가 있지만 주요 종 총 세포 lysates에있는 (T)이 다른 RNA 종의 다수도 포함되어 있습니다. Sulfolink 칼럼 (SL)에서 정화 리보솜은 또한뿐만 아니라이 종족에 대한 열 침대의 높은 친화력으로 인해 tRNAs 많은 양의가 포함되어 있습니다. peptidyl - tRNAs에서 펩티드의 가수 분해에 puromycin 결과와 함께이 분수 치료하고 리보솜에서 이러한 수종의 분리를 추진하고 있습니다. puromycin이 대접 샘플 (PM) 부족으로 공동 purifyin따라서 g tRNA의 종, 그리고 완전히 순수한 변이를 나타냅니다. 이전 8보고로서, 이러한 변이들을 상세 기능 및 구조 분석에 이상적인 기판을 만드는 고도의 손상과 화학적으로 활성화됩니다. <img src="/files/ftp_upload/3214/3214fig1.jpg" alt="그림 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="그림 1"> 그림 1. 방법 흐름도가. sulfolink 수지 링크된 시스테인을 사용하여 리보솜의 색층 정화가 그려져 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/3214/3214fig2.jpg" alt="그림 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="그림 2"> 그림 2. ribosome 준비 대표 분석. 총 RNA의 종류는 이후에 puromycin 대우 총 세포 lysates (T), Sulfolink 정화의 리보솜 (SL)와 Sulfolink 정화가 리보솜에서 추출한과 글리세롤 쿠션 (PM)를 통해 sedimented되었습니다. 레인 M은 RNA 크기 마커를 나타냅니다. 초와 18S rRNAs뿐만 아니라 tRNAs와 다른 RNA 수종을 나타내는 밴드가 표시됩니다. 모든차선은 RNA 2 μg 탑재했다.

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</ol>

관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

Ribosome 정화 프로토콜은 기본적으로 저속 회전에서 cytosolic 분수를 수확, lysing 세포를 포함하고 고속 원심 분리 1 변이를 pelleting. 몇 가지 새로운 방법이 박테리아 리보솜을 정화에 사용되고있는 반면, 동일 eukaryotes 2-4 사실이 아니했다. 추가 단계 년, 예를 들어 소금 세척 및 글리세롤 방석 (예 : 5 참조) 함께 추가되었습니다 있지만, 효모 변이의 생화 학적 및 구조 연구는 대부분의 정화 과정에서 내생 굴욕 효소에 의해 저하되기 위해 자신의 성향에 의해 방해되었습니다 리보솜은 효소 6 이러한 클래스에 노출되는 동안 ultracentrifugation 단계 동안 시간의 긴 기간으로 인해. 전통적인 프로토콜과 관련된 주요 문제는 변이와 프로 테아제와 nucleases의 공동 정제이다. 그들의 열화이 결과 중에화학적으로 활성 변이의 낮은 수율로 인해 정화 ...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td></tr><tr><td> Sulfolink 커플링 수지 </td><td> 찌르다 </td><td> 20,402 </td></tr><tr><td> 미니 비드 - 때리는 16 </td><td> Biospec </td><td> 607 </td></tr><tr><td> Optima 최대 전자 초원 심 분리기 </td><td> 베크 만 보습 바로 앞에 달린 풀베는 날 </td><td></td></tr><tr><td> 전설 RT </td><td> Sorvall </td><td></td></tr><tr><td> 0.5 mm 유리 비즈 </td><td> Biospec </td><td> 11079105 </td></tr><tr><td> 트리스 </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> 252,859 </td></tr><tr><td> EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> E9884 </td></tr><tr><td> DTT </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> 43,815 </td></tr><tr><td> HEPES </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> 54,459 </td></tr><tr><td> NH 4 망할 CIA </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> A9434 </td></tr><tr><td> KCl </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> 60,128 </td></tr><tr><td> MG (OAc) 2 </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> M5661 </td></tr><tr><td> 코이 </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> 221,473 </td></tr><tr><td> 글리세린 </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> G5516 </td></tr><tr><td> Puromycin </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> P7255 </td></tr><tr><td> GTP </td><td> Fermentas </td><td> R0461 </td></tr></tbody></table>

높은 활성 효모 변이의 색층 정화

Chromatographic Purification of Highly Active Yeast Ribosomes

진핵세포 리보솜 따라서 연구자에게 상당한 도전을 초래할 훨씬 더 불안 정한 자신의 eubacterial 및 archael 대응에 비해 같습니다. 특히 성가신 세포의 용해는 프로 테아제와 리보솜을 저하시킬 수 nucleases 다수 출시는 사실입니다. 따라서, 가능한 빨리 이러한 효소의 변이를 분리하는 것이 중요합니다. 불행하게도, 기존의 차동 ultracentrifugation 방법은 그들의 구조적 무결성과 기능에 영향을 미치는 시간의 unacceptably 오랜 기간 동안 이러한 효소에 노출 변이를 떠납니다. 이 문제를 해결하기 위해, 우리는 Sulfolink 수지 부과 시스테인을 사용하여 색층 방법을 활용합니다. 이 간단하고 빠른 응용 프로그램이 크게 손상, 높은 화학적 활성 효모 변이의 높은 수율을 생산 공동 정화 proteolytic와 nucleolytic 활동을 줄여줍니다. 우리는이 방법은 또한 포유류의 변이에 적용되어야하는 것이 좋습니다. 의 단순화방법, 그리고 chromatographically 정화 ribosome의 향상된 순도와 활동은 진핵세포 리보솜의 연구를위한 중요한 기술적 진보를 나타냅니다.

공동 정화 nucleases와 프로 테아제에 의해 전통적인 방법으로 정화 진핵세포 리보솜의 준비 오염 부정 스트림 생화학 및 구조 분석에 영향을 미칩니다. 신속하고 간단한 색층 정화 방법은 모델 시스템으로 효모 변이를 사용하여이 문제를 해결하는 데 사용됩니다.

진핵생물 리보솜은 진정세균 및 고세균의 리보솜에 비해 훨씬 불안정하며, 이로 인해 연구자들에게 상당한 어려움을 줍니다.

이 실험 절차의 전반적인 목적은 온전하고 활성이 높은 효모 리보솜을 정제하는 것입니다. 이는 먼저 세포를 용해하고 고속 원심분리를 통해 용해물을 투명화함으로써 이루어집니다. S 30 분획물을 얻기 위해, 시스테인이 결합된 SFO 링크 컬럼을 사용하여 리보솜을 정제합니다.마지막 정제 단계로 purmycin 처리를 통해 오염된 tRNA를 제거합니다. 그다음 리보솜을 고속 초원심분리합니다. 초원심분리 정제와 같은 기존 방법과 비교했을 때 이 기술의 주요 장점은 sulfa link 컬럼을 사용하여 리보솜을 오염된 exonuclease 및 protease로부터 빠르게 분리할 수 있다는 점입니다.또한, 퓨로마이신(puromycin) 처리 단계는 리보솜을 tRNA와 같은 오염 RNA 종으로부터 분리합니다. 이러한 단계들을 통해 생화학 및 구조 연구에 사용할 수 있는 고활성의 온전한 정제 리보솜을 대량으로 생산할 수 있습니다. 본 절차의 시연은 저희 연구실의 박사후 연구원인 Jonathan Leschen이 진행하겠습니다.제조사에서 제공한 50% sulfa link 결합 겔 슬러리를 10 mL 플라스틱 바이알 두 개에 각각 5 mL씩 분주하여 프로토콜을 시작합니다. 바이알을 850 ×g에서 짧게 원심분리한 후, 상층액을 조심스럽게 제거합니다. 5 mL의 결합 버퍼로 비드를 재현탁하고 850 ×g에서 짧게 원심분리하는 과정을 통해 겔을 세 번 세척합니다. 파이펫으로 상층액을 제거합니다. 레진 세척 후, 각 튜브에 결합 버퍼에 녹인 50 mM L cysteine 용액 5 mL를 첨가합니다.슬러리를 25 °C에서 1시간 동안 혼합합니다. 그 후, 커플링 버퍼만으로 레진을 3회 세척하여 잔류 L cysteine을 제거합니다. 다음으로, 겔을 10 mL의 결합 버퍼에 재현탁하고 3회 세척하여 레진을 평형화합니다.마지막으로, 수지를 10 milliliter 원심분리 컬럼에 붓고 캡을 닫습니다. 이 수지는 4 °C에서 보관할 수 있으며, cystine이 결합된 sulfa link 수지를 사용하여 리보솜을 크로마토그래피로 정제할 때 수지 용량은 milliliter당 약 20~60 unit입니다.모든 구성 성분을 얼음 위에 유지하고, 모든 용액은 RNase-free water와 멸균 여과를 사용하여 준비하십시오. 효모 세포를 적절한 배지에서 mid log phase까지 하룻밤 동안 배양합니다. 원심분리로 세포를 펠렛화한 후, 1g의 세포를 결합 버퍼로 세척하고 다시 원심분리한 다음, 1mL의 결합 버퍼에 세포를 재현탁하여 총 부피를 약 2mL로 맞춥니다.4°C로 냉각된 0.5 mm 유리 비드를 세포와 동일한 부피로 첨가하고 미니 비드 비더(mini bead beader)를 사용하여 세포를 파쇄합니다. 초원심분리기를 이용하여 30,000 ×g에서 30분간 원심분리하여 파쇄되지 않은 세포, 세포소기관 및 세포 잔해를 제거합니다. 한편, 레진을 1,000 ×g에서 1분간 원심분리하여 펠릿화합니다. 사용 직전에 보존 용액을 제거하십시오.세포 1 g당 2 mL의 레진을 사용합니다. 샘플을 초원심분리한 후, 30,000 ×g로 회전시켜 얻은 세포 용해물 상층액(S 30으로 명명)을 제거합니다. 이때 튜브 최상단의 지질 분획이나 최하단의 세포 잔해에 의한 오염이 최소화되도록 주의하십시오.상청액을 충전된 SFO link 슬러리에 직접 옮깁니다. S 30 SFO link 혼합물을 얼음 위에서 15분 동안 배양합니다. 컬럼을 50 milliliter 원추형 튜브에 넣고 1000 ×g에서 1분 동안 원심 분리한 후, 통과액 분획을 다시 컬럼으로 옮기고 컬럼 캡을 닫은 뒤 뒤집어 섞어줍니다.샘플을 얼음 위에서 15분 더 배양합니다. 그런 다음 컬럼을 50 milliliter 원추형 튜브에 넣고 1000 ×g에서 1분 동안 원심 분리한 후, 통과액을 버립니다. 결합 버퍼 5 milliliter를 추가한 후, 컬럼의 캡을 닫고 재현탁될 때까지 뒤집어 섞어줍니다.캡을 제거하고 컬럼을 1000 ×g에서 1분 동안 원심분리합니다. 이 세척 과정을 추가로 2회 더 반복합니다. 다음으로, 각 컬럼에 1.5 mL의 용출 버퍼를 넣습니다.슬러리를 수동으로 혼합하고 얼음 위에서 2분 동안 배양합니다. 마지막 단계로, 컬럼을 새 50 milliliter 원추형 튜브에 넣고 1000 ×g에서 1분 동안 원심분리합니다. 용출액을 수집하고 용출 단계를 한 번 더 반복하여 최종 합산 시료 부피가 약 3 milliliter가 되도록 합니다. 내인성 펩티돌로부터 리보솜을 제거하기 위해 puromycin을 이용한 T-R-N-A-A 처리를 수행합니다.먼저, 1 M 수산화칼륨을 한 방울씩 첨가하여 100 mM pur mycin 용액을 pH 7.5로 중화합니다. 상온에서 진행하십시오. 중화된 pur mycin 용액을 용출액의 최종 농도가 약 1 mM이 되도록 첨가합니다.그 다음 100 millimolar GTP를 최종 농도가 1 millimolar가 되도록 첨가합니다. 혼합물을 30 °C에서 30분 동안 배양합니다. 배양 후, 4 milliliter 용량의 폴리카보네이트 초원심분리관에 1 milliliter의 쿠션 완충액을 넣습니다.퓨로마이신 처리된 용출 분획을 쿠션 위에 조심스럽게 층을 이루어 쌓고, 샘플을 100,000 ×g에서 밤새 원심분리합니다. 상층액을 흡입하여 제거한 후, 정제된 리보솜이 포함된 펠릿을 1 mL의 쿠션 버퍼로 세척합니다. 이 세척 과정을 1 mL의 쿠션 버퍼로 한 번 더 반복합니다.그 후 Reza는 유리 막대를 이용해 부드럽게 분쇄하여 리보솜을 100 µL의 cushion buffer에 현탁시켰습니다. 다음으로, 튜브 입구를 파라필름으로 덮고 저온실의 vortex에서 중간 속도로 흔들어 섞어주었습니다. 1시간 동안 섞은 후, 내용물을 마이크로 원심분리 튜브로 옮겨 4 °C에서 최대 속도로 5분 동안 원심분리했습니다.상층액을 새 튜브로 옮깁니다. 초원심분리 튜브에 2 mL의 쿠션 버퍼를 넣고 그 위에 상층액을 층으로 쌓은 후, 100,000 ×g에서 하룻밤 동안 원심분리합니다. 다음 날, 원심분리 로터에서 튜브를 꺼내 상층액을 흡입하여 제거합니다.앞서 설명한 방법을 사용하여 펠렛을 세척하고 보관 버퍼로 리보솜을 재현탁합니다. 마지막으로, 정제된 리보솜의 양을 분광 광도계로 정량한 후 -80°C에서 보관합니다.프로토콜의 세 가지 주요 단계에서 각각 추출한 RNA 종의 예가 여기에 제시되어 있습니다. 여기에는 전체 세포 용해물, sulfolink, 정제된 리보솜, 그리고 이후 purmycin으로 처리하여 글리세롤 쿠션으로 침전시킨 sufu link 정제 리보솜이 포함됩니다. RNA 크기 마커 또한 표시되어 있으며, 당사의 RNA는 전체 세포 용해물에 존재하는 주요 종입니다. 여기에는 또한 다수의 다른 RNA 종들이 포함되어 있습니다.sulfa link 컬럼에서 정제된 리보솜은 컬럼 베드와 이러한 종들 사이의 높은 친화력으로 인해 다량의 tRNA를 포함하고 있습니다. 이 분획을 piro mycin으로 처리하면 peptol tRNA로부터 펩타이드의 가수분해가 일어나며, 이러한 종들이 리보솜에서 해리되는 것이 촉진됩니다. piro mycin 처리된 순수 샘플에는 공동 정제된 tRNA 종이 없으므로 완전히 정제된 리보솜을 나타냅니다.이전에 보고된 바와 같이, 이 리보솜들은 매우 온전하며 생화학적으로 활성 상태이므로 상세한 기능적 및 구조적 분석을 위한 이상적인 기질이 됩니다. 이 절차 이후에, 진핵세포 리보솜의 생화학적 및 생물물리학적 특성은 무엇인가와 같은 추가적인 질문에 답하기 위해 리보솜에 대한 리간드 결합 모니터링 분석 및 구조 분석과 같은 다른 방법들을 수행할 수 있습니다.

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연구

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