January 19th, 2012
여기 우리는 전기 생리학 및 Ca2 + 이미징에 적합 한천 - 임베디드 망막 조각의 준비를 위해 프로토콜을 설명합니다. 이 방법은 하나 하나 presynaptic 신경 터미널 직접 패치 - 클램프 녹음을 사용하여 망막 microcircuits의 리본 형태의 시냅스를 공부하실 수 있습니다.
이 절차의 전반적인 목적은 시냅스전 양극성 세포 신경 말단에 위치한 미세 회로를 연구하기 위해 한천에 내장된 망막 절편을 준비하는 것입니다. 이것은 먼저 어둡게 적응된 금붕어 눈에서 망막을 얻고 이 망막의 작은 직사각형 조각을 절단함으로써 이루어집니다. 그런 다음 망막 조각을 투명하고 녹는점이 낮은 한천 용액에 담근 다음 멋진 콜드 슬라이스 용액에서 응고시킵니다.
다음 단계는 바이브레이터를 사용하여 직사각형 망막 조각을 포함하는 단단한 한천 블록을 절단하는 것입니다. 마지막 단계는 시각화, 식별 및 패치하는 것입니다. 양극성 세포 신경 말단을 고정합니다.
궁극적으로, 결과는 분무되고 손상되지 않은 양극성 세포 말단에서 막 커패시턴스 측정을 통한 시냅스 이전 칼슘 전류 및 시냅스 물리적 엑소사이토시스를 보여줍니다. 안녕하세요, 저는 Han Kim입니다. 저는 Burham Institute 연구실의 PCO에서 박사 후 연구원으로 재직 중입니다.
오늘은 차가운 얼굴 망막의 AGA 임베디드 슬라이스 준비를 소개하고 단일 파이프 라인에서 패치 클램프 커패시턴스 측정을 시연하려고합니다. 이 절차를 시작하려면 봄 가위로 눈 앞쪽을 고르게 잘라 금붕어의 각 눈을 반짝이게 만듭니다. 그런 다음 칼슘이 없는 식힌 슬라이스 용액에 아이컵을 넣습니다.
필요한 경우 핀셋으로 렌즈를 제거합니다. 다음으로, 45도 각도의 팁 가는 집게로 아이컵에서 망막을 벗겨내어 망막에 부착된 색소 상피를 제거합니다. 그런 다음 가는 집게나 용수철 가위로 시신경을 자릅니다.
그런 다음 변형된 파스타 피펫 또는 큰 팁 전사 피펫으로 흡입을 적용합니다. 망막을 제거하려면 망막에 붙어 있는 색소 상피의 나머지 부분을 부드럽게 제거합니다. 깨끗하고 건강한 망막의 표면이 매끄럽게 보여야 합니다.
그런 다음 분리된 망막을 실온에서 15-30분 동안 약 0.03% 더 높은 IDE로 처리합니다. 유리체액을 제거하려면 저조도에서 시술을 수행해야 합니다. 다음 단계에서는 면도날로 구부러진 가장자리를 제거하여 망막의 전체 두께를 포함하는 약 2 x 2mm 크기의 직사각형 망막 조각을 자릅니다.
그런 다음 망막 조각을 한천 용액으로 채워진 작은 용기로 옮기고 액체 한천에 넣을 때 망막 주변의 용액의 양을 최소화하십시오. 그런 다음 한천을 응고시키기 위해 한천을 얼음 차가운 슬라이스 용액에 직접 망막과 함께 담그십시오. 다음으로, 직사각형 망막 조각을 포함하는 단단한 한천 블록을 하나씩 1cm 입방체로 자릅니다.
preco 슬라이스 챔버의 슬라이싱 플레이트 표면에 블록을 붙입니다. 그런 다음 얼음 차가운 슬라이스 용액에서 200-250 미크론 두께의 블록으로 블록을 슬라이스합니다. 비브라토를 사용하면 총 5-10개의 슬라이스를 얻을 수 있으며 약 5-6시간 동안 사용할 수 있습니다.
그런 다음 슬라이스 중 하나를 녹음실로 옮깁니다. 슬라이스 위에 나일론 실 격자가 있는 U자형 백금 프레임을 놓습니다. 발암물질이 거품을 일으킨 기록 용액으로 분당 1-2밀리리터의 속도로 슬라이스를 연속적으로 관류합니다.
이 단계에서는 0.2 미크론 필터 팁이 있는 주사기를 사용하여 파이펫 뒤쪽에서 1-2cm 높이까지 유리 패치 파이펫에 내부 용액을 채웁니다. 그런 다음 나중에 팁에서 기포를 제거하십시오. 피펫을 홀더에 고정합니다.
피펫에 양압을 가하고 마이크로 매니퓰레이터를 사용하여 피펫을 대상 단자 쪽으로 이동시키면서 팁을 슬라이스를 통해 아래쪽으로 이동합니다. 파이펫을 측면 스윕 방향으로 움직여 슬라이스가 팁과 함께 당겨지지 않도록 합니다. 그런 다음 피펫 팁을 터미널 주위로 움직여 멤브레인 표면을 청소합니다.
팁을 단자 가장자리에 대고 아래쪽으로 밀어 딤플을 만들고 양압을 해제합니다. 기가 옴 씰이 형성되지 않으면 즉시 피펫에 약간의 음압을 가하십시오. 기가 옴 씰이 형성되면 E PC nine 패치 클램프 증폭기를 onsell 녹음 모드로 전환하고 유지 전위를 영하 60 또는 영하 70밀리볼트로 변경합니다.
빠른 커패시턴스 보정을 적용하고 씰이 5에서 10기가옴 사이에서 안정화될 때까지 기다립니다. 그런 다음 날카롭고 부드러운 흡입으로 멤브레인을 파열합니다. 전체 세포 기록 구성을 설정합니다.
주사기 대신 구강 흡입을 사용할 수도 있습니다. 전체 셀 구성이 원자화된 MB 터미널에 설정된 후 마이너스 70에서 0밀리볼트로 200밀리초 단계 탈분극을 적용합니다. 전압 클램프 모드에서 2킬로헤르츠 사인파가 이 탈분극 전후에 적용된다는 점을 기억하십시오.멤브레인 커패시턴스를 측정하기 위해 탈분극을 통해 세슘 기반 내부 용액으로 전압 게이트 L형 칼슘 채널의 개방에 의해 활성화되는 내부 칼슘 전류를 직접 측정할 수 있습니다.
이와 동시에, 시냅스 소포의 칼슘 의존성 엑소사이토시스(calcic dependent exocytosis)로 인한 커패시턴스 점프를 모니터링할 수 있으며, 이는 막 표면적을 증가시킵니다. 손상되지 않은 MB 바이폴라 세포가 시냅스 말단의 피펫으로 패치되면 MB 바이폴라 세포의 do right에서 갭 접합 결합으로 인한 큰 누출 전류로 인해 식별 가능한 칼슘 전류가 관찰되지 않습니다. 관찰되는 것은 전류와 같은 큰 외부 누출입니다.
그러나 표시된 탈분극 단계 전후에 활성화된 고주파 정현파 자극으로 커패시턴스 점프를 여전히 모니터링할 수 있습니다. 다음은 I-R-D-I-C의 예, M 바이폴라 세포 말단의 이미지입니다. 온전한 말단은 A와 B에서 볼 수 있듯이 타원형으로 나타날 가능성이 더 높고, C는 둥글고 원형으로 보이는 mized 말단을 보여줍니다.
염료 주입 방법은 세포 말단을 분류하는 데에도 사용할 수 있습니다. 다음은 D에 온전한 축삭돌기, e에 부분적으로 절단된 축삭돌기, F에 완전히 제거된 축삭돌기가 있는 MBI 양극성 세포 말단의 형광 이미지의 예입니다. 다음은 칼슘 이미징 신호, 엑소사이토시스 및 억제 피드백의 직접 측정을 보여줍니다.
MB 바이폴라 세포 말단에서, MB 말단의 텔레리아에서 일시적인 칼슘 농도 상승은 전압 클램프 단계 탈분극에 의해 활성화되었으며, MB 텔레리아의 해당 형광 이미지는 B에서 볼 수 있습니다.신경전달물질 방출의 단기 시냅스 억제의 예는 C.이 절차를 시도하는 동안, Kit Agar에 배치될 때 망막 주변의 용액의 양을 최소화하는 것을 기억하는 것이 중요합니다. 이렇게 하면 한천 블록에서 Latinized의 부착이 향상됩니다.
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이 기사는 시냅스전 양극성 망막 세포 신경 돌기의 마이크로서킷을 연구하는 데 적합한 아가로스에 매입된 망막 슬라이스를 준비하는 프로토콜을 설명합니다. 이 방법은 단일 시냅스전 신경 돌기의 직접적인 패치-클램프 기록을 가능하게 하여 망막 서킷의 리본형 시냅스 연구를 용이하게 합니다.
This protocol enables direct electrophysiological and optical interrogation of presynaptic nerve terminals in retinal microcircuits, supporting mechanistic de-risking of synaptic targets involved in visual signal processing. By quantifying calcium-dependent exocytosis and inhibitory feedback at ribbon-type synapses, it provides predictive confidence in target validation for neuroscience discovery programs. The approach addresses a key inflection point in early discovery where functional validation of presynaptic mechanisms informs go/no-go decisions for modulator development.
The method integrates into the discovery continuum from target validation through lead identification by providing functional readouts of presynaptic activity in a disease-relevant system.