Name: 탯줄 혈액에서 세포 독성 T 림프구 확장이 대상 사이토 메갈로 바이러스, 엡스타인 - 바 바이러스, 그리고 아데노 바이러스 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 18 s
Description: 배우세요 탯줄 혈액에서 바이러스 특이적 세포 독성 T 림프구를 GMP 기준으로 생성하는 방법을. 이 기술은 거대세포바이러스, EBV, 아데노바이러스에 대한 면역 치료에 활용됩니다.

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이 작품은 단 L. 던컨 공동 연구 기금 (CMB와 EJS), 국립 심장, 폐, 및 혈액 연구소 (US4HL081007), 백혈병 및 림프종 학회 임상 연구 학술 상 (CMB) 및 국립 암 연구소에 의해 지원되었다 (RO1 CA06150816, EJS).

1. Mononuclear 세포 절연 (일 0) <ol><li> 탯줄 혈액 단위의 20 % 분수의 출구 포트에 여성 luer 어댑터의 스파이크를 삽입하고, 주사기를 연결하고 피를 제거합니다. 50 ML의 원심 분리기 튜브에 따뜻하게 RPMI의 20 ML에 해동 혈액을 전송합니다. RPMI의 5 ML과 탯줄 혈액 가방을 헹굼과 동일한 원심 분리기 튜브로 전송할 수 있습니다. </li><li> 400 X g에서 10 분 동안 세포를 원심 분리기. 표면에 뜨는을 대기음. </li><li> 따뜻한 RPMI의 20 ML에 세포를 Resuspend. 50 ML의 원심 분리기 튜브의 Lymphoprep의 15 ML로 레이어 세포. 40분 @ 400 X g을 원심 분리기. </li><li> mononuclear 세포를 포함하는 인터페이스를 수확하고 RPMI의 20 ML에 씻는다. 십분 @ 450는 x g 용 원심 분리기. </li><li> 표면에 뜨는을 기음과 RPMI의 20 ML에 씻는다. 세포를 세어 5 분 @ 400 X g에 스핀. </li><li> 5시 표면에 뜨는 및 resuspend 세포를 대기음 X 10 6 mononuclear 세포 / Cellgenix DC 미디어 (혈청 무료)의 ML. EBV-LCL 세대 1 ML를 제거하고 15 ML CE에 투입관을 ntrifuge. </li></ol> 2. 수지상 세포 생성 (일 0에 시작) <ol><li> 세포의 판 2 ML은 당 잘 6 잘 판에 (5 X 10 6 세포 / DC의 미디어 ML에 이미 있습니다.) 1-2시간에 대한 보육에 둡니다. </li><li> 1-2시간 후, PBS로 3-4 회 세척하여 비 점착성의 세포를 씻어. 비 점착성의 세포와 동결을 수집합니다. 2 ML / 잘 1000 U / ML IL-4 및 800 U / ML GM-CSF를 포함하는 DC 미디어를 추가 할 수 있습니다. </li><li> 3-4일 DC 개시 후, 100을 추가 μL / 우물 1000U/mL IL-4 및 800 U / ML GM-CSF의 최종 농도를 포함하는 미디어에 의해 IL-4 및 GM-CSF를 보충. </li><li> 일 5-6, 수확 전송 피펫으로 잘를 스크랩하여 DC에. 오분 @ 400 X g의 큰 세포와 원심 분리기를 계산합니다. 2x10 6 셀 / DC의 미디어 ML의 기음 미디어 및 resuspend DC. / 잘 24 잘 접시의 0.5 ML를 추가합니다. </li><li> 10 전염성 단위의 전부다 당 셀에 Ad5f35pp65 벡터를 사용하여 DC를 Transduce. vecto을 추가24 잘 플레이트의 각도에 연구. 1.5 시간에 세포를 배양. 1.5 시간 후, / 잘 DC 미디어 함유의 1.5 ML를 추가합니다 : 1000 U / ML IL-4, 800 U / ML GM-CSF, 10 NG / ML TNF-알파, 1 μg / ML PGE-1, 100 NG / ML IL-6, 10 NG / ML IL-1beta. 이러한 크린 시토 킨은 지구 코디네이터를 성숙. </li></ol> 3. EBV-LCL의 세대 (일 0에 시작) <ol><li> 5 X 10 6 mononuclear 세포를 포함하는 튜브를 원심 분리기. 농축 EBV B95.8 표면에 뜨는 200 μL하고 완벽한 미디어 1.8 ML (RPMI + 10% FBS + 2mM L-글루타민) 함유 시클로 스포린 (1 μg / ML)를 추가합니다. </li><li> 96 - 웰 플레이트의 10 우물, 5 우물에 200 μL에 세포의 나누어지는 100 μL. 세포의 단 100 μL를 포함하는 우물에 전체 미디어 + 시클로 스포린의 100 μL를 추가합니다. 멸균 물에 남아있는 우물을 입력합니다. </li><li> LCL 매주을 먹이고 ~ 2 주 후에는 24도 판에 96 - 웰 플레이트에서 확장합니다. 다른 주 후, T25 플라스크에 전송하고 다음 주 이전에에T75 플라스크입니다. 이 단계에서 귀하가 LCL의 aliquots를 고정하는 것이 좋습니다. 그것은 일반적으로 LCL의 충분한 숫자를 생성 할 수 1개월 소요됩니다. </li></ol> 4. CTL 개시 - 칠일 코디네이터의 개시 후 <ol><li> 30 GY에서 수확 DCS 및 비추다. 4 x와 수를 씻으십시오. 인간의 혈청 (45 % RPMI, 45% CLICK의, 10 % 인간의 혈청, 2mM L-글루타민) @ 1 × 10 5 DCS / ML.를 포함하는 T 세포의 미디어에 Resuspend DC </li><li> 단계 2.2의 비 점착성의 세포를 해동. 세포를 씻어하고 계산합니다. 2 X 10 6 비 점착성의 세포 / 인간의 혈청을 포함하는 T 세포의 미디어 ML에 Resuspend. 10 NG / ML IL-7, IL-12, 5 NG / ML IL-15을 추가합니다. 한 셀의 ML 당 잘 24 잘 판에 추가 할 수 있습니다. 당 잘 DC의 1 ML을 추가합니다. 멸균 물과 24 잘 접시의 빈 우물을 입력합니다. </li><li> 칠일 T 세포의 개시 후, 피드 및 / 또는 인간 혈청을 포함하는 T 세포 미디어와 세포를 분리. </li><li> LCL 준비가 될 때까지 9~12일 T 세포의 개시 후 T 세포를 동결. </li><li> OLCL은 확장하고 T75 플라스크에 passaged 아르 nce 5 분 @ 400 X g 용 centrifuging하여 LCL을 transduce. 나 역시 셀 100 전염성 단위의에서 세포 펠렛에 벡터를 추가합니다. 1.5 시간 품다. 후 5 × 10 5 LCL / ML에서 전체 미디어에 resuspend과 24 잘 판에 당 잘이 ML을 추가 1 시간 30 분, 12. </li><li> 이일 후, 40 GY에서 LCL과 비추다 수확. 4 x와 수를 씻으십시오. 2.5 × 10 5 세포 / ML에서 인간의 혈청을 포함하는 T 세포 미디어에서 LCL을 Resuspend. 한 LCL의 ML 당 잘 24 잘 플레이트를 추가합니다. 또한, Grex40 문화 장치에뿐만 아니라 5 NG / ML IL-15 5 X 10 6 LCL를 추가합니다. 13 </li><li> T 세포를 수확. @ 400 XG 5 분 원심 분리기는 표면에 뜨는을 대기음, 1 X 10 6 T 세포 / ML에서 인간의 혈청을 포함하는 T 세포의 미디어에 resuspend. 5 NG / ML IL-15을 추가하고 24 잘 판에 이미있는 LCL에 1 ML / 잘의 T 세포 (1 × 10 6 T 세포의 총)를 추가합니다. Grex40에서 가져30 ML에 미디어의 총 볼륨입니다. </li><li> 세포가 합류하는 경우 일 3-4 후 자극에 다음 (판)을 1:1으로 분할 50 U / ML IL-2를 포함하는 새로운 미디어를 추가 할 수 있습니다. 그들은 합류하지 않은 경우 다음 단순히 ½ 미디어를 대기음 50 U / ML IL-2를 포함하는 미디어로 교체하십시오. Grex40에서, 절반 미디어를 대기음 신선한 미디어로 교체, 50 U / ML IL-2를 추가합니다. </li><li> 일 7 단계 4.6에서와 같이 반복하되 IL-15, 자극의 일에 IL-2 사용하지 않을. </li></ol> 5. 대표 결과 GMP 준수 FDA 승인 제조 프로토콜의 개략도는 그림 1에 설명되어 있습니다. 이 과정은 약 50 일이 소요됩니다. 그러나, 코드 혈액은 바이러스 경험이 풍부한 T 세포 부족하고 따라서 우리는 주요 순진 T 세포의 예를 생체에 필요, 바이러스 특정 T 세포는 기존의 메모리 T 세포를 확대 생성의 전형적인 방법. 이렇게하려면 우리는 IL-12, 그리고 IL-15, 수지상 세포뿐만 아니라 크린 시토 킨 IL-7을 사용하여바이러스 특이성을 생성에 필요한. 3 stimulations 후, 수율은 100x10 6 셀 이상이어야합니다. 충분한 세포를 사용할 수없는 경우 CTLs의 원하는 번호를 사용할 수 있습니다 때까지 추가 stimulations을 수행 할 수 있습니다. 이 세포의 대부분은 CD4의 혼합물 +와 CD8 + T 세포와 3 번 CD +해야합니다. 이하 15 % 이상 NK 세포 (CD3-/CD56 +) 및 1 % 미만 CD19 + B 세포 (그림 2)이 있어야합니다. 확장 된 CTL은 아데노 바이러스에서 CMV, hexon 및 penton에서 항원 pp65을 인식뿐만 아니라, EBV-LCL에 표현 수많은 EBV의 항원해야합니다. ELISPOT 분석에서 테스트 할 때 CTL이 분비해야 더 IFN-? 관련이없는 항원 (그림 3)보다 이러한 항원에 대응 인치 CTL은 또한 바이러스 성 펩타이드 - 펄스 대상 한테 그런 PHA의 폭발을 lyse해야합니다. 51 크롬 자료 분석에서, CTL은 CMVpp65-펄스와 아데노 바이러스, LCL을 lyse해야 hexon 및 /또는 대상 penton - 펄스 수 있지만이 무관 한 펩티드 (그림 4)와 펄스 타겟팅 할 수 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/3627/3627fig1.jpg" alt="1 그림."/> 그림 1. 탯줄 혈액에서 여러 바이러스에 특정한 CTL의 세대. 탯줄 혈액에서 CTL 제조의 모든 과정을 보여주는 설계도. 먼저 탯줄 혈액 mononuclear 세포는 fractionated 탯줄 혈액 단위의 20 % 분율으로부터 격리되어 있습니다. LCL 생성에 저장됩니다 5x10 6 세포를 제외한 모든 세포는 다음 비 점착성의 세포 수확 및 냉동되는 시점에, 1-2 시간 동안 수지상 세포 미디어에 도금되어 있습니다. DC 그런 다음 DC 미디어 IL-4 및 GM-CSF를 포함하는 공급하고 있습니다. 문화 5 일 후, DC는 성숙되고 immunodominant CMV pp65 항원을 포함하는 adenoviral 벡터와 transduced. 시작시,이 DC는 비 점착성의 세포뿐만 아니라 크린 시토 킨 IL-7, IL-12와 결합되어와 IL-15. 다음 stimulations에서 같은 adenoviral 벡터는 항원 제시 세포로 사용되는 EBV-LCL을 transduce하는 데 사용됩니다. IL-15은 두 번째 자극과 IL-2 이후에 사용됩니다. <img src="/files/ftp_upload/3627/3627fig2.jpg" alt="그림 2."/> 그림 2. T 세포를 결과의 표현형. 표시하면 림프구 문에 포함 된 라이브 세포의 비율입니다. CTL은 3 번 CD +와 CD4 + CD8 + 또는하지만 대부분 CD3-/CD56-이며 CD19 -. <img src="/files/ftp_upload/3627/3627fig3.jpg" alt="그림 3."/> 그림 3. T 세포 기능. T 세포 특이성은 IFN-γELISPOT에 의해 테스트되었습니다. T 세포는 중복 펩티드는 hexon, penton, pp65의 전체 단백질을 걸친으로 펄스과 관련이없는 항원 IE-1되었다. 혼자 CTL 혼자 미디어를 나타냅니다. Autologous LCL은 방사선 및 1x10 5 / 잘에 추가되었습니다. 표시하는 셀 C를 형성 평균 곳입니다세중의 우물의 ount. <img src="/files/ftp_upload/3627/3627fig4.jpg" alt="4 그림."/> 그림 4. CTL의 Cytolytic 활동. 바이러스 항원을 표현 대상을 lyse 할 수있는 결과 CTL의 능력은 51 크롬 분석에서 테스트되었습니다. 51 CR-라벨 Autologous PHA의 폭발이 중복되는 펩티드는 전체 항원 또는 51 LCL은 CTL과 cocultured 된 Autologous CR-라벨에 걸쳐와 펄스되었습니다. 4시간 후, 감마 자료는 감마 카운터에 계산되었습니다.

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<html> CBT 이후 바이러스 감염을 제어하기위한 현재의 전략은 효과적 일 수 있지만, 그들은 상당한 toxicities와 관련된, 비싸고, 나중에 감염에 대한 장기적인 보호를 부여하지 않습니다. 사실, 일부 바이러스 약물의 사용은 다른 보호 될 바이러스 특정 T 세포의 확장을 제한 할 수 있습니다. 14 또 다른 옵션은 기증자 파생 바이러스 특정 T 세포의 주입이다. 우리와 다른 사람들이 이러한 T 세포가 여기에 안전하고 효과 및 비용 효과. 15-17아르 것으로 나타났습니다, 우리는이 접근 방식도 탯줄 혈액으로 확장 할 수 보여줍니다. 그것은 무균 기술을 배양 인간의 기본 세포 사용하는 필수적입니다. 때문에 T 세포의 순진한 성격, 인간 혈청을 혈청 필요로하는 모든 미디어에서 사용하는 것 또한 중요합니다. 우리의 경험에서 FBS 함유 제품은 FBS에서 파생 단백질을 대상으로 T 세포의 대규모 확장 될 것입니다. 적혈구의 수가...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td></tr><tr><td> RPMI 1640 </td><td> Invitrogen </td><td> 21870-076 </td></tr><tr><td> DC 미디어 </td><td> CellGenix </td><td> 20801-0500 </td></tr><tr><td> EHAA (클릭의 중간) </td><td> 어바인 과학 </td><td> 9195 </td></tr><tr><td> 인간 혈청 </td><td> 쌍둥이 바이오 제품 </td><td> 100-110 </td></tr><tr><td> 가스 투과성 Cultureware 18 </td><td> 윌슨 - 늑대 </td><td> 80040S </td></tr><tr><td> IL-2 </td><td> Chiron (TCH 약국) </td><td></td></tr><tr><td> IL-12 </td><td> NCI / CTEP </td><td></td></tr><tr><td> IL-15 </td><td> CellGenix </td><td> 1013-050 </td></tr><tr><td> IL-7 </td><td> R &amp; D </td><td> AFL207 </td></tr><tr><td> IL-1beta </td><td> R &amp; D </td><td> AFL201 </td></tr><tr><td> IL-6 </td><td> 세포Genix </td><td> 1004-050 </td></tr><tr><td> GM-CSF </td><td> TCH 약국 </td><td></td></tr><tr><td> IL-4 </td><td> R &amp; D </td><td> <a href="http://www.rndsystems.com/pdf/AFL204.pdf" target="_blank">AFL204</a> </td></tr><tr><td> TNF-알파 </td><td> R &amp; D </td><td> AFL210 </td></tr><tr><td> Ad5f35pp65 </td><td> BCM CAGT 벡터 생산 시설 </td><td></td></tr><tr><td> 플라즈마 전송은 여성 luer 어댑터 설정 </td><td> 헌장 의료 </td><td> 89-550 - 66j </td></tr><tr><td> Lymphoprep </td><td> Nycomed </td><td> 1114550 </td></tr></tbody></table>

탯줄 혈액에서 세포 독성 t 림프구 확장이 대상 사이토 메갈로 바이러스, 엡스타인 - 바 바이러스, 그리고 아데노 바이러스

Expanding Cytotoxic T Lymphocytes from Umbilical Cord Blood that Target Cytomegalovirus, Epstein-Barr Virus, and Adenovirus

줄기 세포 이식 후 바이러스 감염, 특히 탯줄 혈액 후, 죽음의 가장 일반적인 원인 중 일부입니다 (CB) 이식 (CBT) 어디 CB가 감염에서 수신자를 보호 할 수 있습니다 바이러스 경험이 풍부한 T 세포 1 감지 숫자가 포함되어 있지 않습니다. - 우리와 다른 사람들이 바이러스에 특정한 CTL seropositive 기증자에서 생성하고받는 사람에게 주입하는 것으로 나타났습니다 4 안전하고 보호합니다. 5-8는하지만, 최근까지 바이러스 특정 T 세포가로 인해 가능성, 탯줄 혈액에서 생성 할 수 없습니다 바이러스 특정 메모리 T 세포의 부재. 더 나은 나이브 T 세포의 생체 프라이밍 조건에서을 모방하기 위해, 우리는 따라서 T 세포 특이성 운전, CB-파생 수지상 세포 (DC)은 immunodominant CMV의 항원 pp65을 포함하는 adenoviral 벡터 (Ad5f35pp65)과 transduced 사용 방법을 설립 시작시 CMV와 아데노 바이러스 9.을 향해, 우리는 이러한 mA를 사용tured 코디네이터뿐만 아니라 모두를 표현 IL-7, IL-12와 IL-15. 두 번째 우리가 EBV-변환 B 세포를 사용 자극, 또는 EBV-LCL, 10 크린 시토 킨의 존재에 CB-파생 T 세포 잠재 및 lytic EBV의 항원. Ad5f35pp65 - transduced EBV-LCL은 두 번째 자극의 IL-15의 존재에 T 세포를 자극하는 데 사용됩니다. 이후 stimulations는 EBV-LCL 및 IL-2 Ad5f35pp65 - transduced을 사용합니다. 50x10 6 CB mononuclear 세포부터 우리는 antigenic의 자극에 대한 응답으로 항원 펄스 목표 및 출시 크린 시토 킨을 lyse 150 X 10 6 바이러스 특정 T 세포의 이상을 생성 할 수 있습니다. 11이 세포를 사용하여 GMP 호환 방식으로 제조 된 단 20 % fractionated 탯줄 혈액 단위의 분율하며 임상 사용하기 위해 번역되었습니다.

여기가 첫 번째 좋은 생산 관행 (GMP)을 준수하는 탯줄 혈액, 주로 나이브 T 세포의 소스에서 바이러스 특정 세포 독성 T 림프구 (CTL)를 생산 방법을 설명합니다.

탯줄 혈액에서 세포 독성 T 림프구 확장이 대상 사이토 메갈로 바이러스, 엡스타인 - 바 바이러스, 그리고 아데노 바이러스

줄기세포 이식 후 바이러스 감염은 가장 흔한 사망 원인 중 하나이며, 특히 ...한 제대혈(CB) 이식(CBT) 후에 더욱 그러합니다.

본 절차의 전반적인 목표는 여러 바이러스의 항원을 인식하는 제대혈 유래 세포독성 T 림프구(cytotoxic T lymphocytes, CTL)를 생성하는 것입니다. 이는 먼저 제대혈 유닛의 20% 분획에서 제대혈 단핵구를 분리함으로써 이루어집니다. 두 번째 단계는 이 단핵구를 사용하여 수지상 세포, Epstein-Barr virus 림프모구 세포주(E-B-V-L-C-L) 및 바이러스 특이적 CTL을 생성하는 것입니다.T 세포를 포함하는 단핵구는 A five F 35 PP 65 벡터가 형질전환된 세포로 자극됩니다. 마지막 단계는 다중 바이러스 특이적 CTL의 특이성을 확인하고 CTL을 동결하는 것입니다. 최종적으로, 적어도 하나의 바이러스 항원에 대한 CTL 증폭의 특이성은 ELISpot 분석 및 세포독성 분석을 통해 평가할 수 있습니다.일반적으로 이 방법에 익숙하지 않은 연구자들은 20% 분획에서 얻을 수 있는 중심혈(core blood)의 부피가 매우 작아 가용 세포 수가 매우 적기 때문에 어려움을 겪을 수 있습니다. 또한, 이 절차는 상당히 복잡하며 제한된 세포 수로부터 최소 세 가지의 서로 다른 세포 유형을 생성하는 과정을 포함합니다. 우리는 골수 이식 후 환자를 위해 다중 바이러스 특이적 T 세포를 제작한 임상 시험 데이터를 분석한 후 처음으로 이 방법에 대한 아이디어를 얻었습니다.해당 연구에서 우리는 T 세포가 이 환자들에게 안전할 뿐만 아니라 효능이 있으며, 바이러스 감염을 예방하고 치료한다는 것을 확인했습니다. 하지만 이러한 치료법이 가장 절실히 필요한 환자군은 제대혈 이식 수혜자들인데, 이 환자들의 경우 공여자에게 다시 돌아가 T 세포 제작을 위한 혈액을 얻는 것이 불가능합니다. 따라서 우리는 이식 절차에 필요하지 않은 20%의 제대혈 분획으로부터 다중 바이러스 특이적 T 세포를 생성하기 위한 새로운 전략을 개발해야 했습니다.시작하려면 50 mL 원심분리 튜브에 20 mL의 RPMI를 넣어 가온하고, 20% 분획의 제대혈을 해동합니다. 그런 다음 female lure 어댑터의 스파이크를 20% 분획의 배출구 포트에 삽입하고 시린지를 연결합니다. 다음으로 혈액을 추출하여 준비된 원심분리 튜브로 옮깁니다.제대혈 백을 5 mL의 RPMI로 헹군 다음, 세척액을 동일한 튜브로 옮깁니다. 이제 세포를 실온에서 400 Gs로 10분 동안 원심분리하고, 상층액을 흡입하여 제거한 후 세포를 20 mL의 따뜻한

expanding-cytotoxic-t-lymphocytes-from-umbilical-cord-blood-that

Research

연구

JoVE Journal

Immunology and Infection

면역학 및 감염학

의 생성에 대한 신속, 간단하고 비용 효율적인 프로토콜 기증자 파생 CMV, EBV 감염 또는 교수실을 개발하는 위험 allogeneic 조혈 줄기 세포 이식 (HSCT) 수신자에게 주입을위한 multivirus 특정 CTLs (rCTL을). 이 제조 과정은 GMP 준수하고 전문 센터 이외 T - 세포 immunotherapy의 광범위한 구현을 보장한다.

Multivirus 특정 T 세포 생성 Allogeneic 조혈 줄기 세포 이식 후 바이러스 감염을 예방 / 치료

유도 및 항원에 특정한 T 세포의 확장을위한 새로운 DC 독립적인 방법을 설명합니다. HLA A2 - IG 기반의 인공 항원 제시 세포 (aAPC)을 효율적으로 다양한 항원 특이성의 CTL 확장 HLA - A2 제한 펩티드와 함께로드됩니다. 이 기술은 CTL 기반 입양 immunotherapy에 대한 잠재력을 보유하고 있습니다.

효율에 대한 HLA - IG 기반 인공 항원 제시 세포 예 생체내</em인간 CTL의> 확장

이 비디오는 인간 유도 만능 줄기 세포(iPSC) 유래 CD8+ T 세포를 사용하여 마우스에서 B형 간염 바이러스(HBV) 복제를 억제하는 분석을 보여줍니다. HBV 특이적 수용체로 조작된 이 T 세포는 형질전환 마우스로 전달됩니다. 그런 다음 복제 가능한 HBV 게놈 플라스미드를 간에 직접 주입하여 바이러스 DNA 흡수를 가능하게 합니다. 바이러스 항원이 하이브리드 MHC-I 분자에 의해 발현되고 제시되면 조작된 T 세포는 이러한 복합체를 인식하고 결합합니다. 이는 세포독성 분자의 방출을 유발하여 HBV에 감염된 간 세포를 파괴하고 바이러스 복제를 억제합니다.

바이러스 항원 특이적 T 세포를 이용한 B형 간염 바이러스 복제 억제

CD4+ 조절 T 세포는 강력한 면역 조절제이며 면역 항상성에서 중요한 기능을 수행합니다. 말초 혈액에서 이러한 세포가 부족하기 때문에 특히 HIV-1 감염과 관련하여 기능 연구가 어렵습니다. 여기에서는 HIV-1에 감염된 개인의 말초 혈액에서 기능적 CD4+ Tregs를 분리하고 확장하는 방법을 설명합니다.

새로운 도구는 HIV-1에 감염된 개인으로부터 규제 T 세포를 확장하려면

이러한 단일 세포 수준에서 사이토 카인 생성을 감지하고 T 세포 반응의 양적 및 질적 인 특성을 제공하는 감마 인터페론 (IFN-γ) ELISPOT 등 기능적 분석법 비발 세대 수두 대상 포진 향한 세포 매개 성 면역 반응을 평가하기 위해 사용될 수있다 바이러스 (VZV).

제대혈 이식을 다음과 IFN-γ 평가하기 ELISPOT 분석을 수두 - 대상 포진 바이러스 - 특정 세포 성 면역의 개발

이 프로토콜의 목표는 폐쇄형 사이토카인 포획 시스템을 통합하고 전담 직원이나 GMP 시설의 사용이 필요하지 않은 벤치탑의 자동화된 2세대 세포 농축 장치를 사용하여 병원체 특이적 임상 등급 T 세포를 제조하는 것입니다. 생성된 거대세포바이러스 pp65 특이적 T 세포는 환자에게 직접 투여할 수 있습니다.

사이토 카인 캡처 시스템을 사용하여 임상 응용 프로그램에 대한 거대 세포 바이러스 고유의 자동화 된 세포 농축은 T 세포

여기에서는 인간 항응고 혈액의 밀도 구배 원심분리 후 말초 혈액 단핵 세포에서 자기 비드 분리에 의해 단핵구를 분리하는 방법을 보여줍니다. 5일 동안 배양한 후 인간 단핵구는 미성숙 수지상 세포로 분화되고 비임상 환경에서 실험 절차를 수행할 준비가 됩니다.

전혈로부터 인간 단핵구 유래 수지상 세포의 생성

선물이 여기 표준 면역학 기술에 대 한 응용 프로그램 (CFSE 스테인드 OT-내가 확산) 빠르게 보조 중재 된 세포 독성 T 림프 구 (CTL) 세대를 모니터링 하기 위한 vivo에서. 이 빠른 CTL 용량 추정 세포내 병원 체에 대 한 예방 백신으로 치료 암 백신의 개발에 대 한 유용합니다.

급속 한 비보에 평가 보조의 세포 독성 T 림프 톨 생성 기능의 백신 개발에 대 한

여기에 제시된 것은 줄기세포 유래 바이러스 항원(Ag)-특이적 T 림프구의 입양세포 전달(ACT)을 이용하여 마우스에서 B형 간염 바이러스(HBV) 복제의 효과적인 억제를 위한 프로토콜이다. 이 절차는 HBV 감염의 잠재적인 ACT 기지를 둔 면역 요법을 위해 적응될 수 있습니다.

줄기 세포 유래 바이러스 Ag 특이적 T 림프구는 마우스에서 HBV 복제를 억제

우리는 세포 효능의 주입 연구를 위한 충분한 수에 있는 관심 있는 유전자의 우수한 공동 발현을 가진 세포를 산출하는 rhesus macaque 말초 혈액 단핵 세포의 transduction 그리고 확장을 위한 9 일 프로토콜을 개략적으로 설명합니다.

중앙 메모리 표현형의 유지 보수와 함께 9 일 만에 1 차 T 세포의 전환 및 확장

제시된 감마델타(γδ) T 세포 약품의 확장을 위한 프로토콜이다. 림프구는 졸레드로닉산 및 인터류신-2로 농축된 용류 및 γδ에 의해 분리된다. 알파 베타 T 세포는 임상 급 자기 분리 장치를 사용하여 고갈된다. γδ 세포는 K562 유래, 인공 항원 제시 세포와 공동 배양되고 확장된다.

감마 델타(γδ) T 세포의 확장 및 농축

배우세요 탯줄 혈액에서 바이러스 특이적 세포 독성 T 림프구를 GMP 기준으로 생성하는 방법을. 이 기술은 거대세포바이러스, EBV, 아데노바이러스에 대한 면역 치료에 활용됩니다.

탯줄 혈액에서 세포 독성 T 림프구 확장이 대상 사이토 메갈로 바이러스, 엡스타인 - 바 바이러스, 그리고 아데노 바이러스

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