Name: Un In Vitro Préparation Susciter et enregistrement des programmes dalimentation moteur avec les mouvements physiologiques en Aplysia californica (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 49 s
Description: Découvrez l'enregistrement extracellulaire des programmes moteurs d'alimentation chez Aplysia californica. Cette méthode permet d'étudier l'activité nerveuse et musculaire associée aux mouvements de l'appareil buccal.

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Cette recherche a été financée par le NIH et la NSF subvention NS047073 subvention DMS1010434.

<ol><li>Neustadter, D. M., Herman, R. L., Drushel, R. F., Chestek, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+kinematics+of+multifunctionality%3A+comparisons+of+biting+and+swallowing+in+Aplysia+californica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">The kinematics of multifunctionality: comparisons of biting and swallowing in Aplysia californica.</a> J. Exp. Biol. 210, 238-260 (2007).</li>
<li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J. Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li>
<li>Hurwitz, I., Neustadter, D., Morton, D. W., Chiel, H. J., Susswein, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity+patterns+of+the+B31%2FB32+pattern+initiators+innervating+the+I2+muscle+of+the+buccal+mass+during+normal+feeding+movements+in+Aplysia+californica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Activity patterns of the B31/B32 pattern initiators innervating the I2 muscle of the buccal mass during normal feeding movements in Aplysia californica.</a> J. Neurophys. 75, 1309-1326 (1996).</li>
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<li>Church, P. J., Lloyd, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+diverse+neuropeptide+cotransmitters+by+identified+motor+neurons+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Expression of diverse neuropeptide cotransmitters by identified motor neurons in Aplysia.</a> J. Neurosci. 11, 618-625 (1991).</li>
<li>Church, P. J., Lloyd, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity+of+multiple+identified+motor+neurons+recorded+intracellularly+during+evoked+feedinglike+motor+programs+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Activity of multiple identified motor neurons recorded intracellularly during evoked feedinglike motor programs in Aplysia.</a> J. Neurophys. 72, 1794-1809 (1994).</li>
<li>Nargeot, R. N., Baxter, D. A., Byrne, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contingent-dependent+enhancement+of+rhythmic+motor+patterns%3A+an+in+vitro+analog+of+operant+conditioning%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Contingent-dependent enhancement of rhythmic motor patterns: an in vitro analog of operant conditioning.</a> J. Neurosci. 17, 8093-8105 (1997).</li>
<li>Kandel, E. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKandel%2C+ER+%22Behavioral+biology+of+Aplysia%22">Behavioral biology of Aplysia</a>. , Freeman. San Francisco. (1979).</li>
<li>Scott, M. L., Govind, C. K., Kirk, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromuscular+organization+of+the+buccal+system+in+Aplysia+californica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Neuromuscular organization of the buccal system in Aplysia californica.</a> J. Comp. Neurol. 312, 207-222 (1991).</li>
<li>Susswein, A. J., Rosen, S. C., Gapon, S., Kupfermann, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+buccal+motor+programs+elicited+by+a+cholinergic+agonist+applied+to+the+cerebral+ganglion+of+Aplysia+californica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Characterization of buccal motor programs elicited by a cholinergic agonist applied to the cerebral ganglion of Aplysia californica.</a> J. Comp. Physiol. A. 179, 509-524 (1996).</li>
<li>Kupfermann, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeding+behavior+in+Aplysia%3A+A+simple+system+for+the+study+of+motivation%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Biol%22%5BJournal%5D)">Feeding behavior in Aplysia: A simple system for the study of motivation.</a> Behav. Biol. 10, 1-26 (1974).</li>
<li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+timing+of+activity+in+motor+neurons+that+produce+radula+movements+distinguishes+ingestion+from+rejection+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">The timing of activity in motor neurons that produce radula movements distinguishes ingestion from rejection in Aplysia.</a> J. Comp. Physiol. A. 173, 519-536 (1993).</li>
<li>Weiss, K. R., Chiel, H. J., Koch, U., Kupfermann, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity+of+an+identified+histaminergic+neuron%2C+and+its+possible+role+in+arousal+of+feeding+behavior+in+semi-intact+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Activity of an identified histaminergic neuron, and its possible role in arousal of feeding behavior in semi-intact Aplysia.</a> J. Neurosci. 6, 2403-2415 (1986).</li>
<li>Jing, J., Weiss, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+variants+of+a+motor+act+in+a+modular+and+hierarchical+motor+network%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Generation of variants of a motor act in a modular and hierarchical motor network.</a> Curr. Biol. 15, 1712-1721 (2005).</li>
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<li>Morgan, P. T., Jing, J., Vilim, F. S., Weiss, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interneuronal+and+peptidergic+control+of+motor+pattern+switching+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Interneuronal and peptidergic control of motor pattern switching in Aplysia.</a> J. Neurophysiol. 87, 49-61 (2002).</li>
<li>Jing, J., Cropper, E. C., Hurwitz, I., Weiss, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+construction+of+movement+with+behavior-specific+and+behavior-independent+modules%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The construction of movement with behavior-specific and behavior-independent modules.</a> J. Neurosci. 24, 6315-6325 (2004).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Des travaux antérieurs ont caractérisé l&#39;aplysie programmes moteurs chez l&#39;animal intact et dans la préparation réduits, tels que les ganglions isolé. Chez l&#39;animal intact, bien que des enregistrements de neurones individuels ont été obtenus 5, de telles expériences sont très difficiles, et les électrodes ne peut pas être déplacé d&#39;un neurone à pendant l&#39;alimentation. Dans les ganglions isolés, les mouvements alimentation induites par l&#39;activité neuronale peut pas être observé...

<table><tbody><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Fisher Scientific</td><td>S671</td><td>Biologique, certifié</td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Fisher Scientific</td><td>P217</td><td>ACS certifié</td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium hexahydraté</td><td>Acros Organics</td><td>19753</td><td>99 %</td></tr><tr><td>Sulfate de magnésium heptahydraté</td><td>Fisher Scientific</td><td>M63</td><td>ACS certifié</td></tr><tr><td>Chlorure de calcium dihydraté</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79</td><td>ACS certifié</td></tr><tr><td>Glucose (dextrose)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7528</td><td>BioXtra</td></tr><tr><td>Tampon MOPS</td><td>Acros Organics</td><td>17263</td><td>99 %</td></tr><tr><td>Carbachol</td><td>Acros Organics</td><td>10824</td><td>99 %</td></tr><tr><td>Hydroxyde de sodium</td><td>Fisher Scientific</td><td>SS255</td><td>certifié</td></tr><tr><td>Acide chlorhydrique</td><td>Fisher Scientific</td><td>SA49</td><td>certifié</td></tr><tr><td>Verre capillaire à simple embout</td><td>A-M Systems</td><td>6150</td><td></td></tr><tr><td>Tireuse de micropipettes Flaming-Brown modèle P-80/PC</td><td>Sutter Instruments</td><td></td><td>Filet utilisé : FT345B</td></tr><tr><td>Fil en acier inoxydable gainé d'émail</td><td>California Fine Wire</td><td></td><td>0,001D, revêtement h</td></tr><tr><td>Colle Silicone II ménagère</td><td>GE</td><td></td><td> </td></tr><tr><td>Colle rapide Duro Quick-Gel</td><td>Henkel corp.</td><td></td><td> </td></tr><tr><td>Amplificateur A-M Systems modèle 1700</td><td>A-M Systems</td><td></td><td>Réglages du filtre : 300-500 Hz pour les nerfs, 10-500 Hz pour le muscle I2</td></tr><tr><td>Stimulateur multi-canaux Pulsemaster</td><td>World Precision Instruments</td><td>A300</td><td></td></tr><tr><td>Isolateur de stimulus</td><td>World Precision Instruments</td><td>A360</td><td></td></tr><tr><td>AxoGraph X</td><td>AxoGraph Scientific</td><td></td><td> </td></tr><tr><td>Compteur totalisateur Veeder-Root</td><td>Danaher</td><td>C342-0562</td><td></td></tr><tr><td>Broches connecteurs dorées</td><td>Bulgin</td><td>SA3148/1</td><td></td></tr><tr><td>Prises connecteurs dorées</td><td>Bulgin</td><td>SA3149/1</td><td></td></tr><tr><td>Élastomère de silicone Sylgard 184</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Capsule d'évaporation 100 x 50 mm</td><td>Pyrex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Graisse à haute vacuité</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>21-375D</td><td></td></tr><tr><td>Épingles Minutien</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>Argile à modeler</td><td>Sargent Art</td><td>22-4400</td><td></td></tr><tr><td>Fils de suture en soie</td><td>Ethicon</td><td>K89OH</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à air Whisper</td><td>Tetra</td><td>77849</td><td></td></tr><tr><td>Tuyau d'aquarium</td><td>Eheim</td><td>7783</td><td>12/16 mm</td></tr><tr><td>Pierre à air Elite</td><td>Hagen</td><td>A962</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Pincettes fines Dumont n°5</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Algues nori pour sushi Yaki</td><td>Rhee Bros</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark</td><td>34155</td><td></td></tr></tbody></table>

un<em&gt; in vitro</em&gt; préparation susciter et enregistrement des programmes d&#39;alimentation moteur avec les mouvements physiologiques en<em&gt; aplysia californica</em

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifonctionnalité, la capacité d&#39;une structure périphérique de générer plusieurs comportements distincts, 1, permet aux animaux de s&#39;adapter rapidement leurs comportements à des environnements changeants. Le mollusque marin Aplysia californica fournit un système souple pour l&#39;étude de la multifonctionnalité. Au cours de l&#39;alimentation, l&#39;aplysie génère plusieurs types distincts de comportements en utilisant l&#39;appareil d&#39;alimentation même, la masse buccale. Les ganglions qui contrôlent ces comportements contiennent un certain nombre de grands neurones identifiés qui sont accessibles à l&#39;étude électrophysiologique. L&#39;activité de ces neurones a été décrit dans les programmes moteurs qui peuvent être divisés en deux types, les programmes et ingestifs egestive, basé sur le timing de l&#39;activité neuronale qui ferme la pince par rapport à la nourriture de l&#39;activité neuronale qui prolonge ou se rétracte la pince 2. Toutefois, dans les ganglions isolés, les mouvements musculaires qui produisent ces comportements sont absents, ce qui en faitplus difficile d&#39;être certain que les programmes moteurs observés sont des corrélats des comportements réels. Dans enregistrements in vivo, nerveuses et musculaires ont été obtenus correspondant à des programmes d&#39;alimentation 2,3,4, mais il est très difficile d&#39;enregistrer directement à partir de neurones individuels 5. De plus, in vivo, les programmes ingestifs peut être divisée en morsures et 1,2 hirondelles, une distinction est difficile à faire dans la plupart décrite précédemment préparations in vitro. La préparation de la masse suspendue buccale (figure 1) comble le fossé entre les noyaux isolés et les animaux intacts. Dans cette préparation, les comportements ingestifs - y compris à la fois mordant et avaler - et des comportements egestive (rejet) peut être obtenue, en même temps que des neurones individuels peuvent être enregistrées et à partir de l&#39;utilisation d&#39;électrodes stimulées extracellulaires 6. Les mouvements d&#39;alimentation associés à ces comportements différents peuvent être enreded, quantifiés et directement liés aux programmes moteurs. Les programmes moteurs dans la préparation de la masse suspendue buccale semblent être plus semblables à ceux observés in vivo que sont les programmes moteurs suscité dans les ganglions isolé. Ainsi, les programmes moteurs de cette préparation peut être plus directement lié au comportement in vivo; dans le même temps, les neurones individuels sont plus accessibles à l&#39;enregistrement et la stimulation que chez les animaux intacts. En outre, comme une étape intermédiaire entre les noyaux isolés et les animaux intacts, les conclusions de la masse suspendue buccale peut faciliter l&#39;interprétation des données obtenues dans des contextes à la fois plus réduites et plus intacte. La préparation de la masse suspendue buccale est un outil utile pour caractériser le contrôle neural de la multifonctionnalité de l&#39;aplysie.

Lorsqu'une électrode extracellulaire est positionnée au-dessus du soma d'un neurone et utilisée pour stimuler ce neurone, une correspondance un-à-un entre les potentiels d'action enregistrés sur le canal du soma et sur le(s) nerf(s) vers lesquels le neurone projette peut être observée (Figure 6, panneau gauche, stimulation du neurone identifié B9). Le canal du soma (canal supérieur) est mis en mode stimulation lors de l'application du courant (temps 1 sur la figure), puis est rapidement basculé en mode e...

Nous décrivons une technique d&#39;enregistrement extracellulaire et stimuler les nerfs, les muscles et les neurones individuels identifiés<em&gt; In vitro</em&gt; Tout en recueillant et en observant les différents types de comportements alimentaires dans le dispositif d&#39;alimentation de<em&gt; Aplysie</em&gt;.

Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Préparation Susciter et enregistrement des programmes d&#39;alimentation moteur avec les mouvements physiologiques en<em&gt; Aplysia californica</em

La multifonctionnalité, soit la capacité d'une seule structure périphérique à générer plusieurs comportements distincts1, permet aux animaux d'adapter rapidement leurs comportements...

L'objectif général de cette procédure est d'enregistrer l'activité électrique des nerfs, des muscles et des neurones, ainsi que les mouvements correspondants de l'appareil alimentaire pendant les programmes moteurs de l'alimentation. Cela est réalisé en premier lieu en retirant la masse buccale d'un plegia anesthésié et en fixant des électrodes en forme de crochet aux nerfs et muscles clés. La deuxième étape consiste à placer la masse buccale dans une cuve d'enregistrement et à préparer les ganglions pour un enregistrement extracellulaire.Ensuite, les neurones cibles sont localisés à l’aide d’électrodes extracellulaires. La dernière étape consiste à induire et enregistrer des programmes moteurs liés à l’alimentation, tels que la morsure, la déglutition et le rejet. En définitive, la préparation du massif buccal suspendu permet de visualiser l’activité des nerfs, des muscles et des neurones individuels durant différents mouvements de type alimentaire du massif buccal.L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que les études de ganglions isolés, est que les enregistrements provenant des nerfs, des muscles et des neurones individuels peuvent être directement associés aux mouvements de l'appareil alimentaire. Pour illustrer la procédure, huu, un étudiant diplômé de notre laboratoire, nous aidera. Pour commencer la procédure, anesthésiez un spécimen sain de plegia pesant entre 200 et 300 grammes dans un plateau de dissection en injectant environ 50 % du poids corporel en chlorure de magnésium isotonique. Après la première injection près de la queue de l'animal, massez doucement la surface de l'animal afin de répartir le chlorure de magnésium.Effectuez des injections supplémentaires près de la tête de l'animal selon les besoins. Une fois que l'animal cesse de réagir aux stimuli tactiles doux, fixez-le sur le plateau avec le dos vers le haut. Placez une épingle dans la queue et une épingle dans chaque tentacule antérieur.Ensuite, utilisez la pince pour pincer et soulever la peau de l'animal au milieu de la tête. Juste derrière les quatre cornes du rhinocéros, effectuez une incision coronaire traversant la tête de l'animal, juste derrière le point maintenu. Ensuite, pratiquez une incision sagittale médiane entre les quatre cornes du rhinocéros en direction de la bouche afin d'exposer la masse buccale.Ensuite, éloignez la lamelle de peau de la masse buccale et sectionnez les nerfs et les tissus conjonctifs qui s'attachent à la paroi du corps. Afin de séparer complètement cette lamelle de peau de la masse buccale, veillez à ne pas couper les nerfs ou tissus intrinsèques à la masse buccale. Par la suite, saisissez et maintenez l'œsophage.Couper l'œsophage en arrière du point maintenu. Relever l'œsophage et soulever la masse buccale située derrière la masse buccale. Les ganglions cérébral, pleural et pédonculé forment un anneau, le ganglion cérébral étant relié aux ganglions buccaux par les connectifs cérébro-buccaux.Laisser ces ganglions annulaires attachés à la masse buccale et sectionner tous les nerfs qui partent de ces ganglions vers d'autres parties du corps. Ensuite, couper les tissus conjonctifs entourant la masse buccale et continuer à soulever la masse buccale à mesure qu'elle devient moins reliée au corps. Une fois que la masse buccale n'est plus attachée qu'à la bouche, tenir l'œsophage et la masse buccale.Directement. Effectuez une coupe finale juste en avant des mâchoires afin de libérer la masse buccale du corps. Placez la masse buccale dans une solution composée à 50 % de chlorure de magnésium isotonique et à 50 % de solution saline SIA afin de maintenir une anesthésie partielle pendant l'attachement des électrodes.Ensuite, placer la masse buccale avec la solution dans une boîte de Pétri munie d'un fond en forme de cigare, en coupant l'artère buccale sur la surface ventrale de la masse buccale. Puis retirer les ganglions pléuraux et pédonculaires en sectionnant leurs connexions avec le ganglion cérébral. Laisser le ganglion cérébral attaché aux ganglions buccaux et à la masse buccale par l'intermédiaire des CBC et sectionner les autres connexions entre le ganglion cérébral et la masse buccale.Raccourcir l'œsophage et les glandes salivaires en les taillant. À cette étape, fixer les électrodes crochets au nerf oculaire ulaire, aux deux nerfs buccaux musculaires deux et trois, ainsi qu'à la branche A du nerf buccal deux. Utiliser une procédure similaire à celle décrite dans la publication JoVE par Collins et Shield, brièvement résumée ici.Pour chaque détachement d'électrode, positionnez l'électrode près du nerf ou du muscle, insérez le nerf cible dans le crochet et soulevez délicatement à l’aide d’un manipulateur. Ensuite, séchez la section de nerf à l’aide d’un essuie-tout Kim. Appliquez une goutte de colle super rapide en gel sur le nerf accroché, et assurez-vous que le crochet est entièrement recouvert de colle et que l’extrémité du fil de référence n’est pas recouverte de colle.Utilisez ensuite une seringue munie d'un embout en tube de polyéthylène pour appliquer la solution contenue dans la boîte sur la colle, ce qui provoquera la prise de la surface de la colle. L'étape suivante consiste à préparer une boîte d'enregistrement ronde en Pyrex de 100 par 50 millimètres à utiliser comme chambre d'enregistrement ; appliquez une fine couche de graisse à vide dans l'encoche située entre les chambres cérébrale et courbée à l'aide d'une pointe de pipette afin de minimiser les fuites. Remplissez ensuite la chambre avant avec une solution saline de plescia.Transférez délicatement la masse buccale de la boîte de Pétri vers la chambre avant du plat rond en Pyrex, et veillez à ce qu'aucun des électrodes ne soit trop tendu, ce qui pourrait endommager les nerfs. Manipulez avec beaucoup de précaution les électrodes crochets si le plat doit être transféré vers un autre microscope stéréoscopique. Pour l'amincissement de la gaine.Regroupez les électrodes de chaque côté de la masse buccale. Tenez délicatement les électrodes en pinçant le ruban adhésif de laboratoire qui recouvre les broches de connexion, et vérifiez à nouveau qu’aucune des électrodes n’est tendue. Lorsque la boîte est placée sous le microscope, les électrodes doivent être disposées doucement par-dessus les bords de la boîte et reposer sur la plateforme pendant les pauses et entre les étapes de l’expérience. Aérez le liquide physiologique dans la chambre contenant la masse buccale à l’aide d’une pierre à air d’aquarium.Ensuite, épingler le ganglion cérébral dans la chambre arrière en faisant passer les CBC par l'entaille. Appliquer davantage de graisse à vide sur les CBC. Puis ajouter davantage de solution saline SIA dans les deux parties de la boîte afin que les ganglions soient complètement immergés.S'assurer que le niveau de la solution saline est inférieur à la hauteur de la graisse à vide entre les chambres cérébrale et buccale afin qu'aucune fuite ne se produise entre les chambres. À ce stade, la masse buccale doit reposer au fond de la chambre avant. Ensuite, épingler les ganglions buccaux sur la plateforme intermédiaire pour éviter d'endommager les nerfs encore attachés à la masse buccale.Placez uniquement les épingles sur la gaine située entre deux nerfs. Ajoutez ensuite deux autres épingles sur les côtés des CBC afin de les étirer et de les fixer. Maintenez les ganglions buccaux à plat ou en rotation selon l'emplacement des neurones d'intérêt.Pour faire pivoter le ganglion buccal, utilisez une paire de fines pinces pour saisir une partie excédentaire de la gaine du CBC et fixez-la entre le nerf buccal deux et le nerf buccal trois. Ensuite, la plupart des corps cellulaires situés près de la chambre postérieure et difficilement accessibles depuis le sommet du ganglion buccal deviennent visibles. Enfin, insérez deux broches dans la gaine du ganglion buccal près du côté de la masse buccale.Pour minimiser les mouvements du ganglion buccal, saisissez la gaine du ganglion buccal près de la chambre postérieure et retirez l'excès de gaine à l'aide de ciseaux fins, sans exposer les corps cellulaires. Afin de minimiser les dommages, retirez uniquement la quantité de gaine nécessaire pour voir les corps cellulaires une fois l'amincissement de la gaine terminé. Fixez toutes les broches d'électrode à leurs douilles sur les câbles qui se raccordent aux amplificateurs.Veillez à ce que les électrodes ne soient pas tendues et qu'elles soient correctement fixées à leurs câbles respectifs, et que les polarités soient correctes pour éliminer tout chlorure de magnésium résiduel. Remplacez la solution saline SIA dans la chambre du massif buccal par une solution saline SIA fraîche. Ensuite, faites passer un fil de soie à travers les tissus mous à l'avant du massif buccal et en dorsal du cartilage de la mâchoire. Utilisez deux morceaux d'argile à modeler pour fixer le fil de suture au bord de la boîte, suspendant ainsi la masse buccale par son extrémité antérieure. Un manipulateur tient une électrode extracellulaire en verre de sorte que la pointe de l'électrode soit proche du ganglion buccal. Pour localiser et identifier un neurone, abaissez délicatement la pointe de l'électrode extracellulaire sur la gaine.Au-dessus du corps cellulaire du neurone. Appliquer un courant stimulateur, puis commuter le canal utilisé pour exciter le soma en mode enregistrement afin d'enregistrer l'activité sur l'électrode extracellulaire et l'activité correspondante sur les nerfs pour induire le rejet. Comme les programmes moteurs stimulent le nerf buccal deux A avec une longue série d'impulsions de deux hertz, d'une milliseconde, pour générer des patrons EES.Les motifs se poursuivent pendant toute la durée de la stimulation et peuvent continuer jusqu'à peu de temps après la fin de celle-ci. Pour induire des programmes moteurs semblables à la morsure, placez quelques cristaux de caracol solide directement sur le ganglion cérébral.Les motifs répétitifs commencent généralement dans les cinq minutes et durent environ 10 à 15 minutes avant de s'affaiblir progressivement pour induire la déglutition. Comme pour les programmes moteurs, appliquez caracol et attendez que la masse buccale produise des morsures vigoureuses. Puis, durant une morsure, placez une bande d'algue dans la bouche de l'animal afin qu'il saisisse l'algue.Voici la stimulation et l'enregistrement du motoneurone identifié B9, ainsi que l'enregistrement réalisé sur ce même neurone, sur le muscle I2 et sur plusieurs nerfs au cours de programmes moteurs liés à l'alimentation. Voici les images vidéo issues de cette même série de programmes moteurs. Les motifs de déglutition ont été induits par l'application de carbamylcholine au ganglion cérébral, suivie de la mise en place d'une bande d'algue dans le préhenseur pendant les épisodes de morsure provoqués par la carbamylcholine.Dans cette image, la radula est protractée pour saisir l'algue, et dans cette autre image, la radula s'est rétractée en tirant l'algue vers l'intérieur de la bouche. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de mettre en place la préparation du massif buccal suspendu et d'obtenir des enregistrements des programmes moteurs de l'alimentation in vitro.

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Fabrication des électrodes et l&#39;implantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving

Nous montrons comment les changements dans la concentration de calcium libre intracellulaire et l'efficacité synaptique peut être surveillés simultanément dans une préparation de...

Mesure des variations de la concentration de calcium intracellulaire et de l&#39;efficacité synaptique dans le mollusque<em&gt; Aplysie</em

Chez les animaux avec de grands neurones identifiés...

Identifier les motoneurones extracellulaire d&#39;un Motor Pool musculaire dans<em&gt; Aplysia californica</em

Avec son petit corps, transparent et documenté neuroanatomie et une foule de techniques génétiques qui se prêtent et...

En imagerie calcique in vivo des neurones en C. elegans

Nous décrivons la dissection du système nerveux du lièvre marin...

Isolation des neurones sensoriels de<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Patch pour les enregistrements de serrage des courants glutamatergiques

L’escargot marin Aplysia californica a été largement utilisé comme modèle de neurobiologie pour les études sur la base cellulaire et moléculaire du comportement. Ici, une méthodologie est décrite pour explorer le système nerveux d’Aplysia pour les analyses électrophysiologiques et moléculaires de neurones uniques de circuits neuronaux identifiés.

Aplysie Préparation des ganglions pour les analyses électrophysiologiques et moléculaires de neurones simples

Les tests comportementaux fournissent des outils puissants pour comprendre la fonction neuronale. Nous présentons ici plusieurs protocoles pour quantifier le comportement alimentaire prédateur trouvé chez le nématode modèle Pristionchus pacificus et ses parents. De plus, nous fournissons des méthodes pour analyser les adaptations alimentaires des prédateurs, y compris les structures buccales et les dents.

Dosage Comportements Alimentation prédatrices dans<em&gt; Pristionchus</em&gt; Et d&#39;autres nematodes

Ce protocole décrit l’utilisation de codé génétiquement Ca2 + reporters de consigner les changements dans l’activité neuronale en comportement vers Caenorhabditis elegans .

Imagerie ratiométrique Calcium des neurones individuels en comportement Caenorhabditis Elegans

Ici nous présentons un protocole pour la lésion chirurgicale mini-invasive des muscles intrinsèques à l'appareil d'alimentation du mollusque marin Aplysia californica pour comprendre les rôles de ces muscles pendant le comportement d'alimentation.

Une technique de lésion mini-invasive pour les muscles intrinsèques à l'odontophore d'Aplysia californica

Ce protocole présente une méthode d’imagerie de l’activité de la population neuronale avec une résolution unicellulaire chez des espèces d’invertébrés non transgéniques à l’aide de colorants sensibles à la tension d’absorbance et d’un réseau de photodiodes. Cette approche permet un flux de travail rapide, dans lequel l’imagerie et l’analyse peuvent être poursuivies au cours d’une seule journée.

Imagerie optique basée sur des photodiodes pour l’enregistrement de la dynamique des réseaux avec une résolution mononeurone chez les invertébrés non transgéniques

Ce protocole détaille un test quantitatif de défécation chez le jeune mutant RAC1/CED-10 Caenorhabditis elegans, fournissant un modèle simple pour étudier les stades de la maladie de Parkinson prodromique. Elle surmonte les limites d’autres modèles animaux et facilite l’essai de stratégies thérapeutiques ciblant la pathologie parkinsonienne précoce.

Évaluation de la motilité gastro-intestinale chez les mutants RAC1/CED-10 de Caenorhabditis elegans comme outil d’étude de la maladie de Parkinson précoce

Découvrez l'enregistrement extracellulaire des programmes moteurs d'alimentation chez Aplysia californica. Cette méthode permet d'étudier l'activité nerveuse et musculaire associée aux mouvements de l'appareil buccal.

Un In Vitro Préparation Susciter et enregistrement des programmes dalimentation moteur avec les mouvements physiologiques en Aplysia californica (Vidéo) | JoVE Journal

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