Name: 의 장기, 고해상도 공 촛점 시간 경과 영상 Arabidopsis 떡잎 표피 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 1 s
Description: 배우세요 Arabidopsis 떡잎의 장기 고해상도 공촛점 시간 경과 영상 기법으로 기공 분화와 형광 단백질 동역학을 관찰하는 방법입니다. 이 기술은 식물 표피 세포 분열 과정에서 단백질 이동을 실시간으로 추적하여 유전자 발현 연구에 활용됩니다.

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우리는 극지 :: 극지-eGFP 건설에 대한 시간 경과 프로토콜과 린 Pillitteri 개발에 도움을 아만다 Rychel 감사드립니다. 우리는 또한 PM-RB 구조로 제공 ABRC에 감사하고 있습니다. 이 프로토콜은 일본 과학 기술 청에서 프레스토 수상의 지원을 통해 개발되었습니다. 극지에 관한 연구는 워싱턴 왕실 연구 기금 (RRF-4098)와 국립 과학 재단 (National Science Foundation) (MCB-0855659)의 대학에 의해 지원되었다. 키 관리 프로토콜은 NSF 대학원 연구원 (DGE-0718124)이며, KUT는 HHMI - GBMF 수사관입니다.

1. 종자 살균 <ol><li> 33 % 가정용 표백제, 0.1 % 트리톤 X-100 : 종자 살균 솔루션을 준비합니다. </li><li> 원하는 형광 기자 구조 (들)과 유전자형 (들) 1.7 ML 튜브 및 살균 솔루션 1 ML을 적용 들고 장소 종자. 15 분에 nutator에 품다. </li><li> 멸균 후드에 뒤에 종자를두고, 튜브에서 살균 솔루션을 제거 할 pipettor를 사용합니다. 한 ML 멸균 물을 씻어. 네 번 반복합니다. </li><li> 이일 이상 4 ° C에서 알을 품다. </li></ol> 2. 상공 회의소 슬라이드 미디어 준비 <ol><li> 용해 될 때까지 Bacto의 200 ML 플라스크의 물에 한천 (순수하지 아가로 오스), 그리고 전자 레인지의 0.5 % 솔루션의 20 ML을 섞는다. 솔루션을 끓고 할 때는 신중을 기해야합니다. </li><li> 약 60 ° C.에 솔루션을 냉각 </li><li> pipettor과 한천 솔루션 1 ML를 수집하고 천천히 챔버 슬라이드 (랩 - 테크 II 쏠 수 # 1.5 독일어 Coverglass 시스템) 내부의 커버 유리에 적용됩니다. 솔루션 which이 너무 뜨겁거나 접착제 또는 균열 유리가 다 녹을 수 있습니다 너무 빨리 적용됩니다. </li><li> 즉시 한천 솔루션의 두 번째 ML를 추가합니다. 한천 미디어는 이제 완전히 슬라이드 챔버의 바닥을 커버해야합니다. 이 최소한의 미디어 수분을 유지하고 가스 확산을 허용 × 4 5 일짜리 저장 영양소를 포함 식물 자엽에서 개발을 지원하기에 충분한 것입니다. </li><li> 챔버가있는 benchtop에 차가운 슬라이드 커버. 술병이 단단히 덮여있다 경우, 솔루션은 저장 및 나중에 사용하기 위해 재가열 될 수 있습니다. </li></ol> 3. 시드 해부 <ol><li> 4 ° C 저장소에서 무균 종자의 튜브를 제거합니다. </li><li> 해부 현미경의 무대에 종이 조직을 놓고 물을 축축하게하다. 부드러운 표면을 생성 할 조직을 조정합니다. 조직은 해부에 대한 씨앗을 안정하는 데 사용됩니다. </li><li> 관에서 조직 Pipet 20-30 종자를 뷰의 해부 범위의 필드에 넣어주의 것. </li><li> 날카로운 집게 (Roboz, # 5 생물 팁을)를 사용신중하게 묘목 내부에서 씨앗 코트를 제거합니다. 바깥 쪽과 안쪽 모두 integuments를 제거해야합니다. </li><li> 때 이미지 떡잎, 그것은 hypocotyl와 잔뿌리를 제거하는 유용합니다. Cotyledons은이 프로토콜에 따라 며칠 동안 개발하기에 충분한 영양소가 포함되어 있습니다. 그대로하면 hypocotyl은보기의 시간 경과 필드의 떡잎을 이동 크게 바르게하고 길어합니다. hypocotyl 무료로 cotyledons 썰 메스를 사용합니다. </li><li> microtube 또는 이와 유사한에, 물에 익숙해 해부 cotyledons을 잡아. </li><li> cotyledons의 원하는 수에 도달 할 때까지 3.4-3.6를 반복합니다. 15-20 성공적으로 dissections는 설치하기 전에 권장합니다. </li></ol> 4. 상공 회의소 슬라이드에 장착 Cotyledons <ol><li> 작은 (18mm 2) 커버 슬립, 한천 매체를 통해 잘라 챔버 슬라이드의 유리베이스에서 전체 층을 엘리베이터를 사용합니다. </li><li> Pipet이 버티고에서 물을 최소로 cotyledons를 해부해제 한천 층 아래에​​있는 챔버 슬라이드, 튜브에. </li><li> 부드럽게 cotyledons에 한천을 낮 춥니 다. 초과 물이있는 경우, cotyledons을 방해하지 않도록주의하는 것 조직으로 거리에 즐겨보십시오. 마운트가 완료되면 표본은 더 이상 쉽게 이동할 없습니다. </li><li> 챔버 슬라이드과 현미경 단계에 이동 슬라이드 커버를 놓습니다. </li></ol> 5. 시간 경과 영상 <ol><li> 이미지가 원하는 형광 (들)에 역 공 촛점 현미경을 설정합니다. 사용 LSM700 매개 변수 : GFP, 440-530 nm의에서 필터 밴드 패스 488 나노 미터 및 수집에 여기에, RFP, 570-610 nm의에서 필터 밴드 패스 555 나노 미터 및 수집에 여기에. </li><li> 손해에 대해 마운트 된 표본을 검사합니다. 그대로의 위치를​​ 프로그램이 제대로는 현미경 소프트웨어에 cotyledons를 장착. 선 (禅) 2009 년 : 20x 목적이있는 떡잎에 초점와 챔버 슬라이드의 센터로 목표를 이동합니다. 취득 모드에서 0.5 줌을 변경하고 프레임 크기 &lt;48x48 픽셀 / em&gt;는. 위치에 따라 위치 확인란 및 스캔 개요 이미지 ... 버튼을 선택한 다음, 30-35로 수평 및 수직 타일 번호를 향상시킬 수 있습니다. 스캔이 완료되면 관찰하기 위해 각 떡잎의 특성 항목 탭 및 장소 십자선 아래에 위치 버튼을 클릭합니다. </li><li> 모든 samples.In 선 (禅) 2009 년 자엽의 표피를 포함한 Z 시리즈를 설정합니다 : Z-스택 확인란을 클릭합니다. 위치 목록 아래의 각 위치를 선택하고 버튼 이동을 누릅니다. 떡잎의 표피의 맨면에 집중하고 Z-스택 아래의 설정 첫 번째 버튼을 클릭합니다. 표피가 유용하게 볼 수있는에서 가장 낮은 위치에 집중하고 세트 마지막 버튼을 클릭합니다. 설정하는 최선의 Z-슬라이스의 두께를 보여줍니다하는 최적의 옆에있는 버튼을 클릭합니다. 이러한 설정은 모든 샘플을 포괄 확인하기 위해 각 떡잎을 확인, Z 매개 변수가 개인에 대해 설정 될 수 없습니다선 (禅) 2009 년 idual 위치. </li><li> 원하는 해상도와 길이의 시계열을 설정합니다. 3 일간 15-30 분 간격 표피 세포 분열의 단백질 역학에 효과적입니다. 이 간격은 필요에 따라 변경 될 수 있습니다. 선 (禅) 2009 년 : 시간 시리즈 확인란을 클릭합니다. 시간 시리즈에서 텍스트 필드에 슬라이더 또는 입력을 사용하여 원하는 이미지 번호를주기를 설정합니다. 30 일 간격을 설정하고 분을 선택 풀다운 메뉴를 사용합니다. </li><li> xyzt 다중 위치 스캔을 시작합니다. 위치의 번호가 스캔 사양에 의해 제한해야합니다, 총 스캔 시간이 원하는 간격보다 클 경우, 시간 지점이 정확하지 않습니다. 이미지 GFP 및 RFP는 59에서 30 분 간격으로 Z-슬라이스가 시스템을 사용할 때 여섯 동시 입장의 최대 가능합니다. 선 (禅) 2009 년 : 변경 프레임 크기 원하는 해상도와 시작 실험을 클릭합니다. </li></ol> 6. 비디오 편집 <ol><li> 공 촛점 데이터 파일에서 최대 강도 등 TIFF와 같은 무손실 형식의 이미지 파일을 각 시간 / 위치 조합과 수출의 Z-투영합니다. 파일 이름은 영화으로 결합하는 소프트웨어에 대한 위치 당 하나의 시리즈 (예를 들어, 극지-GFP_0001_pos1 등 극지-GFP_pos1_0001, 극지-GFP_pos1_0002되지 않음)에 있어야합니다. 선 (禅) 2009 년 : 사용 복사 : 후 별도의 파일로, 최대 강도 프로젝션으로 위치를 분할 할 수있는 처리 탭 아래 하위 집합입니다. (: - 시리즈 수출, 전체 해상도 이미지 창 파일) 마지막으로, TIFF로 내보낼 수 있습니다. </li><li> bUnwarpJ 매크로 9 일 (: 등록 : bUnwarpJ 플러그인)를 실행하여 연속 이미지를 정렬 피지 7,8을 사용합니다. 모노로 등록 모드를 변경합니다. 모든 고급 옵션은 기본 값을 사용할 수 있습니다. 오랜 시간 경과 시퀀스를 들어, 다운로드 및 설치 매크로 &quot;아핀 + 일관된 탄성 2D 이미지 등록&quot;을 자동으로 일련의 이미지에 bUnwarpJ을 적용됩니다, 그리고 개방 Y파일을 사용하여 Google 데이터 : 가져 오기 : IT를 사용하는 이미지 시퀀스. 대걸레의 랜드 마크 추출 및 실행 선택 해제합니다. </li><li> 정렬 이미지의 순서를 열고 원하는 비디오 포맷 (AVI 좋은 선택이 될 것입니다)에 저장 피지 / ImageJ 또는 QuickTime Pro를 사용합니다. </li></ol>

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</ol>

관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

이 시간 경과 공 촛점 기술은 휘황 태그 단백질 표현과 극 및 기타 동적으로 변화하는 단백질의 경우 자신의 기능의 올바른 이해에 매우 중요합니다 Arabidopsis 떡잎의 표피의 개별 셀의 국산화의 길이 방향 연구를 할 수 있습니다. 이전 지속 시간 경과 영상은 Arabidopsis 루트 곰팡이 감염 11 분열 조직의 성장 5,12을 검사하는 데 사용하지만, 자엽의 표피를 추가하면이 기술의 기능성을 확장 및 추가 단백질의 사용을 허용, 특히 stomatal 개발의 확장 필드를 지원했습니다 . 프로토콜의 주요 한계는 현재는 초기 개발에 필요한 영양소를 포함 cotyledons에 제한되어 있다는 점이다. 또한, 떡잎 개발은 젤 매체는 가스 교환을 제한하기 때문에 공중에 공사 것과 정확히 동일하지 않습니다. 스캐닝 라경 노출 및 객실 등은 떡잎 확장 및 엽록체의 성숙을 유도, photomorphogenesis...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 </td></tr><tr><td> Bacto 한천 </td><td> BD </td><td> 214010 </td><td></td></tr><tr><td> 한 챔버 슬라이드 </td><td> Nunc (열 과학) </td><td> 15536​​0 </td><td> 또는 두 챔버 (155379) </td></tr><tr><td> 레이저 스캐닝 공 촛점 현미경 </td><td> Zeiss </td><td> LSM700 </td><td> 선 (禅) 2009 소프트웨어 </td></tr><tr><td> 20x 목적 렌즈 </td><td> Zeiss </td><td> 420650-9901 </td><td> NA 0.8 계획 - 고차 색지움 </td></tr><tr><td> 현미경을 해부 </td><td> 벤츠 (국가) </td><td> 431TBL </td><td> 아래에서 켜집니다 </td></tr><tr><td> # 5 포셉, 생물학 팁 </td><td> Roboz 외과 악기 </td><td> RS-4978 </td><td> 매우 좋은 팁중요합니다 </td></tr></tbody></table>

의 장기, 고해상도 공 촛점 시간 경과 영상<em&gt; arabidopsis 떡잎</em발아시&gt; 표피

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

발달 순서를 통해 세포 행동의 생체 역학의 이미징은 조직 패턴의 메커니즘을 이해하기위한 강력한 기술이 될 수 있습니다. 동물의 개발 과정, 주요 세포 증식 및 패터닝 이벤트는 매우 빠르게 발생합니다. 예를 들어, Caenorhabditis의 elegans에서 애벌레의 몸 계획에 필요한 모든 세포 분열은 7 mitotic주기 1, 수정을 한 후 6 시간 이내에 완료되며, Drosophila의 embryogenesis의 16 살 이상 mitoses 미만이 24 시간 2에 발생합니다. 반면, 공장 개발하는 동안 세포 분열은 일반적으로 하루 3,4,5의 순서에 속도가 느린 있습니다. 이 독특한 도전과 세포 분열 및 식물 organogenesis 동안 차별화 이벤트의 동적 동작을 문서화 장기 라이브 영상에 대한 필요성을 부과. Arabidopsis 표피는 조사 신호, 세포의 운명, 그리고 식물의 개발을위한 훌륭한 모델 시스템입니다. 떡잎에서이 조직이 구성되어 공기와 균일하게 분포 stomata 사이 사이 방수 포장 세포, 밸브을 열고 가스 교환 및 물 손실을 제어 할 가깝습니다. 이 stomata의 적절한 간격은 기능에 중요합니다, 그들의 개발은 비대칭 부서 및 조직 표피 (그림 1) 생산하는 세포 분화 단계의 순서를 따릅니다. 이 프로토콜은 개발 며칠 동안 세포와 표피의 단백질의 관찰을 할 수 있습니다. 이 시간 프레임은 줄기 세포 부서 및 stomata와 표피 포장 세포 등의 표피 세포의 분화의 정확한 문서를 수 있습니다. 형광 단백질은 세포 분열과 분화 과정 중에 역학을 평가하기 위해 관심 단백질에 융합 할 수 있습니다. 이 기술은 일에 stomatal - 계보 (Lineage) 세포의 확산 단계에서, 우리는 소설 단백질, 극지 6 현지화를 이해 할 수 있습니다이 비대칭 분열 이벤트 및 부서가 발생 직전 세포 피질의 특성 영역에 움직임을 이전 셀에 표시됩니다 전자 Arabidopsis의 떡잎의 표피. 이미지 등록 및 능률적 인 동영상은 쉽게 시간이 지남에 따라 변경으로 동적 단백질 지역화와 세포 유형을 시각화하는 공개 도메인 소프트웨어를 사용하여 생성 할 수 있습니다.

<html> 이 방법으로 수집 된 정보를 시간 점의 집합은 그림 3에 표시됩니다. 셀 멤브레인은 RFP (PM-RB)와 GFP는 30 분 시간 척도에서 (극 :: 극지-GFP)을 기본 발기인에 따라 극 단백질에 6을 융합하고 있습니다으로 분류됩니다, 우리는 단백질 현지화의 변화와 함께 세포 분열을 참조하십시오 을 이전. 비대칭 셀 stomatal 계보 (Lineage) 형태의 부서 줄기 세포과 같은 추가 비대칭 분열을받을 수있는 능력을 보유 meristemoids, 그리고 그들의 누이 세포라는 stomatal 전구체, stomatal 계보 (Lineage) 지상 세포 (SLGCs)을했다. SLGCs는 stomatal 전구체 운명을 가정하지 않습니다, 그들은 자주 포장 세포에 transdifferentiate하지만, 잎이 확장 된 첫 번째에서 떨어져 간격을두고 다른 meristemoid를 생성하기 위해 비대칭 분할 기능을 재개 할 수 있습니다. 이 운명의 모든 <e...

우리는 stomatal 차별화를 문서화, 개발 며칠 동안 표피의 공 촛점 이미징을위한 식물 cotyledons를 고정하기 위해 챔버 슬라이드 및 미디어를 사용하여 프로토콜을 설명합니다. 형광 태그 단백질은 세포 분열과 세포 형 차별화 중에 가능한 역할의 이해를 증가 표현과 subcellular 지방화에 의해 동적으로 추적 할 수 있습니다.

의 장기, 고해상도 공 촛점 시간 경과 영상<em&gt; Arabidopsis 떡잎</em발아시&gt; 표피

발달 과정 전반에 걸친 세포 행동의 생체 내(in vivo) 역학을 이미징하는 것은 조직의 기전을 이해하는 데 있어 매우 강력한 기술이 될 수 있습니다...

다음 실험의 목적은 종자 발아 후 표피 발달의 초기 과정을 세포 수준에서 시각화하는 것입니다. 이를 위해 먼저 종피를 제거하여 kosin을 명확하게 관찰할 수 있도록 합니다. 그 다음 단계로 kosin을 한천 배지 층 아래에 고정하여 움직임을 제한하고 발달을 지원합니다. 이후 며칠 동안 타임랩스 이미징을 수행하여 표피 세포의 성장과 분열을 in vivo에서 관찰합니다.가시적 형광을 기반으로 동적인 유전자 발현과 단백질 국소화를 보여주는 결과가 도출되었습니다. Gus 염색이나 GFP 융합의 정지 영상과 같은 기존 방법과 비교하여 이 기술의 주요 장점은 세포 분열 및 분화 과정 중 단백질의 동적인 이동을 보여준다는 것입니다. 본 실험을 위한 Arabidopsis 종자는 33% 가정용 표백제와 0.1% Triton X 100으로 만들어진 종자 멸균 용액으로 멸균합니다. 원하는 형광 리포터 구조물과 유전자형을 가진 종자를 1.7 milliliter 튜브에 넣고 멸균 용액 1 milliliter를 넣은 후, 교반기에서 15분 동안 배양합니다.멸균 후드 내에서 피펫을 사용하여 튜브에서 씨앗은 남겨두고 멸균 용액을 제거합니다. 멸균수로 1 mL 헹굽니다. 이 과정을 총 4회 반복합니다.4°C에서 2일 이상 배양하십시오. 챔버 슬라이드를 준비하려면, 200 mL 플라스크에 0.5% 농도의 bact to agar 수용액 20 mL를 혼합하고 용해될 때까지 전자레인지로 가열하십시오. 용액이 끓어 넘치지 않도록 주의하십시오.용액을 약 60°C까지 식힙니다. 용액이 너무 뜨겁거나 너무 빠르게 도포되면 챔버 슬라이드의 접착제가 녹거나 유리가 깨질 수 있습니다. 한천 용액이 충분히 식으면, 피펫으로 1mL를 취해 챔버 슬라이드 내부의 커버 글라스에 즉시 천천히 도포합니다.한 밀리리터의 한천 용액을 추가합니다. 이제 챔버 슬라이드의 바닥면이 한천 배지로 완전히 덮여야 합니다. 이 최소 배지는 수분을 유지하고 가스 확산을 가능하게 하여, 4~5일 동안 저장 영양분을 공급하는 식물 올레인 내의 발달을 지원하기에 충분합니다.챔버가 덮인 슬라이드를 벤치톱에 놓습니다. 이 절차를 시작하려면, 4°C 보관 중인 멸균 종자 튜브를 꺼냅니다. 해부 현미경 스테이지 위에 페이퍼 티슈를 놓고, 물로 적신 후 매끄러운 표면이 되도록 조정합니다.조직은 해부 과정 동안 종자를 고정하는 데 사용됩니다. 튜브에서 20~30개의 종자를 피펫으로 옮겨 조직 위에 올리되, 해부 현미경의 시야 내에 배치되도록 주의하십시오. 배꼽(co leadin)을 해부하는 것이 이 절차에서 가장 까다로운 부분입니다.저배율 현미경과 정밀 핀셋을 사용하고 세심하게 주의를 기울이면 성공적인 해부를 수행하는 데 도움이 됩니다. 정밀 핀셋을 사용하여 내부의 묘소에서 종피를 조심스럽게 제거하십시오. 이때 외종피와 내종피를 모두 제거해야 합니다. 그런 다음, 메스를 사용하여 하포틸(hypocotyl)과 유근(radicle)으로부터 자엽(cotyledon)을 분리하여 절개하십시오.이미징을 위해 하이퍼 콧(hyper cot)과 근관(radical)을 제거하는 것이 유용한데, 이는 그대로 둘 경우 하이퍼 콧이 급격하게 펴지면서 길어지기 때문입니다. 코스 리딘(Koss Leadin)을 타임랩스 시야 밖으로 이동시키고, 해부된 코스 리딘을 물에 담근 상태로 유지하십시오. 원하는 수의 올리안(Olean)을 얻을 때까지 종자 해부를 반복하십시오.챔버 슬라이드에 cotan을 장착하기 전 15~20회의 성공적인 해부가 권장됩니다. cotan 장착을 위해 챔버 슬라이드를 준비하려면, 작은 커버슬립을 사용하여 아가르 배지를 절단하고 유리 바닥면에서 층 전체를 들어 올리십시오. 보관 튜브에 들어 있는 해부된 cotan을 최소량의 물과 함께 피펫으로 챔버 안으로 밀어 넣으십시오.들어 올려진 아가르 층 아래로 밀어 넣습니다. 아가르를 침전물 위에 천천히 내립니다. 과잉 수분이 있는 경우, 티슈로 흡수하여 제거합니다.마운팅이 완료되었을 때 침전물을 건드리지 않도록 주의하십시오. 표본이 더 이상 쉽게 움직이지 않아야 합니다. 챔버 슬라이드 위에 커버 글라스를 덮고 슬라이드를 현미경 스테이지로 옮깁니다.이미징을 시작하기 전, 원하는 형광 표지를 촬영할 수 있도록 도립 공초점 현미경을 설정하십시오. LSM 700 파라미터의 경우, GFP의 여기 파장은 488 nanometers로 설정하여 수집하며, 밴드패스 필터는 440 to 530 nanometers로 설정합니다. RFP의 여기 파장은 555 nanometers로 설정하여 수집합니다.20배 대물렌즈와 570~610 nanometers 대역 통과 필터를 사용합니다. ACO 도입부를 초점으로 맞추고 대물렌즈를 챔버 중앙으로 이동시킵니다. 획득 모드(acquisition mode)에서 줌을 0.5로, 프레임 크기를 48 by 48 pixels로 변경합니다.Positions 체크박스와 scan overview 이미지를 선택한 다음, 가로 및 세로 타일 수를 30에서 35로 늘립니다. Scan 버튼을 클릭하여 스캔을 시작합니다. 스캔이 완료되면 dimensions 탭 아래의 positions 버튼을 클릭하고 관찰하려는 각 cot lead에 십자선(Cross hairs)을 배치합니다.장착된 표본의 손상 여부를 검사하십시오. 손상된 coss leadin에 해당하는 위치를 삭제하여 이미징에 적합한 표본만 남깁니다. 다음으로, 모든 샘플의 coss leadin 표피를 포함하는 Z 시리즈를 설정하십시오.Zack 체크박스를 클릭하십시오. 위치 목록(position list)에서 각 위치를 선택하고 이동(move to) 버튼을 클릭하십시오. 표피에 있는 cos 리드의 최상단 평면에 집중한 다음 Zack 아래의 첫 번째 설정(set first) 버튼을 클릭하십시오.표피가 유용하게 관찰되는 가장 낮은 위치로 초점을 맞춥니다. 그리고 set last 버튼을 클릭합니다. 최적의 Z 슬라이스 두께 설정값을 보여주는 optimal 옆의 버튼을 클릭합니다.각 kos 리드인을 확인하여 이러한 설정이 모든 샘플을 포함하는지 확인하십시오. Z 파라미터는 개별 위치별로 설정할 수 없습니다. 여기서 사용된 Zen 2009 소프트웨어에서는 원하는 해상도로 시계열을 설정하십시오. 표피 세포 분열의 단백질 역동성을 관찰하기에는 3일 동안 15분에서 30분 간격으로 설정하는 것이 효과적이지만, 필요에 따라 간격을 변경할 수 있습니다.Time series set cycles의 시간 시리즈(time series) 체크 박스를 클릭하고, 텍스트 필드에 원하는 이미지 수를 입력하십시오. set interval을 30으로 설정하고 드롭다운 메뉴에서 MIN을 선택하여 XY, ZT 다중 위치 스캔을 시작하십시오. 프레임 크기를 원하는 해상도로 변경하고 collect start experiment를 누르십시오. 이때 위치 수는 스캔 사양에 의해 제한되어야 함에 유의하십시오. 전체 스캔 시간이 설정한 간격보다 길면 타임 포인트가 정확하지 않게 됩니다.이 시스템을 사용하면 30분 간격으로 59개의 Z-슬라이스에서 GFP와 RFP를 이미징할 때 최대 6개의 위치를 동시에 관찰할 수 있습니다. 이 방법으로 수집한 유용한 시점들의 예시가 여기에 제시되어 있습니다. 세포막은 RFP와 자체 프로모터 하에서 극성 단백질이 융합된 GFP로 표지되었습니다.시리즈 A의 이미지들은 극성 GFP가 처음에는 균일하게 분포되어 나타나다가, 화살표로 표시된 비대칭 분열의 약 2시간 전에 변화함을 보여줍니다. 시리즈 B에서는 47시간째에 화살표로 표시된 최초의 비대칭 분열 이후, 극성 GFP가 초기 meister OID 부위에서 멀어져 분리됩니다. 이후 두 세포 모두에서 극성 GFP가 사라집니다.meris oid에 의해 공변세포 모세포 상태로 빠르게 전이됨을 시사하며, 별표로 표시된 공변세포 모세포는 대칭적으로 분열하여 기공 공변세포를 형성하고, cysto 세포는 이후의 비대칭 분열에 앞서 극성 GFP 발현을 회복합니다. 여기에는 하나의 기공 전구세포의 증폭 및 간격 배치 과정 동안의 극성 GFP 국소화 과정을 보여주는 간소화된 등록 영상이 제시되어 있습니다. 초기 극성 GFP는 발아 후 39시간까지 세포 내에 균일하게 나타납니다.분열 직전인 40시간째에 강하게 편향되어 세포 반대편에 더 작은 분열 세포를 배치합니다. 오른쪽의 더 큰 세포 또한 기공 계통의 정체성을 회복하며, 45시간째가 되면 Polar GFP 국소화가 기공 전구 세포와 인접하게 이동합니다. 47시간째의 분열을 통해 오른쪽에 새로운 분열 세포가 생성되며, 이는 왼쪽에 있는 기존의 첫 번째 분열 세포로부터 멀어지는 방향으로 형성됩니다.최종 결과는 두 개의 기공이 한 개의 세포로 분리된 상태가 됩니다. 이 영상을 시청한 후에는, 발아하는 cotyledon의 장기 타임랩스 촬영을 통해 발달 과정 중 표피에서의 유전자 발현과 단백질 국소화를 평가하는 방법에 대해 충분히 이해하게 될 것입니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

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