May 16th, 2013
이 비디오 문서에서는 세포 기관을 패치하는 셋업 절차 및 방법 전체 마운트 마우스 망막의 신경절 세포에서 동적 클램프 레코딩을 구현하는 방법을 보여줍니다. 이 기술은 흥분성과 억제 시냅스 입력의 정확한 기여도 조사 및 신경 스파이크에 대한 상대적인 크기와 타이밍을 할 수 있습니다.
다음 실험의 전반적인 목표는 망막 신경절 세포를 모델 뉴런으로 사용하여 뉴런의 스파이크 활동에 대한 흥분성 및 억제성 시냅스 입력의 비율 및 상대적 타이밍의 변화가 미치는 영향을 조사하는 것입니다. 이것은 생리학적 이온 조성물과 루시퍼 옐로우와 유사한 세포 내 용액으로 채워진 유리 피펫을 사용하여 세포 유형을 형태학적으로 식별하기 위해 전체 마운트 망막에 있는 신경절 세포의 세포체를 패치하여 수행됩니다.동적 클램프를 사용하여 두 번째 단계로 세포 유형을 식별하고, 흥분성 및 억제성 전도성 파동 형태 세트를 세포체에 주입합니다. 이는 반응으로 막 전위의 변화를 일으킵니다. 다음으로, 대조군 조건 또는 약물의 존재 하에서 생리학적 실험을 통해 얻은 다양한 컨덕턴스 파형을 세포체에 주입하여 해당 뉴런 반응을 얻습니다.
결과는 동적 클램프 기록을 통한 흥분성 및 억제성 전도도로 구성된 전류의 주입을 기반으로 망막 신경절 세포의 스파이크 활성에 대한 흥분 및 억제 비율의 변화의 영향을 보여줍니다. 전류 클램프 또는 전압 클램프와 같은 기존 방법에 비해 이 기술의 주요 장점은 흥분성 및 억제성 시냅스 전도도의 비율과 상대적 타이밍을 뉴런에 주입하여 세포 반응에 미치는 영향을 조사할 수 있는 대화형 도구를 제공한다는 것입니다. 이 방법론은 망막 회로의 기능뿐만 아니라 중추 신경계의 다른 신경 네트워크의 기능에 대한 통찰력을 제공할 수 있습니다.
전기생리학적 설정에서 250밀리리터의 카르복시 산소화 목표 매체로 재관류 시스템을 설정하여 이 절차를 시작합니다. 다음으로, 진공 그리스의 얇은 층을 관류 챔버 바닥에 균일하게 바르십시오. 커버 슬립으로 밀봉하고 밀폐되어 있는지 확인하십시오.
그런 다음 챔버의 상단과 하단 끝에 소량의 그리스를 놓습니다. 그리스는 그리드를 제자리에 고정하고 망막을 너무 세게 누르는 것을 방지합니다. 이제 챔버를 플랫폼에 고정하고 그 후에 두 개구부를 정렬합니다.
불소로 마취된 후 경추 탈구로 동물을 희생시킵니다. 작은 구부러진 가위로 눈을 빠르게 제거합니다. 작은 비커에 자동차 산소가 공급된 세포외액으로 철저히 씻고 자동차 산소가 공급된 세포외액으로 채워진 페트리 접시에 넣습니다.
해부 현미경으로 19 게이지 바늘을 사용하여 양쪽 눈 가장자리에서 약 2mm 떨어진 각막에 삽입 구멍을 만듭니다. 이 중요한 단계는 두 고삐의 산소화를 신속하게 허용해야 합니다. 그런 다음 작은 홍채 가위로 각막 가장자리와 평행하게 잘라 각막 하나를 제거합니다.
그런 다음 한 쌍의 미세한 집게로 홍채와 수정체를 제거하고 다른 쪽 눈에 대해서도 절차를 반복합니다. 한쪽 눈컵을 carbox 산소가 공급된 세포외 용액이 들어 있는 비커에 옮깁니다. 메스 칼날로 한쪽 눈컵을 반으로 자르고 뭉툭한 해부 프로브를 사용하거나 부드럽게 잡아당겨 색소 상피에서 망막을 부드럽게 분리합니다.
그런 다음 한 쌍의 미세한 집게로 분리된 망막 조직의 가장자리를 오라 세르타에 가깝게 잡고 다른 한 쌍의 가느다란 집게로 오라 세르타를 잡습니다. 망막 중앙으로 당깁니다. 이것은 섬세한 과정이며 몇 가지 시도가 필요할 수 있습니다.
성공적인 전조가 있으면 Serta 섬모체와 유리체액이 제거되고 망막의 만곡이 줄어듭니다. 다음으로, 가장자리를 다듬은 다음 신경절 세포가 위를 향하게 하여 망막을 관류 챔버로 옮깁니다. 그리스 볼에 그리드를 놓아 조직을 제자리에 고정합니다.
나중에 사용할 수 있도록 다른 쪽 눈컵과 함께 나머지 조직을 carbox 산소가 공급된 세포외 용액에 보관하고 기록 챔버를 정립 현미경 아래에 장착합니다. 섭씨 35.5도에서 분당 3-5밀리리터의 속도로 carbox 산소가 공급된 세포외 용액으로 망막의 지속적인 관류를 즉시 조정하고 접지 전극이 제자리에 있는지 확인하십시오. 이제 현미경의 광원을 켜고 40배의 대물렌즈를 통해 신경절 세포의 세포체에 초점을 맞춥니다.
녹음을 위해 구멍 마운트의 중앙을 찾습니다. 이 단계에서는 5-8메가옴의 유리 피펫을 홀더에 고정하고 40 x 대물렌즈 아래에서 마이크로미터 매니퓰레이터를 사용하여 현미경 아래로 이동합니다. 내부 제한 멤브레인 표면에 작은 딤플이 생길 때까지 피펫을 천천히 내립니다.
소량의 조직을 잡을 때까지 피펫을 조심스럽게 앞으로 전진시킨 다음 위쪽 또는 옆으로 움직여 작은 구멍을 뚫어 신경절 세포의 세포체를 노출시킵니다. 이제 깨끗한 피펫에 8-10 마이크로리터, 루시퍼 옐로우가 함유된 칼륨 기반 세포 내 용액을 채웁니다. 앰프의 헤드 stage에 부착된 홀더에 삽입하고 염소화 염화은 전극이 잠겨 있는지 확인하십시오.
큰 세포체를 가진 세포를 선택합니다. 피펫 팁을 양압으로 천천히 내려 멤브레인 표면에 작은 딤플을 만듭니다. 그런 다음 압력을 중지하고 해제하여 기가 씰을 얻습니다.
기가 씰이 달성되면 전체 셀 패치 클램프 구성을 달성하기 위해 멤브레인을 부수기 위해 음압을 부드럽게 가합니다. 이 절차는 섬세한 단계입니다. 너무 많은 음압이 가해지면 연결부에서 누출이 발생합니다.
너무 적으면 멤브레인이 손상되지 않은 상태로 유지됩니다. 시간이 지남에 따라 루시퍼 옐로우가 세포를 채우고 안정적이라면 세포의 형태를 시각화할 수 있습니다. 이 설정은 30분 이상 지속되어야 합니다.
이제 패치 마스터를 사용하여 10 밀리 볼트마다 마이너스 75 밀리 볼트에서 플러스 35 밀리 볼트까지 전류 전압 테스트를 수행하고 이후 테스트를 진행하십시오. 1나노 암페어보다 큰 나트륨 전류가 존재하는 경우에만. 그런 다음 실험실 보기를 열고 맞춤형 서면 신경 acuma 프로그램을 실행합니다.
반복 횟수를 8로 설정합니다. 그런 다음 흥분성 및 억제성 전도도의 반전 전위를 각각 0과 마이너스 75밀리볼트로 설정합니다. 테스트를 위해 일치하는 흥분성 및 억제성 전도도 쌍을 하나 선택하면 녹색 흥분성 전도도 추적과 빨간색 억제성 전도도 추적이 하단 패널에 나타납니다.
그런 다음 패치 마스터로 돌아가서 현재 클램프 모드를 선택하십시오. 즉시 전환 amp현재 cl로 ampneuro acuma의 amp 모드. 녹음 버튼을 누릅니다.
활동 전위의 실어증 폭발에 대한 세포 반응이 상단 패널에 나타납니다. 그런 다음 낮은 전도도로 셀에 전류를 주입합니다. 먼저 반응이 거의 또는 전혀 관찰되지 않으면 강한 반응을 생성할 때까지 전류를 조금씩 증가시킵니다.
과도한 전류 주입은 세포를 죽일 수 있습니다. 테스트가 완료되면. 새로운 컨덕턴스 파형 쌍을 선택하고 모든 생리학적 및 인공 컨덕턴스 쌍에 대해 절차를 반복합니다.
기록 후 세포체가 손상되지 않도록 피펫을 조심스럽게 집어넣습니다. 그 후, 즉시 조직과 4%파라 포름알데히드를 30분 동안 고정한 다음 0.1몰 인산염 완충액으로 10분 3회 세척하고 냉장 보관하고 다음 날 또는 준비가 되면 일주일 이내에 항체 염색을 수행합니다. 실온에서 루시퍼 황색으로 채워진 신경절 세포에 대한 염색을 1-10,000 5일 동안 1-10,000의 희석
으로 사용합니다.그런 다음 여섯 번째 날에, 2 차 염소 안티 토끼 IgG와 함께 하룻밤을 머물면서 1에서 500의 희석액을 첨가하십시오.마지막에 젖은 망막을 형광 보존 매체에 장착하십시오. 커버 슬립을 놓고 매니큐어로 밀봉합니다. Leica SPECT two 컨포칼 현미경을 사용하여 세포 형태의 컨포칼 이미지를 촬영합니다.
다음은 흥분성 및 억제성 전도성 주입에 대한 신경절 세포의 반응이며, 대조 실험에서 얻은 파동 형태는 각각 녹색과 빨간색으로 표시됩니다. 그리고 다음은 테트로다톡신의 수조 적용 후 기록된 컨덕턴스 파형 주입에 대한 반응입니다. 다음은 다양한 쌍의 컨덕턴스 파형 팔에 대한 다른 신경절 세포의 반응입니다.
흥분성 전도도와 억제성 전도도의 비율은 1에서 0으로, 1에서 2로 변경되었습니다. 억제의 정도가 증가함에 따라, 세포의 반응은 감소했으며, 다음은 억제의 시작이 다양했던 동일한 수준의 흥분에 대한 신경절 세포의 반응입니다. Delta T는 억제성 전도성과 흥분성 전도도의 시작 사이의 시간 차이를 나타냅니다.
억제의 지연이 감소함에 따라 세포의 반응이 약해졌습니다. 이 절차는 뉴런 출력을 생성하는 exci three와 억제성 시냅 입력 사이의 상호 작용을 밝히는 데 도움이 되는 강력한 기술입니다.
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이 비디오 기사는 전체 마우스 망막에서 신경세포체에 패치를 붙이고 신경절 세포에서 동적 클램프 녹화를 구현하는 절차를 시연합니다. 이 기술은 신경 스파이킹에 미치는 흥분성 및 억제성 시냅스 입력의 영향을 조사할 수 있게 합니다.
Understanding the precise balance of excitatory and inhibitory synaptic inputs is critical for de-risking target validation in neuroscience drug discovery. Dynamic clamp enables real-time manipulation of conductance waveforms to probe how input ratios influence neuronal output, providing predictive confidence in mechanistic hypotheses. This approach supports early discovery by clarifying pathway function and reducing ambiguity in target engagement models.
Dynamic clamp fits within the discovery continuum from hypothesis testing in early biology to assay readiness for lead identification, particularly when supported by quantitative electrophysiological readouts.