Name: 배려의 아교 모세포종 표준의 맥락에서 입양 치료에 대한 자동차 T 세포의 생성 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 55 s
Description: 배우세요 EGFRvIII 특이적 CAR T 세포를 생성하여 교모세포종 표준 치료와 병행 투여하는 방법을. 이 기법은 방사선 및 테모졸로마이드와 결합하여 항종양 효능을 향상시키고 뇌종양 면역치료 연구에 중요한 통찰을 제공합니다.

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저자는 CAR 레트로바이러스 구조를 제공한 Laura Johnson 박사와 Richard Morgan 박사에게 감사를 표합니다. 저자는 또한 전뇌 방사선 조사를 위한 선량 측정에 도움을 준 Giao Ngyuen에게 감사를 표합니다. 이 작업은 NIH NCI 보조금 1R01CA177476-01의 지원을 받았습니다.

이 프로토콜은 쥐 10 10 7 CAR T 세포로 처리하여 각각의 실험 디자인에 기초한다. 이것은 108 CAR의 T 세포가 필요함을 의미한다; 수율은 생존의 손실을 계정에 5 × 10 7 -1 × 10 (8)에 의해 과대 평가되어야한다. 다음 프로토콜은 약 200 × 10 6 세포를 생성하기 위해 조정됩니다. 세포를 기존 KR158B 성상 세포종 또는 B16 흑색 종 세포주에서 개발 구일 설립 동계 EGFRvIII 양성 두개 내 종양 암컷 C57BL / 6 마​​우스에 정맥 내 투여한다. 부수적 CAR T 세포의 생성과, 담암 마우스 lymphodepletive TMZ 하였다 (60 mg / kg) 및 WBI (Gy를 16.5)의 임상 적 투여 량을 투여한다. 마우스는 유지 듀크 대학 의료 센터 (DUMC)에서 무균 조건에서 사육 하였다. 모든 동물 실험은 듀크 대학 기관에 의해 승인 된 프로토콜에 따라 수행 하였다알 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC). 담암 마우스에 테모 졸로 마이드 1. 관리 일 0-4 : <ol><li> 마우스의 총 수가 분사되도록 계산하고 스필 (16.5 ml의 TMZ을 고려하여 (예를 들어, 30 마우스 X 0.5 ml의 = 15 ml의 TMZ) 필요한 TMZ 용액의 양을 결정하고,이 부피를 1.5 mL로 추가 0.5이 곱 ). </li><li> 3 MG하여 총 부피를 곱 / ㎖ 필요 TMZ의 동결 건조 중량을 결정하기 위해서 (예 16.5 49.5 × 3 = MG TMZ). 50 ML 원뿔로이 무게. 주의 : TMZ는 흡입, 섭취, 눈, 피부 접촉 및 점막에 의해 독성. 노출의 위험을 감소에 대한 권장 사항에 대한 기관의 산업 안전 및 / 또는 환경 보건과 복지 부서에 문의하십시오. </li><li> 디메틸 설폭 시드의 양을 결정하기 위해 0.15 총 체적을 곱 (DMSO)는 (예를 들어, 16.5 X 필요0.15 = 2.475 ml의 DMSO). 필터 멸균 튜브에 0.2 μm의 필터를 통해 DMSO의 양이 (플러스 스필 오버를 고려하여 추가로 2 ml)에 살균. TMZ 분말에 멸균 DMSO의 2.475 ML을 추가합니다. </li><li> 10 ~ 15 분 동안 65 ° C에서 뜨거운 접시 위에 물을 비이커에 TMZ / DMSO 솔루션을 놓습니다. TMZ가 완전히 용해되면, 용액의 색은 담황색하게한다; 용액이 분홍색이되면 그때 TMZ이 저하되고, 새로운 TMZ 용액의 신선한 많이 준비되어야한다. </li><li> 총 부피 (0.85 X 16.5 ml의 = 14.025 ml의 생리 식염수)에 의해 0.85를 곱하여 필요한 멸균 식염수의 적절한 볼륨을 계산합니다. 50 ML 원뿔에 멸균 생리 식염수 15 ML을 추가합니다. TMZ는 DMSO, 65 ° C의 열 식염수에 용해된다. </li><li> 소용돌이 TMZ / DMSO 솔루션은 TMZ 분말이 완전히 용해 천천히 TMZ / DMSO 용액에 따뜻하게 식염수를 추가되어 있는지 확인합니다. </li><li> 즉시 준비 후, 완전히 15 X 1 ML의 투베르쿨린 syring를로드사일 설립 종양 베어링 생쥐에게 투여 TMZ 솔루션 말이지. </li><li> 다섯 TMZ 행정의 총에서 4 일 1에서이 절차를 반복합니다. </li></ol> 종양 베어링 마우스 2. 뇌 전체 조사 일 2 ~ 4 : <ol><li> X 선 조사 장치 전원을 켜고 워밍업하는 전체 전압 수 있습니다. 적절한 필터가 장소와 입력 적절한 전압 및 전류 설정 (그림 2A)에 있는지 확인합니다. 참고 : 조사부의 선량은 전압 설정 및 그리드 레이아웃 (그림 2A, B) 해당을 결정하기 위해 사전에 수립되어야한다. </li><li> 5.5 Gy의 X 선 조사 될 필요가있는 시간을 계산한다. X 선 2 Gy의 / 분의 속도로 전달되는 경우, 예를 들어, 2.75 분 후, 5.5 Gy의 총을 제공하는 것이 필요하다. 입력 적절한 지속 시간. 참고 : 표 2는 마우스 WBI는 도스 제공인간의 차 임상 등가물. 고급 교종의 맥락에서, 60 Gy를가 WBI (6 주 2 Gy의 분획 5 일 / 주) 분획 치료 임상 표준이며, 여기에 사용 된 뮤린 동등한 16.5 Gy를 (Gy의 X 3 5.5)이다. </li><li> 2 ml의 케타민과 최종 솔루션은 10 ㎎ / ㎖ 케타민 1 ㎎ / ㎖ 자일 라진 (xylazine)가되도록 1 ml의 자일 라진 (xylazine) 17 ㎖에 식염수를 첨가하여 전신 마취에 대한 케타민 / 자일 라진 (xylazine)의 새로운 솔루션을 준비합니다. </li><li> 마우스를 체중 동물은 100 ㎎ / ㎏ 및 10 ㎎ / kg 자일 라진으로 케타민 도즈를 수용하도록 체중 그램 당 복강 케타민 / 자일 라진 10 μL를 관리. 마우스는 완전히 진정과 눈에 띄게 케타민 / 자일 라진 관리의 2 분 이내에 호흡해야합니다. </li><li> 진정제 동물 안과 수분을 유지하기 위해 각각의 눈에 부드럽게 인공 눈물 연고 소량 발라. </li><li> 헤드들은 가장 높은 X 선을 수신하고 영역 내에 위치되도록 상기 그리드에 배치 진정제 생쥐긴장 (그림 2B, C). 아래로 적절하게와 목에서 방패 몸은 전신 X 선 전달 (그림 2D)를 차단하는 리드 튜브 크기. </li><li> 그리드 레이아웃에 X 선 빔의 초점을 나타내는 레이저 좌표 (0,0)이되도록 X 선 빔 아래에 위치 쥐를 놓는다. X 레이 전달을 시작합니다. </li><li> X 레이 배달이 완료되면, 따뜻한 가열 패드의 조사 장치 및 장소에서 동물을 제거합니다. 동물 흉골 드러 누움을 유지하기 위해 충분한 의식을 회복 할 때까지 의식이있는 동물과 진정 동물을 수용하지 마십시오. 동물, 흉골 드러 누움을 유지 다시 자신의 적절한 케이지에 민감한 동물을 배치 할 수 있습니다하면. </li><li> 방사선의 세 가지 분류 된 용량의 총 일 3, 4에이 절차를 반복합니다. </li></ol> 3. 형질 일 -1 : <ol><li> 둘 베코 M 500 ㎖를 50 ㎖의 소 태아 혈청 (FBS)을 첨가하여 D10 매체를 준비odified 독수리 중간 (DMEM). </li><li> 500 ml의 RPMI-1640 미디어에 5.5 ml의 L- 글루타민, 5.5 피루브산 나트륨, 5.5 ml의 비 필수 아미노산, 및 5.5 ml의 pencillin / 스트렙토 마이신 (PEN / 연쇄상 구균)을 첨가하여 T 세포 매체 (TCM)를 준비한다. 다음으로, 2- 머 캅토 에탄올 550 μL 겐타 마이신의 550 μl를 추가합니다. 마지막으로, 50 ㎖의 FBS를 추가합니다. </li><li> 수확 체외 배양 된 세포 및 HEK293T은 D10 배지에서 7.5 × 106 세포 / ml의 농도로 가져온다. </li><li> 플레이트 10 ㎖의 D10 매체 및 16 × 10cm 폴리 D 라이신 (PDL) 코팅 된 플레이트에 각각 HEK293T 세포 현탁액 1 ㎖를 추가한다. </li><li> 5 % CO 2와 37 ° C에서 밤새 품어. </li></ol> 일 0 : <ol start="6"><li> 세포를 형질 감염 전에 10 ml의 신선한 D10 최소 30 분으로 용지를 교체하십시오. </li><li> (1) + (16 + 17 = 1)에 의해 판 14.1 μg의 총 수를 곱하여 형질 전환에 필요한 플라스미드 벡터의 양은, PCL-에코 벡터 및 리포좀 형질 감염 시약을 결정벡터 플라스미드 (14.1 X 17 = 239.7 μg의), 9.9 μg의 PCL-에코 벡터 (9.9 X 17 = 168.3 μg의), 60 μL 리포좀 형질 전환 시약 (60 X 17 = 1,020 μL). 모든 시약은 솔루션을 준비하기 전에 실온에 있어야합니다. </li><li> 튜브에 두 튜브 A와 B 레이블 239.7 μg의 벡터 플라스미드 (1.5 × 17)에 168.3 μg의 PCL-에코 벡터를 추가 감소 혈청 독수리의 매체 (RS-MEM)를 수정 ML. 튜브 B에서 (1.5 × 17) ml의 RS-MEM에 1,020 μL 리포좀 형질 전환 시약을 추가합니다. </li><li> 실온에서 5 분간 별도로 및 B 부화. </li><li> (1-2 초 동안 소용돌이를 수회 반전)와 함께 부드럽게 B를 혼합하고, 지질 / DNA 복합체를 형성하기 위해 실온에서 20 분 동안 배양한다. </li><li> 10cm 접시에 HEK293T 세포에 현명한 지질 / DNA 복합체 드롭을 추가합니다. </li><li> 6 ~ 8 시간 동안 37 ° C에서 품어 또는 하룻​​밤 (24 시간을 초과하지 않음). </li><li> 6-8 시간 배양 한 후, 바이러스 생산을위한 신선한 TCM 12 ml로 매체를 교체하십시오. 이 미디어를 도금T 세포 전달에 대한 바이러스 상등액으로 2 일에 사용될 것이다. </li></ol> 4. 비장 절제술 및 T 세포의 준비 일 0 : <ol><li> 비장 수집을위한 얼음에 50 ML 원뿔 제자리에 TCM 10 ㎖를 붓고. </li><li> CO 2 질식 및 보조 잘린 동물의 적절한 수의 희생 : 찾는 동물 미국 수의학 협회 지침 (5 개 이하 동물 수 없다 당 10-30% 케이지 용적 / 분의 유속에서 CO 2 수신 케이지 호흡이 종료 될 때까지 그 후 2 분)을 동시에 희생. CO 2 챔버에서 동물을 제거하고 목을 벨. 참고 : 약 4.5-5 × 10 7 비장 세포를 얻을 것입니다 6-12 주 된 여성 C57BL / 6 마우스의 비장 한. 여기, 4 비장는 약 200 × 10 6 세포를 수확한다. </li><li> 오른쪽면이 위를 향하도록 마우스를 마련하고,70 % 에탄올로 스프레이. 집게로, 왼쪽 갈비뼈 아래에 피부의 얇은 배를 잡고 가위로 약간의 절개를 잘라. 껍질은 다시 피부는 조심스럽게 집게로 복막의 얇은 배를 잡아, 작은 구멍을 잘라. </li><li> 비장은 평평 콩과 유사한 작은, 연장, 어두운 붉은 기관이다; 섬세 주변의 결합 조직을 멀리 절단 집게와 소비세와 비장을 잡아. 얼음에 TCM 10 ㎖를 포함하는 원추형으로 절제 비장를 놓습니다. </li><li> 메쉬 70 μm의 셀 스트레이너 비장 위에 붓고, 단일 세포 현탁액을 생성하기 위해 5 ㎖ 주사기의 내부 무딘 단부들을 분해하여 당화. 두 비장의 최대 메쉬 스트레이너별로 세분화되어야한다. </li><li> 주의 깊게 남아있는 비장 세포를 수집 세분화를 다음 여과기를 씻어 TCM의 작은 볼륨을 사용합니다. 단일 세포 현탁액 내로 모든 분해 된 비장을 풀. 하나의 세척을위한 TCM와 50ml로 최종 볼륨을 가져와10 분 동안 300 XG에 스핀 거라고. </li><li> 5 ml의 10 배 용해 완충액 45 ㎖의 멸균 수를 첨가하여 용해 1X 버퍼 용액을 준비한다. 부드럽게 피펫 팅 아래로 잘 혼합 적혈구, 50 ML 원뿔의 비장 당 1 배 용해 버퍼 5 ㎖에 재현 탁 펠렛을 제거합니다. 5 비장를 초과하는 경우, 250 ml의 원심 분리기 튜브를 사용합니다. 5 분 37 ° C의 물을 욕조에 원추형 또는 원심 분리기 튜브를 놓습니다. </li><li> 수조에서 용해 반응을 제거하고 1 TCM을 추가 반응을 중화 용해 버퍼와 1의 비율. 10 분 동안 300 XG에서 회전시켜 세척 할 것. </li><li> 로 pipetting 아래로 TCM에서 기음 뜨는 완벽하게 재현 탁 펠렛 (2 ㎖ / 비장, 4 비장 8 ml의 총). </li><li> 190 ㎕의 트리 판 블루 (1시 20분 희석)으로 세포 현탁액 10 μL를 첨가하여 세포를 카운트. 총 세포 수를 얻기 위해 20 X 10 X 4 전량 (8 ㎖)에 의해 리딩 된 네 개의 사각형 중 하나에서 얻은 수를 곱 (예를 들어, 셀 (125) × 20 × 104 </s최대&gt; × 8 ml의 = 200 × 10 6 비장 세포). </li><li> 2 ㎍ / ml의 콘 카나 발린 A (ConA에) 및 50 IU / ml의 재조합 인간 인터루킨 -2 (rhIL-2)가 보충 된 TCM에서 2 × 106 세포 / ml의 농도로 세포를 희석. 따라서, 200 × 10 6 비장 세포에 대해, 8 ml의 세포, 200 μg의 ConA에, 5,000 IU rhIL-2 92 ml의 미디어를 추가 할 수 있습니다. </li><li> 4 × 106 세포를 각 웰이되도록 24 웰 조직 배양 처리 된 플레이트의 각 웰에 2 ㎖의 세포를 추가 (예를 들면, 셀은 약 100 ㎖ (4) 판을 필요로한다). </li><li> 5 % CO 2와 37 ° C에서 밤새 품어. </li></ol> 5. 형질 도입 1 일 : <ol><li> 비 - 조직 배양의 수는 (2)에 의해 수확 된 비장의 수 (8 판이 4 비장에 필요한) 곱하여 전달에 필요한 24- 웰 플레이트를 계산하는 처리. </li><li> 다음에, 재조합 인간 피브로넥틴 프래그먼트 (RHFF) 용액의 필요한 부피를 계산곱하여 코트 판에 필요한 (우물의 총 수 + 3) 0.5 ml의 X (8 판을 X 24 우물 = 192 + 3 = 195) 0.5 ml의 = 97.5 ml의 X. </li><li> 25 μg의 (= 97.5 × 25 μg의 2437.5)에 의해 총 부피를 곱하여 25 ㎍ / ml의 농도로 함유 RHFF 97.5 ml의 포스페이트 완충 식염수 (PBS)를 준비한다. 97.5 ml의 PBS에 RHFF이 금액을 추가합니다. </li><li> 코트 비 - 조직 배양은 웰 당 0.5 ml의 PBS / RHFF 용액을 첨가하여 24- 웰 플레이트를 처리 하였다. </li><li> 4 ℃에서 밤새 품어. </li></ol> 제 2 일 : <ol start="6"><li> 비 조직 배양에서 PBS / RHFF 솔루션을 덤프 24 웰 플레이트를 처리 하였다. </li><li> PBS로 1 ㎖ / 웰 2 % 소 혈청 알부민 (BSA)를 첨가하고, 30 분 동안 실온에서 배양한다. </li><li> 단단히 판을 upending에 의해 BSA를 제거합니다. 2 ml의 PBS를 추가하여 씻으십시오. </li><li> 250 ml의 원심 분리기 튜브에 각 HEK293T PDL 판에서 미디어를 전송하여 바이러스 상층 액을 수집하고 500 x g에서 10 분 스핀. </li><li> 조심스럽게 바이러스 SU를 전송확실히 형성 할 수있는 세포 펠렛을 방해하지되고, 신선한 250 ml의 원심 분리기 튜브에 pernatant. </li><li> 최종 볼륨이 RHFF 코팅 우물에 필요한 양보다 3 ㎖ 이상이되도록 바이러스 상층 액에 신선한 TCM을 추가합니다. 예를 들어, 192 RHFF 코팅 우물 192 + 3 = 195 ㎖를 가하여 바이러스 상청액의 부피를 가져온다. </li><li> 각 3 회에서 잘 - 부드럽게 피펫 아래 (2)에 의해 보육과에 resuspend에서 배양 된 비장 세포를 제거합니다. 250 ML 원뿔로 전송합니다. 이 단계를 신속하게 도움이 될 것입니다 전송하기 전에 멸균 용기를 사용하여 멀티 채널 피펫을 사용하는 경우. 앞서 10 분 동안 300 XG에 설명 스핀을 계산합니다. </li><li> rhIL-2를 추가 바이러스 상등액 50 IU / ㎖의 농도로. 예를 들어, 추가 50 X 195 = 9,750 IU 바이러스 상층 액의 195 ML-2 rhIL. </li><li> 1 × 106 세포 / ml의 바이러스 상등액에서 비장 세포를 재현 탁 </li><li> RHFF 코팅 된 24 웰 플레이트에 / 잘 비장 세포 현탁액 1 ML을 추가합니다. </li><li>다음 설정에 따라 90 분 동안 스핀 : 770 XG, 가속도 = 4, 브레이크 / 감속 = 0, 32 ° C. </li><li> 50 IU / ml의 rhIL-2와 TCM 솔루션을 준비합니다. 예를 들어, 10,000 IU rhIL-2를 첨가하여 200 TCM 용액을 조제. 원심 분리 후 각 웰에 rhIL-2 / TCM의 1 ML을 추가합니다. </li><li> 5 % CO 2 37 ° C에서 하룻밤 문화. </li></ol> 6. CAR T 세포 배양 및 수확 3 일 및 4 : <ol><li> T 세포는&gt; 80 %를 달성 합류하면, 세포 (이것은 일반적으로 제 3 일 또는 4 일에 의해 발생) 분할 될 수있다. 세포 분열, 부드럽게 피펫과 각 웰 2 ~ 3 회에서 아래로, 그리고 신선한 24 잘 조직 문화 처리 플레이트의 새로운 우물에 각 우물에서 1 mL로 이동합니다. 그런 다음, 최종 부피가 모든 웰에 2 ml의 것을 각 웰 등 50 IU / ㎖의 IL-2와 신선한 TCM 1 ㎖를 추가합니다. </li><li> 세포는&gt; 80 % 합류점에 도달하지 않으면 서서히 각각의 상부로부터 용지 1 ㎖를 피펫 팅하여 잘 절반 미디어 변경을 수행한다. D 피미디어를 제거하는 동안 바닥에 정착 세포를 isturbing. rhIL-2 ml의 50 IU /를 포함 신선한 TCM의 1 ML을 추가합니다. </li></ol> 제 5 일 : <ol start="3"><li> 250 ML의 원심 분리 관에 재현 탁 CAR T의 부드럽게 피펫 팅하여 세포와 잘 각각 아래로 3 회 및 전송. 10 분 동안 300 XG에서 세포를 스핀. </li><li> 펠렛을 방해하지 않고 완전히 흡인 상층 액. 두 번째로 전술 한 바와 같이 세포를 계산하고, PBS로 세척, PBS로 한번 세척 할 것. 전형적인 CAR의 T 세포 수율은 웰 당 약 1 × 106 세포 (8 X 24 웰 플레이트 = 192 × 106 CAR의 T 세포)이다. </li><li> 200 μg의 부피에 1 × 107의 주입을위한 5 × 107 / ㎖의 농도로 PBS에 재현 탁 된 세포 (예를 들면, 192 × 106 CAR의 T 세포에 대해, 재현 탁 3.84 ml의 PBS로 펠렛을 세척 하였다). </li></ol> 담암 마우스 7. CAR T 세포 관리 제 5 일 : <ol><li> 견인정맥 주사에​​ 대한 동물 시설에 얼음 RT 세포. 로드 (27)와 인슐린 주사기에 500 ~ 1,000 μL - 모든 거품이 추방되는 것을 보장 31 G 바늘. </li><li> 꼬리의 기지에 마우스를 잡고 튜브 제한 수단에 배치합니다. </li><li> 정맥이 위를 향하도록 팽팽 꼬리를 당기고는 꼬리 정맥에 평행 한 삽입하여 정맥에 바늘을 피부 아래 약 1-2mm 활공. 천천히 정맥에 200 μl를 추방. 바늘이 정확 정맥 내로 삽입되는 경우, 부피가 쉽게 유입 될 것이다; 그렇지 않으면 저항이되며 바늘 테일에서 제거하고 올바르게 다시 삽입해야한다. </li></ol>

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</ol>

저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.

여기에 설명 된 처리 타임 라인은 치료의 임상 표준 모델 및 차량 대체 요법에 대한 효과를 활용하도록 설계되었습니다. CAR T 세포의 투여 량, TMZ 요법 및 방사선 요법 투여는 생체 내에서 T 세포 활성, lymphodepletion, 및 종양 사멸에 강화하도록 변형 될 수있다. TMZ 섭생 호스트 myeloablation 적응 적 전송 및 셀 (30)의 증가 된 팽창을 수득 증가 될 수있다. 따라서 SOC의 암세포 살상 특성을 우회, - (6 Gy를 4) 단일 분수 전신 방사선 조사 (TBI) 또한, TMZ의 lymphodepletive 효과는 저용량에 의해 효과적으로 요약 할 수있다. 여기에 도포 된 방사선 요법의 60 Gy의 생물학적 등가 용량을 모방; 그러나, 분획 및 소수 투여 량의 수는 다른 임상 투여 (표 2)을 모방하기 위해 조정될 수있다. 중요한 것은,이 모델의 SOC는 외부 빔 방사선 종양 및 MA에 국소 적으로 전달하기보...

교 아세포종 (GBM)은 가장 흔한 원발성 뇌종양이며 늘 치명적이다. 치료 화학 요법과 방사선 치료의 비 특정 표준과 함께 수술 적 절제에는이 병 1 명 적은 15 개월 실력 예후 결과, 악성 세포를 제거 할 수 없습니다. 대조적으로, 면역 요법은 특히 종양 세포를 표적으로하는 정확한 방법을 제공하고, 이에 부수적 인 독성 2-4의 위험 감소와 매우 효과적인 치료 플랫폼 역할을 할 가능성이있다. T 세포 항원 수용체 키메라 (자동차), 종양 면역을위한 다용도 전략을 제공 표현을 생체 공학적. 자동차 복잡한 전장 주요 조직 적합성 대신, 하나 이상의 세포 내 T 세포 신호 전달 분자 (들)과 항체의 세포 외 가변 영역을 융합시킴으로써 생성된다 (MHC)는 T 세포 수용체 5 -restricted. 항체와 같은 항원 인식 및 시상식이 모드반응성 항원 - 특이 T 세포는 MHC 인식의 부재하에 종양 항원에 반응 사실상 무한 항원 레퍼토리를 위해 적응 될 수있는 데에 대해 허용. 종양 항원에 대해 다양한 설계 CAR의 T 세포 병원 6-9 전임상 효능과 우수한 가능성을 보여 주었다. 구체적으로는, GBM의 맥락에서, CAR T 세포 플랫폼 타겟팅 표피 성장 인자 수용체 변이체 III (EGFRvIII)는, 종양 특이적인 변이는 세포 표면 (10) 상에 표현 된 신경 교종 - 함유 마우스 (11)의 생존 기간을 연장시키는 것으로보고되었다. 그 다양성에도 불구하고, CAR 대체 요법의 임상 적 이점은 완전히 인해 종양 - 관련 면역 억제 및 면역 회피 12-16뿐만 아니라 생체 내 (in vivo)에서 확립하는 항원 - 특이 T 세포를 유지하는 문제에 대한 부분적으로 실현되지 않았다. 면역 요법으로 치료 (SOC)의 표준을 활용하여 잠재적으로 이러한 리터의 몇 가지 극복 할 수있다모방, 모두 전임상 및 임상 설정에서 강화 된 효능의 결과. 후 절제 GBM에 대한 SOC는 고용량 테모 졸로 마이드 (TMZ), DNA 알킬화제 (17), 및 뇌 전체 조사 (WBI)로 구성 1. 이러한 치료는 종양 MHC 발현 18 ~ 20의 상향 조절과 죽은 종양 세포 17,19,21,22에 의해 항원의 흘림을 통해 종양 백신과 시너지 효과로 추정된다. 실제로, 임상 설정에서 면역 기반 치료의 향상된 항 종양 효능에 TMZ 20,23 또는 WBI 18,24 리드의 추가. 또한, 많은 비 특정 세포 독성 화학 요법처럼, TMZ는 대체 요법 플랫폼 27 ~ 29에 대한 호스트 조절의 수단으로 활용할 수있는 전신 림프구의 (25), (26)을 유발하는 것으로 알려져있다. TMZ 매개 lymphodepletion는 ADOP 효능의 증가로 이어지는, 항원 특이 적 T 세포의 주파수 및 기능을 향상시키는 것으로 밝혀졌다두개 내 종양 (30)에 대하여적인 치료 플랫폼입니다. CAR 요법의 맥락에서 lymphodepletion 모두 그러므로 항 종양 활성 11,34 향상 내인성 억제 T 세포 (31)의 수를 줄이고, 사이토 카인 (33)에 대해 감소 된 경쟁을 통해 항상성 확산 (32)을 유도함으로써 호스트 컨디셔닝 수단을 구성한다. SOC의 맥락에서 새로운 입양 치료 및 백신 플랫폼을 평가하는 효능에 대한 의미있는 결론을 도출 중요하다, GBM의 SOC 및 면역 요법 플랫폼 간의 상승 작용을 감안할 때. 이 프로토콜에서는 EGFRvIII 양성 두개 내 종양 (처리 타임 라인에 대한도 1 참조) 마우스에서 TMZ 베어링과 함께 WBI 뮤린 EGFRvIII CAR에 특이 T 세포의 생성 및 정맥 내 투여를위한 방법을 설명합니다. 간략하게, CAR T 세포가 레트로 바이러스 형질 도입에 의해 생체 외에서 이루어진다. 인간 배아 신장 (HEK) 293T 세포를 수확 및 병렬에서 배양되어 활성화 된 쥐의 비장 세포를 형질 도입하는 데 사용되는 바이러스를 생산하는 (CAR 벡터 및 PCL-에코 플라스미드를 포함) DNA / 지질 복합체를 이용하여 형질 전환된다. CAR 생성하는 과정에서 EGFRvIII 양성 두개 내 종양을 갖는 쥐의 호스트는 임상 SOC에 비해 용량으로 분류 된 전체 뇌의 X 선 조사 및 전신 TMZ 치료를 투여한다. CAR T 세포는 lymphodepleted 호스트로 정맥 내 전달된다. 다음 절차에 따라 7 개의 별개의 단계로 설명되어 담암, 담암 마우스의 (2) 전뇌 조사, 마우스, (3) 형질 감염 테모 졸로 마이드 (1) 관리, (4) 비장 절제술 및 T 세포의 제조, (5 종양 베어링 마우스에 (6) 자동차 T 세포 배양 및 수확하고, (7) 자동차 T 세포 관리) 형질 도입,. 이 단계 6-7 일에 걸쳐 동시에 수행되는 여러 단계로 구성되어 있습니다.

<table><tbody><tr><td>pCL-Eco 레트로바이러스 패키징 벡터</td><td>Imgenex</td><td>10045P</td><td>CAR 레트로바이러스 생성을 위한 도우미 벡터</td></tr><tr><td>Concanavalin A</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C2010</td><td>T 세포 증식 및 바이러스 전달을 유도하는 비특이적 미토겐</td></tr><tr><td>Retronectin</td><td>ClonTech/Takara</td><td>T100B</td><td>T 세포의 레트로바이러스 형질도입</td></tr><tr><td>촉진 Lipofectamine 2000</td><td>Life Technologies</td><td>11668-019</td><td>형질주입 시약</td></tr><tr><td>DMEM, 고포도당, 피루브산</td><td>Life technologies</td><td>11995-065</td><td>HEK293 배양 매체</td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Life Technologies</td><td>11875-093</td><td>T 세포 배양 매체</td></tr><tr><td>Opti-MEM I 환원 혈청 Medium</td><td>Life Technologies</td><td>11058-021</td><td>형질주입 배지</td></tr><tr><td>200 mM L-글루타민</td><td>Life Technologies</td><td>25030-081</td><td>T 세포 배양 배지 보충제</td></tr><tr><td>100 mM 나트륨 피루브산</td><td>Life technologies</td><td>11360-070</td><td>T 세포 배양 배지 보충제</td></tr><tr><td>100X MEM 비필수 아미노산 용액</td><td>Life technologies</td><td>11140-050</td><td>T 세포 배양 배지 보충제</td></tr><tr><td>55 mM 2-Mercaptoethanol</td><td>Life technologies</td><td>21985-023</td><td>자유 라디칼을 제거하는 환원제</td></tr><tr><td>페니실린-스트렙토마이신(10,000 </td><td>생명 기술</td><td>15140-122</td><td>T 세포 배양 매체 보충제</td></tr><tr><td>겐타마이신 (50 mg/ml)</td><td>생명 과학 기술</td><td>15750-060</td><td>T 세포 배양 매체 보충제</td></tr><tr><td>GemCell 미국 기원 태아 소 혈청</td><td>제미니 바이오 제품</td><td>100-500</td><td>in vitro 세포 성장을 위한 성장 인자 및 영양소 제공</td></tr><tr><td>소 혈청 알부민 (BSA), 분획 V&ndash; 표준 등급</td><td>Gemini Bio Products</td><td>700-100P</td><td>레트로넥틴 코팅된 플레이트에 레트로바이러스의 비특이적 결합</td></tr><tr><td>차단 Pharm Lyse (10x concentrate)</td><td>BD Biosciences</td><td>555899</td><td>비장 세포 처리 중 적혈구 용해</td></tr><tr><td>70 &mu; m 멸균 세포 스트레이너</td><td>Corning</td><td>352350</td> 비<td>장 세포 처리 중 큰 조직 입자를 걸러냅니다</td></tr><tr><td>Poly-D-Lysine Corning 356469가 함유 된 100mm BioCoat 배양 접시</td><td></td><td></td><td>HEK293 세포 접착을 촉진하여 transfection</td></tr><tr> 후 증식을 극대화합니다 <td colspan ="4">[header]</td></tr> <tr><td>Temozolomide</td><td>Best Pharmatech</td><td>N / A</td><td>동결 건조 분말은 투여 당일에 준비됩니다.</td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfoxide</td><td>Sigma Life Sciences</td><td>D2650</td><td>테모졸로마이드</td></tr><tr><td>식염수</td><td>Hospira</td><td>IM 0132 (5/04)</td><td>테모졸로마이드 및 케타민/자일라진용 용매</td></tr><tr><td>Ketathesia HCl</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>11695-0701-1</td><td>케타민 용액</td></tr><tr><td>AnaSed</td><td>Lloyd Inc</td><td>N/A</td><td>자일라진 멸균 용액 100 mg/ml</td></tr></tbody></table>

배려의 아교 모세포종 표준의 맥락에서 입양 치료에 대한 자동차 t 세포의 생성

Generation of CAR T Cells for Adoptive Therapy in the Context of Glioblastoma Standard of Care

Adoptive T cell immunotherapy는 악성 신경교종을 특이적으로 표적으로 삼고 제거하기 위한 유망한 전략을 제공합니다. T 세포는 신경교종 항원(CAR T 세포)에 특이적인 키메라 항원 수용체를 발현하도록 체외에서 조작할 수 있습니다. 양적으로 전달된 CAR T 세포의 확장과 기능은 표준 치료 화학 요법 및 방사선 요법의 림프구 정지 및 종양 제거 효과에 의해 강화될 수 있습니다. 신경교종 특이적 항원인 EGFRvIII를 표적으로 하는 CAR T 세포를 생성하고, 교모세포종 표준 치료의 쥐 모델과 결합할 때 그 효능을 평가하는 방법을 설명합니다. T 세포는 anti-EGFRvIII CAR 유전자를 포함하는 레트로바이러스 벡터로 transduction하여 조작됩니다. 종양을 가진 동물은 테모졸로마이드(temozolomide) 과정과 전뇌 방사선 조사에 의해 숙주 조건화(host conditioning)를 받으며, 이는 임상적 치료 표준을 모델링하기 위해 고안된 선량 요법입니다. 그런 다음 CAR T 세포는 프라이밍된 숙주에 정맥 주사로 전달됩니다. 이 방법은 표준 치료의 맥락에서 CAR T 세포의 항종양 효능을 평가하는 데 사용할 수 있습니다.

CAR T 세포 EGFRvIII CAR의 레트로 바이러스 벡터와 함께 형질 도입 (11)에 의해 생성된다. 이 벡터, MSGV1는 쥐의 줄기 세포 바이러스 (MSCV) 긴 터미널 반복, 확장 개그 지역 및 봉투 스플 라이스 사이트가 포함 된 SFGtcLuc_ITE4 벡터 (35)에서 개발 (스플 라이스 기증자, SD, 그리고 수용체 스플 라이스, SA), 바이러스 성되었다 포장 신호 (ψ). 쥐 CD8TM와 탠덤에서 인간의 안티 EGFRvIII 단일 체인 변수 단편 (scFv를) 139를 포함 EGFRvIII 자동차, CD28, 4-1BB 및 CD3ζ 세포 내 영역이, 하류 레트로 바이러스 벡터 NcoI 부위에 클로닝 하였다 (그림 3) . 형질 도입 후, CAR T 세포는 정량화 될 수 있으며, 유세포 phenotyped. EGFRvIII CAR T 세포 (SA / PE) 스트렙 타비 딘 - 피코 에리 트...

화학요법 및 방사선 표준 치료의 림프구 정지 및 면역 조절 효과를 활용하여 T 세포 면역 요법의 항종양 효능을 향상시킬 수 있습니다. EGFRvIII 특이적 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포를 생성하고 교모세포종 표준 치료의 맥락에서 투여하는 방법을 설명합니다.

배려의 아교 모세포종 표준의 맥락에서 입양 치료에 대한 자동차 T 세포의 생성

Adoptive T cell immunotherapy offers a promising strategy for specifically targeting and eliminating malignant gliomas. T cells can be engineered ex vivo ...

이 절차의 전반적인 목표는 유전적으로 변형된 키메라 항원 수용체(chimeric antigen receptor) 마우스 T 세포를 생성하고, 표준 치료법의 관점에서 이들의 효능을 평가하는 것입니다. 고등급 신경교종의 경우, 먼저 마우스에 표준 치료법인 전뇌 방사선 조사와 테모졸로마이드(temozolomide) 투여를 시작함으로써 이를 수행합니다. 그다음 CAR 벡터를 발현하는 레트로바이러스를 생성한 후, 마우스 T 세포를 해당 CAR 레트로바이러스로 형질전환합니다.마지막으로, 표준 치료를 받은 마우스에 CAR T 세포를 투여하며, 최종적으로 전뇌 방사선 조사 및 테모졸로마이드와 병용하여 CAR T 세포를 투여합니다. 이러한 투여는 표준 치료를 통한 숙주 전처리가 입양 T 세포 플랫폼의 효능을 향상시키는지 테스트하기 위해 수행됩니다. 이 방법은 고등급 신경교종의 표준 치료 상황에서 새로운 면역요법의 항종양 효능과 같은 뇌종양 면역치료 분야의 핵심 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다.이 방법은 고등급 신경교종에 대한 유전자 변형 mi 및 T-세포의 효능에 대한 통찰을 제공할 수 있습니다. 또한 흑색종, 폐암 및 기타 뇌 전이 종양 모델에 대한 T-세포 치료 평가와 같은 다른 시스템에도 적용될 수 있습니다. 일반적으로 이 방법이 처음인 연구자는 이 절차가 여러 단계를 병렬적으로 수행해야 하므로 어려움을 겪을 수 있습니다.따라서 작업의 계획과 조직화가 매우 중요합니다. 실험 절차의 시연은 저희 실험실의 유능한 대학원생인 Catherine Uni와 Carter s Deva가 맡겠습니다. DMSO 내에 temozolomide(TMZ)를 3 mg/mL 농도로 조제한 후, 해당 용액이 담긴 비커를 65 °C로 설정된 핫플레이트 위의 수조에 넣고 10~15분 동안 유지합니다.TMZ가 완전히 용해되면 용액은 옅은 노란색을 띠어야 합니다. 1mL 시린지 15개에 TMZ 용액을 가득 채웁니다. TMZ가 용액에서 침전되지 않도록 조제 후 90분 이내에 투여해야 합니다. X선 조사기의 전원을 켜고 예열시키며, 적절한 필터가 장착되어 있는지 확인하고 정확한 전압 및 전류 설정을 입력하십시오.텍스트 프로토콜에 따라 마우스가 진정되면, 진정된 마우스를 x-ray 강도가 가장 높은 영역에 머리가 위치하도록 그리드 위에 놓습니다. 전신 x-ray 조사를 차단하기 위해 목 아래부터 몸통 부분을 납 튜브로 가립니다. x-ray 조사가 완료되면 마우스를 x-ray 장치 내부에서 꺼냅니다.동물을 조사기에서 꺼냅니다. 동물이 충분히 의식을 회복하고 복와위 자세를 유지하면 적절한 케이지에 다시 넣습니다. 텍스트 프로토콜에 따라 D 10 배지를 준비하고 HEC 2 93 T 세포를 수확한 후, 10 mL의 D 10 배지가 들어 있는 16개의 10 cm poly L lysine 코팅 플레이트에 7.5 × 10⁶ cells/mL 농도의 세포 현탁액 1 mL씩을 각각 첨가하고 다음 날까지 하룻밤 동안 배양합니다.텍스트 프로토콜에 설명된 대로 CAR 플라스미드와 transfection 시약을 준비한 후, 지질-DNA 복합체를 HEK 293 T세포에 한 방울씩 첨가하고 6~8시간 동안 배양합니다. 그런 다음 배지를 12 mL의 신선한 T세포 배지(TCM)로 교체합니다. 다음으로, 비장을 70 µm 메쉬 셀 스트레이너 위에 붓고 5 mL 시린지의 뭉툭한 끝부분을 이용해 분쇄하여 단일 세포 현탁액을 생성합니다.신선한 TCM 풀을 준비한 후, TCM이 담긴 50 milliliter 원심분리관(conical tube) 내의 분리된 비장을 펠렛화합니다. 각 비장당 5 milliliter의 1x lysis buffer를 사용하여 세포를 재현탁하고, 파이펫으로 부드럽게 상하 혼합하여 적혈구를 제거합니다. 세포 현탁액을 37 °C 워터배스에 5분 동안 둡니다. 워터배스에서 lysis 반응액을 꺼낸 뒤, 반응을 중화시키기 위해 lysis buffer와 1:1 비율로 TCM을 추가하고 300 Gs에서 10분간 원심분리하여 세척합니다.상층액을 흡입한 후, 비장 하나당 2 mL의 TCM을 사용하여 펠릿을 재부유시킵니다. 세포 수를 측정하기 위해 세포 현탁액 10 µL를 190 µL의 tripan blue에 추가합니다. 총 세포 수가 계산되면, 2 µg/mL의 con A와 50 IU/mL의 recombinant human interleukin 2가 첨가된 TCM을 사용하여 세포 농도를 2 × 10⁶ cells/mL로 희석합니다. 비장 적출 다음 날, 24웰 처리 조직 배양 플레이트의 각 웰에 2 mL 또는 4 × 10⁶ cells를 넣고 37 °C, 5% CO₂ 조건에서 하룻밤 동안 배양합니다.25 µg/mL의 재조합 인간 피브로넥틴 단편(RHFF)이 포함된 PBS를 준비합니다. 다음 날, 조직 배양 처리를 하지 않은 24-웰 플레이트의 각 웰에 해당 용액 0.5 mL를 넣어 코팅합니다. 웰에서 용액을 제거하고, 2% BSA가 포함된 PBS 1 mL를 웰당 첨가하여 상온에서 30분 동안 배양합니다.그런 다음 플레이트를 단단히 뒤집어 BSA를 제거하고, 세척을 위해 2 mL의 PBS를 추가합니다. HEC 2 93 T 세포로부터 바이러스 상층액을 수집한 후, RHFF가 코팅된 웰의 수와 동일한 밀리리터 수에 3 mL를 추가한 최종 부피의 신선한 TCM을 넣습니다. 배양 중인 비장 세포를 인큐베이터에서 꺼내어 각 웰에서 2~3회 부드럽게 파이펫팅하여 재현탁합니다.세포 현탁액을 50 mL 원뿔형 튜브로 옮깁니다. 다음으로, 바이러스 상청액을 사용하여 세포를 1×10⁶ cells/mL 농도로 재현탁합니다. 그런 다음 RHFF가 코팅된 플레이트의 각 웰에 현탁액을 웰당 1 mL씩 첨가합니다.이제 플레이트를 32 °C에서 90분 동안 770 ×g로 원심 분리하며, 이때 가속도는 4, 브레이크 설정은 0으로 맞춥니다. TCM에 재조합 인간 IL-2를 50 IU/mL 농도로 준비합니다. 원심 분리가 끝나면 각 웰에 배지 1 mL를 넣고 하룻밤 동안 배양합니다.T 세포의 밀도가 80% 이상이 되면, 각 웰에서 피펫팅을 2~3회 조심스럽게 반복하여 세포를 분할합니다. 그런 다음, 각 웰에서 1 mL를 취해 조직 배양 처리된 새 24웰 플레이트의 웰로 옮깁니다. 각 웰에 50 international units per milliliter의 IL two가 포함된 신선한 TCM 1 mL를 첨가합니다. 세포 밀도가 80%에 도달하지 않은 경우에는 각 웰의 상층액에서 배지 1 mL를 천천히 피펫팅하여 제거하고, 50 international units per milliliter의 재조합 인간 IL two가 포함된 신선한 TCM 1 mL로 교체하여 배지의 절반을 갈아줍니다. 각 웰에서 3회 조심스럽게 피펫팅하여 CAR T 세포를 재현탁한 후, 250 milliliter 원심분리 튜브로 옮깁니다.세포를 300 g에서 10분 동안 원심분리합니다. 다음으로, 펠렛이 흐트러지지 않도록 주의하며 상층액을 완전히 흡입하여 제거합니다. PBS를 사용하여 세포를 세척한 후, 두 번째 세척을 하기 전에 세포 수를 측정합니다.전형적인 CAR T 세포 수율은 PBS 재현탁 시 웰당 약 1 × 10⁶ cells입니다. 종양 이식 마우스에 주입하기 위해 세포를 1 mL당 5 × 10⁷의 농도로 현탁하고, 200 µL 부피에 1 × 10⁷ cells가 포함되도록 조절합니다. 27-31 gauge 바늘을 사용하여 인슐린 주사기에 500-1000 µL를 충전하고, 모든 기포가 제거되었는지 확인합니다. CAR T 세포는 rine stem cell virus 또는 MSCV long terminal repeats를 포함하는 E GFR V three CAR 레트로바이러스 벡터로 형질전환하여 생성하였습니다.확장된 gag 영역, envelope 스플라이싱 부위 및 바이러스 패키징 신호. 인간 anti-EG FRV three 단일 사슬 가변 단편(single chain variable fragment) 1 39를 포함하는 EG FFR V three CAR는 murine CD8 tm, CD28 4 1 BBB 및 CD3 zeta 세포 내 영역과 직렬로 레트로바이러스 벡터에 클로닝되었습니다. 형질전환 후, EG FFR V three CAR T 세포는 streptavidin이 접합된 biotinylated EG FFR V three 유래 멀티머와 anti-CD3 FITC로 구성된 2색 패널을 이용한 유세포 분석을 통해 정량화 및 표현형 분석이 가능합니다. 본 영상에서 설명하는 프로토콜을 사용하면, CD3 양성 murine T 세포의 55~70%에서 CAR 발현이 통상적으로 관찰됩니다.본 예시에서와 같이, 두 가지 색상의 CAR 패널에 다른 형광 표지 항체를 추가하여 CAR T 세포의 표현형을 추가로 분석할 수 있습니다. CD8 및 CD4 염색 결과, 형질전환된 CAR 세포의 70%는 CD8 양성 T 세포이며, 20%는 CD4 양성 T 세포임을 보여줍니다. 숙련된 경우, 이 기술은 적절히 수행된다면 1주일의 기간 동안 12시간 내에 완료될 수 있습니다. 본 절차 이후, 추가적인 의문점을 해결하기 위해 ELISA, ELISpot 또는 세포내 사이토카인 염색과 같은 다른 방법들을 수행할 수 있습니다.예를 들어, 키메라 항원 수용체가 도입된 T 세포가 항원 인식에 기능적으로 반응하는지, 그리고 그 기능이 항원 특이적인지 확인하십시오. 레트로바이러스, 테모졸로마이드 및 X선 조사를 이용한 작업은 매우 위험할 수 있으며, BSL 2 조건 하의 작업, 개인 보호 장구 착용, 지정된 구역 내 실험 수행, 동물 취급을 위한 적절한 교육 이수와 같은 주의 사항이 필요함을 잊지 마십시오.또한 이러한 절차를 수행할 때는 항상 X선 장비 사용 주의 사항을 준수해야 합니다.

generation-car-t-cells-for-adoptive-therapy-context-glioblastoma

Research

연구

JoVE Journal

Immunology and Infection

면역학 및 감염학

이 비디오는 종양 항원 특이적 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포의 생체 외 생성 기술을 보여줍니다. 형질전환 RNA를 운반하는 레트로바이러스 벡터는 인터루킨-2가 보충된 배지에서 비장 세포와 혼합되어 T 세포의 생존과 증식을 촉진합니다. 그런 다음 혼합물을 재조합 인간 피브로넥틴 단편으로 코팅된 플레이트로 옮기고 원심분리하여 바이러스와 세포의 융합을 촉진함으로써 RNA가 숙주 게놈에 통합되고 종양 항원을 표적으로 하는 표면 결합 CAR을 생산할 수 있도록 합니다.

종양 특이적 키메라 항원 수용체 T 세포를 생성하기 위한 생체 외 기술

재발 성 아교 모세포종의 치료에 사용되는 신규 한 방법을 설명한다. 이러한 치료 방법은 베바 시주 맙은 현재 FDA는 단일 요법으로 승인 대상 에이전트와 조합 TTF 요법으로 알려진 전기 종양 필드 (TTFields)을 치료를 교대로의 적용을 사용한다.

재발 성 아교 모세포종의 치료를 위해 베바 시주 맙과 조합하여 필드 요법 치료 종양

여기, 선물이 orthotopic 인간의 기본 뇌 종양을 들고 immunodeficient 마우스에 준비 및 수용자 인간 림프 톨의 stereotaxic 관리에 대 한 프로토콜. 이 연구는 타당성과 세포 immunotherapies intrabrain 전달의 antitumor 효능에 대 한-의 증거-개념을 제공합니다.

정위 적 입양 전송 Orthotopic 인간 세포종 님 Xenografts Murine 모델에서 세포 독성 면역 세포의

여기, 우리가 현재 생산과 retroviral 변환 및 또는 lymphodepleting 없이 BALB/c 마우스에서 설립된 syngeneic A20 B-세포 림프 종에 대 한 치료로 활용 하 여 murine CD19 차 T 세포의 전 임상 시험에 대 한 프로토콜 미리 컨디셔닝.

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여기, 생체 외에서 공동 문화 메서드를 재귀적으로 도전 종양 표적으로 T 세포, antitumor T 세포 활동의 phenotypic 및 기능 분석에 대 한 수 있습니다 설명 합니다.

체 외 종양 세포 Rechallenge 공상 항 원 수용 체 T 세포 Antitumor 기능 예측 평가

우리는 안정적으로 키메라 항원 수용체 (CAR) T 세포를 생성하고 시험관 내 및 생체 내에서 그들의 분화 및 기능을 테스트하는 접근 방식을 설명합니다.

입양 면역 요법을 위한 키메라 항원 수용체 (CAR) T 세포 제조

중추신경계(CNS) 종양은 소아 암 관련 사망의 주요 원인이며, 임상 시험에서 환자를 대상으로 하는 국소 면역 기반 요법이 점점 더 많이 테스트되고 있습니다. 이 프로토콜은 CNS 종양을 표적으로 하는 면역요법 주입의 전임상 평가를 위해 마우스에서 국소 캐뉼라 이식 방법을 설명합니다.

마우스에서 연속 국소 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포 주입을 위한 두개내 캐뉼라 이식

이 프로토콜은 레트로바이러스 벡터 생산과 쥐 T 세포 transduction을 간소화하여 마우스 CAR-T 세포의 효율적인 생성을 촉진합니다.

Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T cell의 효율적인 생성

이 프로토콜은 인간 키메라 항원 수용체 조절 T 세포(CAR Tregs)를 생성하고 테스트하기 위한 간소화된 워크플로우를 제공합니다.

인간 키메라 항원 수용체 조절 T 세포의 생성

이 프로토콜은 암 면역 요법을 위한 비통합 mRNA를 사용하여 일시적 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포를 생성하는 자세한 절차를 설명하고 CAR-T 세포 및 세포 독성 기능을 평가하기 위한 신뢰할 수 있는 방법을 제공합니다.

암 면역 요법을 위해 mRNA를 사용하여 일시적인 키메라 항원 수용체 T 세포를 생성하는 비바이러스 접근법

배우세요 EGFRvIII 특이적 CAR T 세포를 생성하여 교모세포종 표준 치료와 병행 투여하는 방법을. 이 기법은 방사선 및 테모졸로마이드와 결합하여 항종양 효능을 향상시키고 뇌종양 면역치료 연구에 중요한 통찰을 제공합니다.

배려의 아교 모세포종 표준의 맥락에서 입양 치료에 대한 자동차 T 세포의 생성

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