Name: 루시퍼 라제 리포터 유전자 RAW264.7 세포를 형질 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 58 s
Description: 배우세요 RAW264.7 대식세포에 루시퍼라제 리포터 유전자를 형질전환하는 방법을. 면역 반응을 유발하지 않고 유전자 발현을 연구할 수 있는 효과적인 기술입니다.

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이 연구는 캐나다 보건 연구소(Canadian Institutes for Health Research, CIHR) 보조금의 지원을 받았습니다. STC는 CIHR과 Michael Smith Foundation으로부터 박사 학위 연구상을 수상했습니다. EYS는 CIHR 장학금을 보유하고 있습니다. CIHR 이식 교육 프로그램은 또한 STC, EYS 및 SS에 대학원 장학금을 제공했습니다.

1. 플라스미드 DNA를 정제 <ol><li> 제조 업체의 프로토콜에 따라 maxiprep 키트를 사용하여 플라스미드 DNA를 추출합니다. TE 완충액 500 μL에 재현 탁 플라스미드 DNA. </li><li> 클로로포름 : 페놀 수행 아밀 알코올 추출 및 이소프로판올 침전 세균 잔류 오염물을 제거 하였다. LPS의 존재는 형질 9 방해한다. <ol><li> 플라스미드 DNA (1, pH가 8 25 : 24), 15 초 동안 격렬하게 흔들어 이소 아밀 알코올 : 클로로포름 : 페놀의 500 μl를 추가합니다. 페놀은 피부에 심한 화상을 일으키는 심각한 손상이 될 때까지 화상 항상 생각되지 않도록 마취입니다. 흄 후드에서 이소 아밀 추출 및주의하십시오 : 클로로포름 : 페놀을 수행합니다. </li></ol></li><li> RT에서 5 분 동안 혼합물을 인큐베이션. 실온에서 10 분 동안 13,000 XG에 원심 분리기. 새로운 1.5 ml의 수집 관에 위 수상의 350 μl를 전송합니다. </li><li> 하부 유기상을 포함하는 튜브에 TE 완충액 350 μl를 추가. 15 초 동안 격렬하게 흔들어. 실온에서 5 분 동안 13,000 XG에 원심 분리기. 같은 1.5 ml의 수집 관에 위 수상의 350 μl를 전송합니다. </li><li> 3 M 아세트산 나트륨 (PH 5.2)의 70 μl를 넣고 잘 섞는다. 100 % 이소프로판올 700 μl를 추가합니다. 잘 혼합하고 실온에서 10 분을 품어. 10 minat 4 ℃에서 13,000 XG에 원심 분리기. 상층 액을 제거합니다. </li><li> 펠렛에 75 % 에탄올 500 μl를 추가합니다. 소용돌이 샘플은 4 ℃에서 5 분 동안 5,000 XG에 혼합하고 원심 분리한다. 상층 액을 제거합니다. DNA는 펠렛입니다. </li><li> 튜브의 캡을 열고 공기가 5 실온에서 펠렛을 건조 - 10 분. 펠렛은 반투명하게한다. DNA 펠렛을 재현 탁하는 TE 버퍼의 500 μl를 추가합니다. 50 ℃에서 열 - 10 분 동안 60 °의 C는 DNA 펠렛을 용해. </li><li> 260 nm의 (A260) 및 분광계와 280 nm의 (A280)에서 흡광도를 측정한다. 50 NG / μL로 A260 값을 곱함으로써 DNA의 농도를 계산한다. calculatin 의한 DNA의 품질을 평가G A260 / A280 비율. 2.0 - 고품질의 DNA는 1.8 A260 / A280 비율을 제공해야합니다. </li></ol> 2. 세포 배양 및 시드 <ol><li> DMEM에서 배양 된 RAW264.7 세포는 37 ° C, 5 % CO 2 인큐베이터에서 9 % 태아 송아지 혈청 (DMEM / 9 % FCS)으로 보충. 각 통과하는 동안, 파스퇴르 피펫을 사용하여 연속 피펫으로 판에서 세포를 분리. 통로는 세포 2 일마다, 1.5 씨앗 - 주식으로 10cm 조직 배양 처리 접시에 2 백만 세포를. 6 주 - 셀마다 5의 새로운 주식을 해동. </li><li> 트랜 스펙 션 당일, DMEM / 9 % FCS 500 μL 부피의 24 웰 플레이트에 웰 당 200,000 세포를 시드. 37 ° C 배양기에서 4 시간 동안 세포를 품어. </li><li> 형질 세포 중 지질 계 시약 (단계 3.1) 또는 단백질 / 폴리아민 계 시약 (스텝 3.2)과. </li></ol> 3. 형질 <ol><li> 지질 기반 형질 : <ol><li> 형질 전환 reagen을 따뜻하게T는 어둠 속에서 실온까지. 무 혈청 배지와 DMEM / 9 % FCS에 37 ° C를 따뜻하게. </li><li> 1.5 ML 튜브에서 무 혈청 배지의 플라스미드 DNA 0.5 μg의 50 μl를 추가합니다. 액체의 표면 아래에 피펫 팁과 형질 전환 시약의 2 μl를 추가합니다. 6 초 동안 소용돌이. </li><li> 실온에서 30 분 동안 어두운 데에서 시약 / DNA 혼합물을 남기기. </li><li> 30 분 동안 배양, 우물에서 미디어를 제거하고 각 웰에 신선한 DMEM / 9 % FCS 250 μl를 추가합니다. </li><li> 30 분 후, 반응물 / DNA 혼합물에 DMEM / 9 % FCS 250 μl를 추가한다. 로 pipetting 아래로 잘 섞는다. </li><li> 각 웰에 희석 된 혼합물의 300 μl를 추가합니다. 37 ℃, 5 % CO 2 배양기에서 4 시간 - 2 품어. </li><li> 형질 전환 솔루션을 제거하고 DMEM / 9 % FCS 500 μl를 추가합니다. 세포 자극하기 전에 37 ℃, 5 % CO 2 배양기에서 48 시간 - 24 품어. </li></ol></li><li> 단백질 / 폴리아민 기반 형질 : <ol><li> 워밍업 무 혈청매체 및 37 ° C의 DMEM는 / 9 % FCS. </li><li> 무 혈청 배지의 18.75 μL에 형질 전환 시약의 0.75 μl를 추가합니다. 소용돌이는 간단히 혼합한다. 5 분 동안 실온에서 인큐베이션. 희석 된 형질 전환 시약에 1 μg의 / μL DNA의 0.5 μl를 추가합니다. 실온에서 10 분 동안 인큐베이션. </li><li> 10 분 배양 동안, 24- 웰 플레이트의 각 웰로부터 매체를 제거하고, 각 웰에 250 ㎕의 신선한 DMEM / 9 % FCS를 추가한다. </li><li> 10 분 후, 반응물 / DNA 혼합물에 DMEM / 9 % FCS 250 μl를 추가한다. </li><li> 우물에 희석 혼합물의 270 μl를 추가합니다. 4 시간 - 2, 37 ℃, 5 % CO 2 배양기에서 품어. </li><li> 형질 전환 솔루션을 제거하고 DMEM / 9 % FCS 500 μl를 추가합니다. 37 ℃, 5 % CO 2 배양기에서 48 시간 - 24 품어. </li></ol></li></ol> 4. 세포 자극과 루시 페라 제의 분석 <ol><li> 신선한 DMEM / 9 % FCS의 잘 250 μL 미디어를 교체합니다. </li><li> 50 LPS의 μL 또는 LPS + IL 추가우물에 원하는 농도 -10. 37 ℃, 5 % CO 2 배양기에 플레이트를 돌려줍니다. 6 시간 - 2 자극한다. </li><li> , 흡인에 의해 자극 솔루션을 제거 얼음 차가운 PBS로 세척하고, 1X 수동 용해 버퍼 200 μl를 추가합니다. 실온에서 30 분 동안 바위. 긁고 1.5 ml의 튜브에 해물을 전송하고 4 ℃에서 10 분 동안 20,000 XG에 원심 분리하여 세포 파편을 제거합니다. </li><li> 전송 제조 업체의 프로토콜에 따라 루시 페라 제 신호를 결정하기 위해 흰색, 분명 바닥 96 웰 플레이트에 분해물 (상층 액)의 40 μL. </li><li> 전체 가시 광선 스펙트럼에 걸쳐 루미와 루시 페라 제 신호를 읽어보십시오. </li></ol> 5. 데이터 분석 <ol><li> 각 우물에서 레 닐라 루시퍼의 값으로 반딧불 루시 페라 제의 개별 값을 나누어 레 닐라 비율 : 반딧불을 계산합니다. </li><li> 에 의해 잘 치료의 레 닐라 비율 : 반딧불을 나누어 배의 변화를 계산치료 잘하는. </li></ol>

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</ol>

저자가 공개하는 게 없다.

프로토콜은 전적으로 형질 감염 효율에 집중하지 않고 여기에서 설명하지만, 세포의 생리 학적 상태의 효율과 보존 사이의 균형을 유지하는 것을 목표로하고있다. 구체적으로, 우리의 방법은 형질 전환 시약의 독성을 최소화하고 루시페라아제 신호를 최대화하는데 성공. 프로토콜의 하나의 중요한 단계는 셀의 상태이다. 자란 배양 그들의 생리 변화하고, 또한 셀 (10)의 표현형 및 기능을 변경할 수 장시간 RAW264.7 세포의 연속 배양 등의 형질에 적합하지 않다. 낮은 통로 번호가 갓 해동 세포를 형질 전환을 위해 사용하는 것이 좋습니다. 또 다른 중요한 고려 사항은 형질 전환 시약의 선택입니다. 지질 기반 형질 전환 시약은 전형적으로 사용 및 상용화의 용이성에 연구에 사용됩니다. 그러나 이러한 시약 중 일부는 unintende 발생D (통상은 원하지 않는) 형질 감염된 세포를 11,12 글로벌 ...

세포의 핵산의 형질 과학 연구에서 다양한 응용 프로그램을 가지고있다. 예로는 (1) 리포터 유전자, 유전자 발현의 다른 유전자 요소의 역할을 연구하기 위해 (2) 단백 발현 플라스미드 관심 단백질을 과발현, 및 (3) 작은 RNA 간섭하는 유전자 발현을 하향 조절하기 위해 포함된다. 특정 유전자의 발현 량을 조작하는 등의 조작 차동 효과를 측정함으로써, 연구자들은 선택된 생물학적 시스템에서 유전자 기능을 추론 할 수있다. 모든 형질 전환 방법은 동일한 형질 전환 효율을 제공하고, 심지어 같은 형질 전환 방법은 균등 한 모든 유형의 세포를 형질 감염되지 않는다. 따라서, 다른 형질 전환 방법은 인산 칼슘 법, DEAE 덱스 트란, 양이온 성 지질 형질 감염, 비 양이온 성 지질 - 폴리머 형질 감염, 전기 천공, 및 2,3- nucleofection 등이 개발되었다. 대식 세포로 형질은 ESPE입니다cially 어려운 의한 대 식세포 (메틸화) DNA (4) 파생 된 박테리아를 포함하여 이물질에 매우 민감 전문 식세포가 있다는 사실에. 외래 DNA의 도입은 사이토 카인과 산화 질소 (5, 6)의 생산을 유도하는 수신자 같은 수용체 9 (TLR9) 경로를 활성화합니다. 이 활성화 된 대 식세포는 연구자가 조사하고자하는 치료에 덜 반응 할 수있다. 우리 연구소는 정기적으로 루시퍼 라제 리포터 유전자와 RAW264.7 대식 세포주를 transfects, 우리는 배경보다 훨씬 높은 루시 페라 제 신호가 충분히 강력 프로토콜을 개발하지만, 대 식세포가 휴식 상태로 유지하기에 충분한 또한 부드러운했다. 형질 감염된 세포의 행동은 IκBζ (pGL3- IκBζ)의 프로모터 영역을 은닉 반딧불이 루시퍼 라제 - 리포터 유전자에 의해 평가 하였다. IκBζ 발현 박테리아 세포벽 성분의 립에 의해 상향 조절되고opolyssacharide (LPS) 7,8, 및 항 염증성 사이토 카인에 의해 하향 조절, 인터루킨 10 (IL-10) 8. 웰 중에서 형질의 변화를 고려하기 위해 정규화 상업적 레 닐라 루시퍼 라제 유전자 (예 phRL-TK)를 포함하는 제어 플라스미드 - 형질 공동. 설명 프로토콜은 DNA 플라스미드의 다양한 형질 타이밍, 형질 전환 시약의 종류, 형질 전환 시약의 플라스미드 DNA의 양을 포함한 파라미터뿐만 아니라 형질 전환 시약의 비율 테스트 후 최적화된다. 이 프로토콜에 포함 된 두 개의 형질 전환 시약 (1) 지질 계 형질 전환 시약 및 (2) 단백질 / 폴리아민 계 형질 감염 시약이다.

<table><tbody><tr><td>PureLink HiPure 플라스미드 Maxiprep 키트</td><td>Life Technologies</td><td>K210007</td><td>모든 maxiprep 키트는</td></tr><tr><td>페놀 : 클로로포름 : 이소 아밀 알코올</td><td>Life Technologies</td><td>15593-049</td><td>분자 생물학 등급으로 작동합니다. 페놀은 독성이 있으므로 가능하면 흄 후드에서 작업하십시오. 용기에 두 개의 액체 층이 형성되는 경우 아래쪽의 투명한 유기 층을 사용하십시오.</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Thermo Scientific</td><td>SH30243.01</td><td>웜 37 &deg; C 사용 전 수조.</td></tr><tr><td>소 태아 혈청</td><td>Thermo Scientific</td><td>SH30396.03</td><td>56 &deg에서 비활성화; 사용 전 45분 동안 C 수조를 하십시오.</td></tr><tr><td>Opti-MEM</td><td>Life Technologies</td><td>31985-070</td><td>사용하기 전에 최소한 실온으로 데우십시오.</td></tr><tr><td>XtremeGene HP DBA 트랜스펙션 시약</td><td>Roche</td><td>6366236001</td><td>사용하기 전에 실온으로 데웁니다.</td></tr><tr><td>GeneJuice</td><td>EMD Millipore</td><td>70967</td><td>사용하기 전에 실온으로 데우십시오.</td></tr><tr><td>5x 패시브 용해 버퍼</td><td>Promega</td><td>E1941</td><td>30ml는 듀얼 루시페라제 리포터 어세이 시스템</td></tr><tr><td>듀얼 루시페라제 리포터 어세이 시스템</td><td>Promega</td><td>E1910</td><td></td></tr>에 포함되어</tbody></table> 있습니다.

루시퍼 라제 리포터 유전자 raw264.7 세포를 형질

Transfecting RAW264.7 Cells with a Luciferase Reporter Gene

원하는 유전 물질을 세포로 형질주입하는 것은 생물 의학 연구 연구에서 불가피한 절차입니다. 수많은 방법이 설명되었지만, 특정 유형의 세포는 이러한 방법 중 다수에 내성이 있고 형질주입 효율이 낮기 때문에1 이러한 세포 유형에 대한 연구를 방해할 수 있습니다. 이 프로토콜에서는 플라스미드 DNA인 루시페라제 리포터 유전자를 RAW264.7 대식세포 세포주에 도입하기 위한 최적화된 transfection 절차를 제시합니다. 두 가지 다른 유형의 transfection 시약(지질 기반 및 폴리아민 기반)이 설명되며, transfection 절차에 의해 RAW264.7 세포가 최소한으로 변경되고 얻은 모든 실험 데이터가 실험 처리의 직접적인 결과임을 보장하기 위해 프로토콜 전반에 걸쳐 중요한 참고 사항이 제공됩니다. transfection 효율은 다른 transfection 방법에 비해 높지 않을 수 있지만, 설명된 절차는 자극에 대한 세포의 생리적 반응을 변경하지 않고 RAW264.7에서 루시페라제 신호를 검출할 수 있을 만큼 충분히 강력합니다.

그림 1은 RAW264.7에있는 두 개의 형질 전환 시약의 형질 전환 효율을 비교합니다. 단백질 / 폴리아민 계 형질 감염은 약 5 %의 효율 (도 1a)의 결과 동안 지질 계 시약은 통상적으로 약 25 %의 형질 도입 율을 주었다. 형질 감염 효율에 차이는 pGL3-IκBζ 프로모터 리포터 (도 1b)로 형질 RAW264.7 세포에서 루시페라아제 신호가 관찰되었다. 이러한 형질 감염된 세포에 LPS를 첨가 반딧불 루시 페라 제 신호, IκBζ 프로모터 기자의 증가 전사 활성의 직접적인 지시 증가했다. 즉, 결과는 LPS 이전보고와 일치 7,8 IκBζ 유전자의 발현을 상향 조절한다는 것을 제안했다. (2) 본 실험에서 얻어진 전형적인 결과를 보여주고, 예를 들어 지질 계 형질 감염을 사용. 인터넷에서 개별 신호 값을 얻은 후refly 루시페라아제 및 레 닐...

대식세포 세포주 RAW264.7로의 형질주입은 이물질에 대한 세포의 자연적인 반응으로 인해 어렵습니다. 여기에서는 루시퍼라제 리포터 유전자를 RAW264.7 세포에 transfection하기 위한 부드럽지만 강력한 절차를 설명했습니다.

루시퍼 라제 리포터 유전자 RAW264.7 세포를 형질

Transfection of desired genetic materials into cells is an inevitable procedure in biomedical research studies. While numerous methods have been ...

본 실험 절차의 전체적인 목표는 세포를 활성화하지 않고 RAW 264.7 세포에 루시퍼레이즈(Luciferase) 리포터 컨스트럭트를 트랜스펙션하는 것입니다. 이를 위해 먼저 완만한 피펫팅을 통해 스톡 플레이트에서 RAW 264.7 세포를 수확하여 24웰 조직 배양 처리 플레이트에 분주합니다. 두 번째 단계는 파이어플라이(Firefly) 루시퍼레이즈 리포터 플라스미드와 대조군 렌(Ren) 루시퍼레이즈 플라스미드를 세포에 공동 트랜스펙션하는 것입니다.이 플라스미드들은 엔도톡신이 없어야 합니다. 다음으로, 세포를 원하는 처리제로 자극하고, 이어서 세포를 용해시킨 후 바닥이 투명한 흰색 96-well 플레이트로 옮깁니다. 마지막 단계로 반딧불이 루시퍼레이스(firefly luciferase) 활성을 측정하고, 루시퍼레이스 활성을 분석하여 반딧불이 루시퍼레이스 비율을 계산합니다.최종적으로, 자극을 주지 않은 대조군과 비교한 배수 변화(fold change)를 통해 루시퍼레이즈(Lucifer) 리포터에 미치는 자극의 효과를 나타내며, 이는 표적 유전자의 발현 수준과 상관관계가 있습니다. 기존의 일반적인 하룻밤 transfection 방법과 비교했을 때 이 기술의 주요 장점은 transfection된 세포가 세포 손상을 최소화하면서 휴지 상태로 유지된다는 점입니다. transfection에 사용될 플라스미드 DNA는 이전에 상용 maxi prep 키트를 사용하여 추출하였으며, 500 µL의 TE 완충액에 재현탁하였습니다.박테리아 세포벽 성분인 리포폴리사카라이드(LPS)의 존재가 형질전환을 방해하므로, 흄 후드 내에서 DNA로부터 잔류 박테리아 오염 물질을 제거해야 합니다. 플라스미드 DNA에 페닐 클로로포름 이소아밀 알코올 500 µL를 첨가하고 15초 동안 격렬하게 흔들어 섞습니다. 페놀은 심한 피부 화상을 일으킬 수 있으므로 주의하십시오.혼합물을 상온에서 5분 동안 배양한 후, 상온에서 13,000 ×g로 10분 동안 원심분리합니다. 상층 수성층 350 µL를 새로운 1.5 mL 수집 튜브로 옮깁니다. 하층 유기층이 들어 있는 튜브에 TE 버퍼 350 µL를 첨가합니다. 15초 동안 격렬하게 흔들어 섞어줍니다.13,000 ×g에서 5분 동안 원심분리합니다. 상층의 수용액 층 350 µL를 동일한 1.5 mL 수집 튜브로 실온에서 옮깁니다. 아세트산 나트륨 용액 70 µL를 추가하고 잘 섞어줍니다.100% isoprop

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생물학

여기, 우리는 Promega에서 듀얼 GloTM 루시페라제 분석 시스템을 사용 루시페라제 기반 리포터 유전자 접근 방식과 phagocytosis 유발 유전자 발현의 변화를 공부하고 절차를 설명합니다.

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여기 우리는 그들의 성장과 전이 동안 전이성 유방암 세포에 표현 반딧불과 renilla 루시 페라 제 효소 모두의 발광 생물 반응을 구축 시각화 및 정량화 할 수있는 방법을...

생체 듀얼 기판 발광 생물 이미징에

Gaussia 루시페라아제 (GLuc) 유전자를 포함하는 선형화된 플라스미드로부터 캡핑 및 비캡핑 mRNA를 모두 고수율로 in vitro 합성하는 방법을 설명합니다. 합성된 RNA를 정제하고, 비캡핑 RNA의 일부를 Vaccinia 바이러스 캡핑 효소를 사용하여 효소적으로 캡핑합니다. 마지막 단계로, mRNA를 HeLa 세포에 형질전환하고 세포 배양 상청액의 루시페라아제 활성을 측정합니다.

HELA 세포 Transfection 얹는 Gaussia의 루시페라제의 mRNA의 시험 관내 스크립트 작성 및 상한에

Circadian 시계는 개별 세포 내 기능, 즉, 그들은 세포 자율적 있습니다. 여기, 우리는 비 침습적, 루시 페라 기반의 실시간 bioluminescence 기술을 사용하여 셀 자치 클럭 모델을 생성하는 방법을 설명합니다. 리포터 전지는 circadian 생물학을 공부를위한 다루기 쉬운, 기능 모델 시스템을 제공합니다.

루시 페라 제 Bioluminescence 기자를 사용하여 유전자 발현의 셀 자치 Circadian 시계 리듬을 모니터링

이 비디오는 폭스 바이러스에 감염된 세포의 번역 조절을 연구하기 위한 분석을 보여줍니다. 감염되지 않은 세포와 바이러스에 감염된 세포를 반딧불이 루시퍼라제(Fluc) 및 레닐라 루시퍼라제(Rluc)를 암호화하는 mRNA와 함께 형질주입했으며, Fluc mRNA는 5' 폴리(A) 리더 염기서열을 포함했습니다. 용해된 세포에 생물 발광 기질을 추가할 때 두 루시퍼라제의 신호를 측정하여 리더 염기서열에 의해 부여되는 바이러스 감염 세포에서 Fluc mRNA의 번역 이점을 식별합니다.

폭스바이러스 감염 세포의 번역 조절을 연구하기 위한 Luciferase Reporter 분석

우리는 높은 처리량 로봇 형질과 집에서 만든 듀얼 글로우 루시 페라 제 분석을 사용하여 전사 규제를 식별하기위한 신속하고 저렴한 검사 방법을 제시한다. 이 프로토콜은 빠른 속도로 유전자의 수천을 위해 직접 나란히 기능 데이터를 생성하고, 관심의 유전자를 대상으로 쉽게 변경 가능합니다.

집에서 만든 듀얼 글로우 루시 페라 제 분석 실험을 사용하여 높은 처리량 기능 검사

세포 프로세스의 시스템 수준의 이해를 달성하는 것은 현대 세포 생물학의 목표입니다. 우리는 여기에서 다양한 세포 기능의 다중 루시 페라 제 기자에 대한 전략을 설명하는 엔드 포인트 게놈 규모의 RNAi 라이브러리를 사용하여 유전자 기능을 심문.

배양 세포에서 암과 연관된 신호 전달을 심문위한 멀티 플렉스 루시 페라 기반 스크리닝 플랫폼

GL261 신경교종 세포는 교모세포종의 유용한 면역 역량 동물 모델을 제공합니다. 이 프로토콜의 목표는 생체 내 생물 발광 이미징을 사용하여 두개내 종양 성장을 모니터링하기 위한 적절한 기술을 시연하고, 종양 면역학 연구를 위한 루시페라제 변형 GL261 세포의 유용성 및 교모세포종 치료를 위한 면역 요법 접근법을 검증하는 것입니다.

교 모세포종에 대한 면역 적격 동물 모델의 생물 발광 영상

우리는 시험관 내 전사 된 RNA 기반 루시퍼 라 제 리포터 분석을 사용 하 여 폭스 바이러스에 감염 된 세포에서 mRNA 번역 조절을 연구 하기 위한 프로토콜을 제시 합니다. 분석 법은 5 '-미 번역 지역 (UTR) 및 3 '-UTR를 포함 하 여 mRNA의 cis요소에 의해 번역 조절을 연구 하기 위하여 이용 될 수 있습니다. 이 방법을 사용 하 여 다른 변환 시작 모드를 검사할 수도 있습니다.

시험관 내 전사 된 RNA-기반 루시퍼 라 제 리포터 검정은 폭스 바이러스 감염 세포에서 번역 조절을 연구 하기 위해

전사 인자의 새로운 조절자를 확인하기 위해, 우리는 이중 luciferase 기반 의 전사 기자 분석을 사용하여 배열 된 렌티 바이러스 또는 레트로 바이러스 RNAi 라이브러리를 선별하는 접근 법을 개발했습니다. 이 방법은 단일 실험에서 수백 개의 후보를 선별하는 빠르고 비교적 저렴한 방법을 제공합니다.

배열된 라이브러리의 중간 처리량 스크리닝및 이중 루시퍼라제 기반 리포터를 이용한 전사 계수 조절기 식별

여기서는 고정된 포유류 세포에서 폴리(ADP-리보스)(PAR) 농축 초점의 세포 기반 시각화, 아세포 위치 및 정량적 분석을 기술합니다. 이 분석법은 제노톡신 노출 세포 핵에서 염기 절제 수리 또는 단일 가닥 절단 복구와 관련된 DNA 손상 유도 PARP 활성화 부위를 정량화할 수 있게 합니다.

형광 융합 단백질 기반 리포터를 이용한 세포 내 제노톡신 유도 PARP1/PARP2 활성화의 시각화 및 정량적 분석

배우세요 RAW264.7 대식세포에 루시퍼라제 리포터 유전자를 형질전환하는 방법을. 면역 반응을 유발하지 않고 유전자 발현을 연구할 수 있는 효과적인 기술입니다.

루시퍼 라제 리포터 유전자 RAW264.7 세포를 형질

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