August 4th, 2015
우리는 단일 T 림프구에서 힘 조절 단일 수용체-리간드 결합 역학과 칼슘 신호의 실시간 이미징을 동시에 측정하는 기술을 설명합니다.
이 절차의 전반적인 목표는 수용체 유사 및 결합을 동시에 측정하고 단일 세포에서 결합 유도 칼슘 신호를 관찰하는 것입니다. 이는 먼저 비오틴을 분리하고 인간 적혈구 또는 적혈구의 삼투압을 조정하여 초고감도 힘 변환기로 사용함으로써 달성됩니다. 두 번째 단계는 세척, 확장 및 리간드 코팅을 포함하는 마이크로 유리 구슬을 기능화하는 것입니다.
다음으로, T 세포를 분리하고 칼슘 염료를 2:00 AM으로 배양하여 세포 내 칼슘 이온 농도를 관찰할 수 있습니다. 마지막 단계는 실험 설정에 특별히 필요한 마이크로 피펫을 실험 챔버에 준비하는 것입니다. 궁극적으로, 형광 바이오 멤브레인 포스 프로브 또는 BFP 기술은 리간드 코팅 비드에 대한 세포의 접착력을 보여주고, 수용체 리간드 결합 역학을 측정하고, 세포 내 칼슘 수치를 모니터링하는 데 사용됩니다.
이 기술은 안드로겐 인식을 통해 T 세포가 기계적 힘을 감지하는 방법을 이해하는 데 유용합니다. 기존 방법에 비해 이 기술의 주요 장점은 FBIP가 수용체 리간드 결합 역학과 세포 내 신호 전달을 동시에 측정할 수 있다는 것입니다. 이 프로토콜의 어려운 부분에는 올바른 직경의 마이크로 PEP 경로를 수동으로 생성하고, 마이크로 PEP로 세포와 꿀벌을 집고, 이 비디오의 시연을 위해 여기에 있을 수는 없지만 처음에는 실패할 수 있는 포스 프로브를 조립하는 것이 포함됩니다.
최근 제 연구실에서 박사 학위를 마친 공동 저자 Arnold G는 FBAP 프로토콜의 초기 제작 검증에 크게 기여했습니다. 손가락 찌르기에서 혈액의 8-10 마이크로 리터를 얻고 탄산염 중탄산염 1 밀리리터에 추가하고, 버퍼 제트 소용돌이 또는 피펫을 남겨 혼합물을 피펫으로 만들고, 탄산염 중탄산 버퍼를 수행하기 전에 900 G.Discard에서 1 분 동안 상등액을 폐기합니다. 한 번 더 씻으십시오.
다음으로, 생성된 RBC 팩 10마이크로리터, 171마이크로리터의 탄산염 중탄산염 완충액 및 1049마이크로리터의 비오틴을 혼합합니다. PEG NHS 링커 용액을 넣고 실온에서 30분 동안 배양합니다. 세척 전에 동일한 세척 절차를 사용하여 생성된 RBC 혼합물을 탄산염 중탄산염 완충액으로 한 번 세척한 다음 N개의 5% 완충액으로 두 번 세척합니다.
다음으로 Nystatin을 N 2 개의 5 % 완충액으로 희석합니다. 밀리리터당 40마이크로리터의 최종 농도를 만들려면 5마이크로리터의 비오틴화 적혈구를 71.4마이크로리터의 니스타틴 용액과 혼합하고 섭씨 0도에서 1시간 동안 배양합니다. 마지막으로, N개의 5%완충액으로 샘플을 두 번 세척하고 N개의 5%완충액과 0.5%BSA가 포함된 비오틴화된 RBC를 냉장고에 보관하고 3인치 마이크로 피펫 1개를 마이크로 피펫 풀러에 장착합니다.
당기기 버튼을 클릭하면 모세관의 중간이 기계에 의해 가열되고 모세관이 양쪽 끝에서 당겨져 날카로운 팁이 있는 두 개의 모세관을 만듭니다. 이것이 원시 피펫입니다. 그런 다음 마이크로 피펫 Forge heat의 피펫 홀더에 원시 피펫을 장착하여 단조의 유리 구를 녹입니다. 생 피펫의 끝을 유리 구 내부에 삽입합니다.
유리 구를 식히고 생 피펫을 당겨 외부에서 부수고 팁을 구 내부에 남겨둡니다. 원하는 팁 오리피스를 얻어 셀실을 만들 때까지 이 절차를 반복하고, 먼저 유리 절단기를 사용하여 40mm x 11mm x 0.2mm 조각으로 두 개의 40mm x 11mm x 0.2mm 조각으로 밀어 넣는 40mm x 22mm x 0.2mm 커버로 절단합니다. 감방 챔버는 두 개의 금속 사각형 조각과 이를 서로 연결하는 손잡이로 구성된 수제 챔버 홀더의 기초 위에 구축됩니다.
그레이스 접착제를 사용하여 하나의 커버 슬립을 챔버 홀더의 바닥면으로 밀어 넣어 두 개의 금속 사각형을 연결하는 방식으로 합니다. 유사하게, 다른 커버 슬립을 위쪽에 붙이면 평행한 커버 슬립 셀 챔버가 형성됩니다. 다음으로, 피펫을 사용하여 두 커버 슬립 사이에 200마이크로리터의 실험용 완충액을 주입합니다.
버퍼가 양쪽 커버 슬립에 부착되어 있는지 확인하십시오. 버퍼가 챔버의 양쪽 끝에 닿도록 챔버를 부드럽게 회전하고 흔듭니다. 그런 다음 챔버의 양쪽에 미네랄 오일을 조심스럽게 주입하여 실험용 완충 구역 측면에 두어 야외에서 완충 장치를 밀봉합니다.
Inject suspensions of prob. beads는 각각 완충 영역의 상부, 중간, 하부 영역에 있는 bcs 및 target입니다. BFP 실험을 시작하려면 현미경과 광원을 켜십시오.
챔버를 메인 현미경 스테이지에 놓습니다. 다음 단계는 BFP의 3 개의 마이크로 피펫을 모두 설치하는 것입니다. 왼쪽의 프로브는 A RBC를 잡는 것입니다.
오른쪽의 대상은 세포를 잡는 것이고 오른쪽 하단의 도우미는 설치할 비드를 잡고 마이크로 주입기를 사용하여 실험용 버퍼로 마이크로 피펫을 다시 채우는 역할을 합니다. 피펫 홀더에서 마이크로 피펫을 제거하고 팁에서 액체가 떨어지도록 낮은 곳에 두십시오. 마이크로 피펫을 홀더 팁에 빠르게 삽입하고 마이크로 피펫에 기포가 들어가지 않도록 합니다.
삽입하는 동안 홀더 나사를 조인 다음 각 피펫 홀더를 해당 마이크로 매니퓰레이터에 장착합니다. 마이크로 피펫을 챔버 쪽으로 밀어 팁이 챔버 버퍼 영역으로 들어가도록 합니다. 마이크로 피펫의 위치를 조정하고 현미경 시야 아래에서 찾습니다.
챔버 홀더 스테이지를 돌아다니며 세 원소의 군체를 찾으세요. 하나씩 매니퓰레이터의 손잡이를 돌려 마이크로 피펫의 끝이 하나의 세포 또는 비드에 접근하고 세포 또는 비드를 흡인하여 해당 마이크로 피펫의 위치를 조정합니다. 해당 마이크로 피펫 내부의 압력을 조정하면 3개의 마이크로 피펫이 모두 해당 요소를 캡처합니다.
챔버 홀더 스테이지 주위를 이동하여 실험이 수행될 주입된 요소의 콜로니에서 떨어진 열린 공간을 찾습니다. 현미경 시각적 모드를 전환하여 컴퓨터 프로그램에서 이미지를 시각화합니다. 피펫 팁의 세 가지 요소를 모두 프로그램의 시야로 이동합니다.
그런 다음 프로브 비드와 RBC를 정렬하고 프로브 비드를 RBC의 정점으로 조심스럽게 움직입니다. 이제 비드를 적혈구에 잠시 충돌시키고 부드럽게 후퇴시키고 도우미 마이크로파이펫의 압력을 조정하여 비드를 부드럽게 불어내어 적혈구 정점에 접착된 상태로 유지되도록 합니다. 헬퍼 피펫을 멀리 옮기고 프로그램에서 타겟과 프로브 비드를 정렬합니다.
비전 필드 창에서 프로그램 도구를 사용하여 프로브 마이크로 파이펫의 각 반경, RBC 및 RBC와 프로브 비드 사이의 원형 접촉 면적을 측정합니다. 이 값을 사용하면 텍스트 프로토콜에 나열된 방정식으로 RBC의 스프링 상수를 추정할 수 있습니다. 원하는 RBC 스프링 상수를 프로그램에 입력한 후 RBC 정점을 가로질러 수평선을 그리면 인접한 창에 각 픽셀의 밝기를 나타내는 곡선이 생성됩니다.
이 선을 따라 임계값 선을 곡선 깊이의 약 절반이 되도록 드래그합니다. 그런 다음 원하는 실험 모드, 열 변동 분석, 접착 빈도 분석 또는 힘 클램프 분석을 선택합니다. 매개 변수를 원하는 대로 설정합니다.
프로그램이 타겟 피펫을 이동하고 타겟 데이터를 프로브 데이터 수집과 접촉 안팎으로 유도할 수 있는 클릭 시작이 수행되고 병렬로 수행되어 프로 비드의 위치를 실시간으로 기록합니다. 창이 튀어 나오는 실험 중지 버튼을 클릭하여 프로그램을 중지하십시오. 획득한 데이터를 저장하여 BFP 시스템의 형광 기능을 사용하려면 별도의 프로그램으로 제어되는 여기 광원과 형광 카메라를 켭니다.
그런 다음 게인 노출 및 여기 채널을 포함한 형광 이미징에 대한 매개변수를 선택합니다. 340 나노미터 또는 380 나노미터 여기광에 의해 여기된 표적 세포 살아있는 형광 이미지를 시각화할 수 있도록 프로브와 표적을 정렬하는 것을 포함하여 BFP 실험 프로토콜의 모든 준비를 따릅니다. 단면 도구를 사용하여 전체 녹음 기간 동안 세포가 머무를 영역을 대략적으로 분할합니다.
그런 다음 동시에 녹음을 클릭하고 클릭을 시작합니다. 기록은 340 나노미터와 380 나노미터의 빛이 세포 내 형광 다이를 번갈아 여기할 수 있도록 합니다. 한 쌍의 해당 형광 이미지가 1초에 약 1개씩 교대로 기록됩니다.
시작을 클릭하면 분자 상호 작용 분석을 위한 BFP 실험이 시작되고 세포 내 칼슘 신호 전달을 모니터링하기 위한 형광 이미징 실험이 시작되어 텍스트 프로토콜에 설명된 대로 데이터 분석을 진행합니다. 시간 힘 원시 데이터 곡선에서 힘은 프로 비드의 위치 변화를 추적하여 파생됩니다. 접착이 없는 경우, 힘은 대상 셀이 비드 표면에서 후퇴한 후 힘 역 시간 신호에서 0으로 돌아갑니다.
반대로, 파열력 이벤트에서 접착력은 후퇴하는 동안 힘이 양의 수준으로 빠르게 상승한 다음 빠르게 0으로 떨어지는 것으로 나타납니다. 일생 동안 양력은 고원을 실현하기 위해 고정될 것입니다. 고원의 길이는 일생입니다.
VFP 실험 주기를 반복적으로 수행함으로써 힘 대 시간 곡선이 도출됩니다. 여기에 표시된 것은 340 나노미터 및 380 나노미터 광 채널에 의해 여기될 때 로드된 몇 개 또는 두 개의 T 세포의 형광 이미지입니다. 두 이미지 모두 세포의 명확한 윤곽을 보여주며, 이는 세포가 잘 염색되었음을 나타냅니다.T 세포에서 결합 동역학 데이터와 형광 데이터를 유도한 후, 누적 수명 곡선과 칼슘 수치 곡선을 모두 동일한 그림에 제시하여 이들 간의 상관관계를 찾습니다.
이제 A-F-B-I-P 실험을 수행하는 방법을 잘 이해했을 것입니다. 이 절차를 수행하는 동안. 마이크로 피펫의 직경, 고무 셀 돌출부의 길이, 비드의 위치와 같은 포스 프로브에 결함이 있는지 확인하는 것을 기억하는 것이 중요합니다.
이 모든 것이 힘 측정의 정확도에 영향을 미칩니다. 이 기술은 분자 기계 생물학 분야의 연구자들이 가능한 모든 생물학적 시스템에서 기계적 전달의 메커니즘을 연구할 수 있는 길을 열어줍니다.
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이 기사는 단일 T 림프구에서 칼슘 신호전달을 관찰하면서 수용체-리간드 결합 역학을 동시에 측정하는 기술을 설명합니다. 이 방법은 바이오틴 표지된 적혈구를 힘 변환기로, 마이크로 규모 유리 구슬을 기능화에 사용합니다.
Measuring receptor-ligand binding kinetics and downstream signaling under physiological force conditions addresses a critical gap in target validation for immunotherapies. The fluorescence biomembrane force probe (fBFP) enables concurrent quantification of molecular interactions and intracellular calcium flux in single live cells, providing mechanistic de-risking for T-cell receptor-targeted biologics. This capability supports predictive confidence in early discovery by linking biophysical binding parameters to functional signaling outputs in a disease-relevant system.
The fBFP method integrates into the discovery continuum from early target hypothesis testing through lead identification, where binding kinetics and signaling correlation inform go/no-go decisions before preclinical investment.