2016년 7월 25일
여기에서는 Tfap2c, Gata3, Eomes 및 Ets2의 10일 과발현을 통해 쥐 배아 섬유아세포를 완전한 기능을 갖춘 안정적인 영양막아세포 줄기세포로 직접 전환하기 위한 프로토콜을 제시합니다.
이 절차의 전반적인 목표는 쥐 섬유아세포에서 선의의 유도 영양막아세포 줄기세포 또는 iTSC를 생성하는 것입니다. 이 방법은 배아와 여분의 배아 계통을 분리하는 장벽의 특성에 관한 줄기세포 분야의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 형질전환 발현이 일시적으로만 활성화되어 안정적으로 전환된 세포의 선택을 용이하게 한다는 것입니다.
생물 안전 레벨 2 실험실에서 적절한 개인 보호 장비를 사용하여 100ml 접시 5개를 폴리-L-라이신 용액 5ml로 덮고 플레이트를 부드럽게 흔들어 코팅 용액이 고르게 분포되도록 합니다. 접시를 섭씨 37도의 인큐베이터에 30분 동안 넣은 다음 폴리-L-라이신을 흡인하고 PBS로 접시를 한 번 헹굽니다. 다음으로, 10 밀리리터의 293 T 세포 배지에 접시 당 10-6 번 293 T 세포를 7 번 플레이트하고 접시를 소용돌이 모양으로 세포를 고르게 분포시키고 접시를 인큐베이터로 되돌립니다.
다음 날 아침, 성장 배지를 5ml의 형질 주입 배지로 교체합니다. 그런 다음 6마이크로리터의 클로로퀸 용액 1000배로 배양물을 처리하고 플레이트를 섭씨 37도의 인큐베이터에 다시 넣습니다. transfection mixture를 준비하기 위해 각 Lentiviral vector에 대해 600μl의 Lentivector DNA 용액을 600μl의 2X HEPES 완충 식염수에 넣고 볼텍싱하면서 실온에서 transfection mixture를 배양합니다.
15 분 후, 준비된 293 T 세포에 혼합물을 매우 조심스럽게 떨어 뜨리고 접시를 인큐베이터로 되돌립니다. 5-6시간 후 배지를 10mL의 바이러스 생산 배지로 교체하고 플레이트를 다시 인큐베이터에 넣습니다. 다음 날 아침, 또 다른 하룻밤 배양을 위해 배지를 7ml의 신선한 바이러스 생산 배지로 조심스럽게 교체하십시오.
다음으로, 각 플레이트의 배지를 개별 15ml 원뿔형 튜브로 옮기고 7ml의 신선한 바이러스 생산 배지를 플레이트에 추가하여 또 다른 야간 배양을 수행합니다. 다음날 아침, 바이러스 함유 배지의 두 번째 배치를 수확하고 상등액을 첫 번째 바이러스 배치와 풀링하고 0.45 미크론 계면 활성제 프리 셀룰로오스 아세테이트 멤브레인 필터를 통해 배지를 함유 한 바이러스를 변형시켜 마이너스 80에서 500 마이크로 리터 부분 표본에 저장합니다. 섬유아세포를 유도된 영양막줄기세포로 전환하려면 형질도입된 질량 배아 섬유아세포 또는 MEF를 2밀리리터의 PBS로 2회 세척합니다.
그런 다음 섭씨 37도에서 0.5ml의 트립신 EDTA 용액으로 세포를 분리합니다. 3-4분 후 도립 현미경으로 세포가 플레이트에서 들어 올려졌는지 확인한 다음 1ml의 TS 배지로 트립신을 활성화합니다. 세포 현탁액을 개별 15ml 원뿔형 튜브로 옮기고 세포를 원심분리합니다.
그런 다음 펠릿을 2 밀리리터의 TS 배지에 다시 현탁시키고, 섬유아세포 성장 인자 4 및 하룻밤 배양을 위해 독시사이클린이 보충된 헤파린을 함유한 TS 배지 10 밀리리터에 100 밀리리터 접시 당 100 밀리리터 접시 당 트랜스듀서되지 않은 MEF를 2회 플레이트화합니다. 다음 날, 상피 형광 현미경으로 mCherry 단백질 발현을 사용하여 transduction efficiency를 추정합니다. transduction efficiency가 약 100%인 경우 배양물을 인큐베이터로 되돌리고 10일까지 격일로 모든 접시의 배지를 변경합니다.
그 후, 도립 현미경을 사용하여 섬유아세포 성장 인자 4와 독시사이클린이 없는 헤파린을 함유한 새로운 TS 배지를 세포에 공급하여 최대 3주 동안 4인자 접시에서 초분화된 영역의 모양을 모니터링합니다. transdifferentiated area의 식별은 매우 중요한데, 이 시점에서 MEF는 영양막 줄기 세포와 형태학적으로 유사하지 않기 때문입니다. 영양막아세포(trophoblast giant cell)에 인접하여 빽빽하게 쌓여 있는 군체(colonies)를 찾아보는데, 이는 세포 크기와 큰 핵으로 식별됩니다.
개별 iTSC 라인을 분리하려면 먼저 70% 에탄올로 도립 현미경을 닦아 박테리아 오염 가능성을 최소화합니다. 다음으로, 40 μm의 05 % Trypsin EDTA를 96 U 바닥 웰 플레이트의 12 웰에 넣고 플레이트를 얼음 위에 놓습니다. 이제 4 인자의 MEF transdifferentiation 접시에서 배지를 흡인하고 10ml의 PBS로 세포를 한 번 세척합니다.
세척 후 10ml의 새 PBS를 세포에 추가하고 플레이트를 도립 현미경 스테이지에 놓습니다. 100마이크로리터 피펫을 40마이크로리터로 설정하고 피펫 팁으로 각 개별 콜로니에 동그라미를 치고 생성된 플로팅 콜로니를 흡인합니다. 12개의 콜로니가 선택될 때까지 각 콜로니를 96개의 웰 플레이트의 개별 웰로 이동합니다.
그런 다음 섭씨 37도에서 5분 동안 군체를 배양합니다. 배양이 끝나면 피펫팅으로 세포를 해리하고 세포 현탁액을 500마이크로리터의 완전한 TS와 섬유아세포 성장 인자 및 하룻밤 배양을 위한 헤파린 배지를 포함하는 24웰 플레이트의 개별 웰로 이동합니다. 다음 날, 배지를 새로운 완전한 TS 플러스 섬유아세포 성장 인자 및 헤파린 배지로 교체하여 죽은 세포를 제거하고 플레이트를 인큐베이터로 되돌립니다.
밝은 경계를 가진 상피 군체의 출현을 위해 매일 배양을 모니터링합니다. 군체가 관찰되면 최대 1주일 동안 또는 70% 융합이 될 때까지 세포를 배양합니다. 4인자의 전이유전자 발현이 활성화되는 배양에서 세포는 형태를 빠르게 변화시킵니다.
14일에서 21일 경에 뚜렷한 transdifferentiated 영역이 나타납니다. 이러한 1차 군체는 전형적인 영양막 줄기세포 형태가 부족하지만, 일단 하대배양되면 가장자리가 촘촘하고 경계가 밝은 특징적인 상피 형태가 관찰되어 진정한 영양막 줄기세포를 매우 연상시킵니다. 4가지 인자의 유도 영양막아세포 줄기세포가 영양막아세포 전사인자 Cdx2 및 Tfap2c에 대해 양성을 유지하면 이러한 라인의 아이디어는 후속 In vitro 또는 InVivo 분석에 사용될 수 있습니다.
이 기술을 숙달하면 제대로 수행하면 6주 안에 완료할 수 있습니다. 이 절차에 따라 blast assisted injection과 같은 다른 방법을 수행하여 생성된 iTSC의 키머화 가능성에 대한 추가 질문에 답할 수 있습니다. 개발 후, 이 기술은 해당 분야의 연구자들이나 초기 계통 분리의 연구자들이 마우스에서 배아 세포와 여분의 배아 세포 운명 변환을 탐구할 수 있는 길을 열었습니다.
이 비디오를 시청한 후에는 새로운 배아 섬유아세포를 유도 영양막 줄기세포로 직접 변환하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다. 렌티바이러스 벡터를 사용하는 것은 매우 위험할 수 있으며 항상 바이오 안전성 레벨 2 적절한 작업 절차를 사용하는 것과 같은 예방 조치를 따라야 한다는 점을 잊지 마십시오.
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이 기사는 특정 전사 인자의 일시적인 과발현을 통해 쥐 배아 섬유아세포를 유도 수태육 줄기 세포(iTSCs)로 전환하는 프로토콜을 제시합니다. 이 방법은 배아 및 배아 외 계통 간의 분화 경로에 대한 통찰력을 제공합니다.
Direct conversion of murine embryonic fibroblasts into trophoblast stem cells (iTSCs) enables precise modeling of early lineage segregation and placental development. This protocol provides a robust platform for interrogating the molecular barriers between embryonic and extra-embryonic fates, supporting predictive confidence in developmental biology and cell fate engineering. The approach is strategically positioned for target validation and mechanistic de-risking in early discovery pipelines focused on extra-embryonic lineage specification.
This protocol integrates at the interface of early discovery and preclinical model development, enabling hypothesis-driven testing of lineage determinants and functional validation of induced cell states.