2017년 3월 26일
이 프로토콜은 차등 동위 원소 표지 자매 히스톤를 포함하는 뉴 클레오의 재구성에 대해 설명합니다. 동시에, 비대칭 번역 후 개질은 뉴 클레오 히스톤 premodified 복사를 사용한 후 발생 될 수있다. 이러한 제제는 즉시 고해상도 NMR 분광법을 이용하여 두 자매 히스톤 동시에, 수정 누화 메커니즘을 연구하는데 사용될 수있다.
이 생화학적 프로토콜의 전반적인 목표는 차등 동위원소 표지된 자매 히스톤을 가진 뉴클레오솜을 생성하는 것입니다. 두 자매 히스톤에서 동시에 번역 후 변형 반응을 매핑하는 데 사용합니다. 이 생화학 프로토콜의 전반적인 목표는 두 자매 히스톤에서 동시에 번역 후 변형을 매핑하는 데 사용하기 위해 차등 동위원소 표지된 자매 히스톤을 가진 뉴클레오솜을 생성하는 것입니다.
이 방법은 질량 분광법과 같은 번역 후 변형을 매핑하는 고해상도 기술과 결합하여 대칭적으로 변형된 뉴클레오솜 형성에 기여하는 메커니즘과 같은 염색질 생물학의 주요 질문을 해결합니다. 이 기술의 주요 장점은 표준 뉴클레오솜 재구성 프로토콜과 일반적인 단백질 정제 방법론을 결합하기 때문에 생화학 실험실에서 쉽게 설정할 수 있다는 것입니다. 히스톤 H3의 두 풀은 옥타머 재구성에 사용됩니다.
아미노 말단에 폴리히스티딘 태그를 포함하는 질소 15 표지 H3 및 아미노 말단에 스트렙타비딘 친화성 태그를 포함하는 탄소 13 표지 H3. 두 가지 유형의 히스톤 H3를 포함하는 동결건조된 히스톤 부분 표본을 풀림 완충액에 용해시켜 이 절차를 시작합니다. 약 5 밀리그램의 히스톤을 함유 한 각 튜브에 1 밀리리터의 풀림 버퍼를 추가하고 피펫팅으로 혼합하지만 와류는 아닙니다.
튜브가 완전히 펴질 수 있도록 튜브를 얼음 위에 30분 동안 두십시오. 다음으로, 280 나노 미터에서 흡광도를 측정하여 각 히스톤의 정확한 농도를 결정하십시오. 코어 히스톤을 동일한 몰 비율로 혼합하고 두 히스톤 H3 풀 각각을 50%씩 포함하는 것을 염두에 두십시오.
풀림 버퍼를 사용하여 최종 단백질 농도를 밀리리터당 약 1mg으로 조정합니다. 혼합물을 6 킬로달톤 차단 투석막으로 옮깁니다. 그리고 섭씨 4도에서 1-2리터의 냉장 재접힘 완충액을 투석합니다.
다음 날, 투석된 물질을 수집하고 최대 속도로 섭씨 4도에서 5분 동안 마이크로분리에서 원심분리하여 침전물을 제거합니다. 옥타머 농도를 결정한 후 10킬로달톤 차단 원심 필터 장치를 사용하여 옥타머를 약 2밀리리터의 최종 부피로 농축합니다. 50에서 100 마이크로 몰 사이의 옥타머 농도를 얻어야합니다.
겔 여과 컬럼을 FPLC 시스템에 연결하여 겔 여과를 준비합니다. 두 개의 컬럼 부피 또는 0.22마이크로미터의 CV, 여과 및 탈기된 재접힘 버퍼로 평형을 이룹니다. 농축된 물질을 분당 1밀리리터의 유속으로 주입하고 1 - 1.5밀리리터 분획을 수집합니다.
이 절차를 시작하려면 순수 옥타머를 포함하는 관련 분획을 풀링하고 앞에서 설명한 대로 농도를 결정합니다. 1밀리리터 니켈 니트릴로트리아세트산 또는 니켈 NTA 컬럼을 FPLC 시스템에 연결합니다. 그리고 0.22 마이크로미터의 여과 및 탈기 재접힘 버퍼의 10 CV와 분당 1밀리리터의 유속으로 평형을 이룹니다.
정제된 옥타머를 분당 1밀리리터의 유속을 사용하여 니켈 NTA를 통과시킵니다. 흐름을 수집합니다. 분당 1밀리리터의 유속을 사용하여 250밀리몰 이미다졸을 함유한 10CV의 리폴딩 버퍼로 용리합니다.
니켈 NTA 용출액을 수집합니다. 스트렙타비딘 기반 정제는 이상적으로는 추운 실내에서 수행해야 합니다. 배치 중력 흐름 설정을 사용하여 250밀리몰 이미다졸을 포함하는 10 CV 리폴딩 버퍼로 상업용 스트렙타비딘의 1밀리리터 친화도 컬럼을 평형화합니다.
니켈 NTA 용리액을 스트렙타비딘 친화성 컬럼에 통과시킵니다. 흐름을 수집합니다. 2.5 밀리몰 데스티오비오틴을 함유한 10 CV의 리폴딩 버퍼로 용리합니다.
용리액을 수집합니다. 용출액의 옥타머 농도를 측정한 후 TEV 프로테아제를 10배 적게 첨가하고 섭씨 4도에서 밤새 반응을 진행합니다. 다음 날, 혼합물을 50킬로달톤 차단 투석막으로 옮기고 섭씨 4도에서 밤새 완충액을 다시 접히는 것에 대해 투석합니다.
10 킬로달톤 컷오프 원심 필터 장치를 사용하여 정제된 비대칭 옥타머를 1-2 밀리리터의 부피로 농축합니다. 예상되는 옥타머 농도는 20-50 마이크로 몰입니다. 뉴클레오솜 재구성에는 뉴클레오솜 위치 지정 서열을 포함하는 DNA가 필요합니다.
5몰 염화나트륨 스톡 용액을 사용하여 DNA 염 농도를 2몰 염화나트륨으로 조정합니다. 소규모 테스트에서 결정된 최적의 옥타머 대 DNA 비율을 사용하여 DNA를 옥타머 및 리폴딩 버퍼와 혼합합니다. 옥타머와 DNA가 2어금니보다 낮은 염 농도에서 혼합될 가능성을 방지하기 위해 옥타머를 마지막에 추가합니다.
혼합물을 6킬로달톤 차단 투석막으로 옮기고 섭씨 4도에서 1리터의 재접힘 완충액에 대해 투석합니다. 다음 날에는 투석 완충액의 염분 농도를 단계적으로 줄입니다. 샘플을 각 염화나트륨 버퍼에 최소 3시간 동안 보관합니다.
다음으로, 투석막을 1리터의 분석 완충액이 있는 비커로 옮기고 섭씨 4도에서 밤새 투석을 계속합니다. 다음 날, 투석된 검체를 채취합니다. 최대 속도로 섭씨 4도에서 5분 동안 마이크로분리에서 원심분리로 형성된 침전물을 제거합니다.
30킬로달톤 차단 원심 필터 장치를 사용하여 샘플을 약 300마이크로리터의 최종 부피로 농축합니다. 260나노미터에서 DNA 농도를 측정합니다. 최종 농도는 10-20 마이크로 몰 범위 내에 있어야합니다.
샘플을 섭씨 4도에서 최대 몇 주 동안 보관하십시오. 다시 접힌 히스톤 혼합물의 겔 여과 용출 프로파일은 히스톤 옥타머가 약 70밀리리터에서 용리되는 것을 보여줍니다. SDS 페이지 젤은 올바른 히스톤 화학량론을 보여줍니다.
세 가지 유형의 옥타머를 포함하는 재구성된 옥타메릭 풀은 탠덤 친화성 정제 계획의 적용을 받습니다. 비대칭 종의 분리는 affinity tag의 존재에 의해 확인됩니다. 친화성 태그는 이후에 TEV 프로테아제로 제거됩니다.
DNA와 옥타머의 상이한 몰 비율을 사용한 소규모 뉴클레오솜 재구성은 1:1의 비율이 최적임을 보여주었습니다. 최적화된 DNA 대 옥타머 몰 비율을 사용하여 대규모 뉴클레오솜 재구성을 수행했으며 4개의 코어 히스톤의 정확한 화학량론을 관찰했습니다. 차등 동위원소 표지된 뉴클레오솜의 NMR 분광법은 질소 15 표지 및 탄소 13 표지 자매 H3 히스톤의 존재를 확인했습니다.
이 응용 사례에서, 히스톤 H3의 C 고리 10에서 차등 동위원소 표지 및 비대칭 인산화된 뉴클레오솜을 GCN5 아세틸전이효소와 반응시켰습니다. 그리고 두 H3 사본 모두에서 히스톤 H3 라이신 14의 아세틸화 후 NMR 분광법에 의해 실시간으로 진행되었습니다. 분석은 히스톤 H3 인산화의 C 고리 10이 트랜스와 비교하여 시스에서 GCN5에 의해 히스톤 H3 라이신 14 아세틸화를 자극한다는 것을 밝혔다.
이 기술을 숙달하면 제대로 수행되면 5일 안에 완료할 수 있습니다. 이 비디오를 시청한 후에는 다른 특징을 가진 자매 히스톤을 포함하는 뉴클레오솜을 재구성하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다.
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이 프로토콜은 차별적으로 동위원소 표지된 자매 히스톤을 가진 뉴클레오솜의 생성을 설명하며, 이는 번역 후 수식의 연구를 용이하게 합니다. 고해상도 기술을 사용하여 연구자들은 두 자매 히스톤에 대한 수식의 상호작용 메커니즘을 조사할 수 있습니다.
This protocol enables the generation of nucleosomes with differentially isotope-labeled sister histones, providing a biochemical tool to interrogate post-translational modification crosstalk mechanisms. By allowing independent tracking of modifications on each histone copy, it supports target validation in chromatin-related drug discovery. The approach enhances predictive confidence in mechanistic studies of epigenetic regulators, informing early-stage lead identification and de-risking efforts.
The method fits within the discovery continuum from target hypothesis testing through lead identification to preclinical evaluation, particularly for epigenetic targets requiring mechanistic clarity.