2017년 4월 1일
여기에서 우리는 라벨 무료 양적 질량 분석을 사용하여 단백질 상관 프로파일 다음에 친 화성이 단백질 복합체의 정화 및 파란색 기본 페이지에서 자신의 분리를위한 프로토콜을 제시한다. 이 방법은 서로 다른 단백질 복합체에 상호 작용 체를 해결하는 데 유용합니다.
이 실험 전략의 전반적인 목표는 청색 천연 폴리아크릴아미드 겔 전기영동, 친화력의 분획, 정제된 단백질 복합체 및 질량 분석법, 상관 관계 프로파일링을 통해 단백질이 관여할 수 있는 고유한 기능 어셈블리를 해결하는 것입니다. 이 방법은 친화성 정제 대규모 분광 분석 실험에 의해 생성된 단백질 목록에 조직 정보를 추가하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 절차의 주요 장점은 수행이 간단하고 해상도가 우수하며 기존 겔 CMSMS보다 작업이 거의 필요하지 않다는 것입니다.
이 프로토콜은 FLAG 태그가 지정된 단백질의 내인성 수준을 발현하는 2억 개에서 5억 개의 세포에 이르는 단백질 복합체의 정제에 최적화되어 있습니다. 텍스트 프로토콜에 설명된 대로 세포 펠릿을 해동한 후 DTT 및 프로테아제 억제제를 함유한 얼음 저온 용해 완충액 5ml를 세포 현탁액에 추가하고 소용돌이쳐 혼합합니다. 얼음 위에서 10분 동안 현탁액을 배양합니다.
세포 현탁액을 콜드 다운 균질기로 옮깁니다. 눈에 띄는 점도가 없을 때까지 꽉 절굿공이를 사용하여 20-30번의 스트로크로 세포를 용해한 다음 균질액을 차가운 마이크로 원심분리기 튜브로 옮깁니다. 튜브를 원심분리한 후 세척된 용해물을 약 50마이크로리터의 용해물을 남기고 깨끗한 냉관으로 옮깁니다.
단백질 농도를 측정하고 정제를 모니터링하기 위해 35마이크로리터의 용해물 분취량을 절약하십시오. 다음으로, 이전에 준비된 비드에서 버퍼를 제거합니다. 1 밀리리터의 용해물로 비드를 재현탁 한 다음 나머지 용해물과 혼합합니다.
섭씨 4도의 회전 휠에서 1-2시간 동안 혼합물을 배양합니다. 자석으로 튜브 측면의 구슬을 모으십시오. 30마이크로리터의 상등액 분취액을 모으고 나머지는 버립니다.
비드를 0.5ml의 IPP150 버퍼에 4-6회 피펫팅하여 재현탁합니다. 그런 다음 서스펜션을 1.5ml 콜드 튜브로 옮깁니다. 다음으로, 0.5ml의 FLAG 용리 천연 완충액으로 비드를 세 번 세척합니다.
마지막 세척으로 비드를 새 콜드 튜브로 옮깁니다. 버퍼를 철저히 제거하십시오. 비드를 100마이크로리터의 200마이크로그램/밀리리터 3X5 펩타이드에 네이티브 용리 완충액에 재현탁합니다.
그런 다음 섭씨 4도에서 10분 동안 부드럽게 회전하며 배양합니다. 자석으로 구슬을 모으고 상층액을 차가운 새 튜브로 옮깁니다. 모든 용출물을 당기기 전에 이 단계를 두 번 반복합니다.
10, 4 섭씨 온도에 G 시간에 원심 분리에 의해 원심 분리 여과기 장치에 있는 25 마이크로리터에 용리액을 아래로 집중하십시오. 25마이크로리터 농축 용리액에 4X 네이티브 시료 로딩 버퍼와 0.5%G-250 시료 첨가제를 추가하여 시료를 준비합니다. 샘플과 네이티브 분자량 마커를 로드하고 그 사이에 빈 웰을 남겨둡니다.
그런 다음 10-20마이크로리터의 1X 기본 시료 로딩 버퍼를 모든 빈 웰에 로드합니다. 샘플을 방해하지 않도록 200mL의 1X native PAGE 짙은 파란색 음극 버퍼로 음극 챔버를 조심스럽게 채웁니다. 양극 챔버를 550ml의 1X 기본 PAGE 양극 버퍼로 채웁니다.
젤을 150볼트에서 30분 동안 실행합니다. 실행을 중지한 후 혈청학적 피펫으로 진한 파란색 음극 버퍼를 제거하고 1X 하늘색 음극 버퍼로 교체합니다. 60분 동안 실행을 계속한 후 젤 카세트를 열고 카세트 플레이트 중 하나를 버립니다.
젤은 다른 카세트 플레이트에 부착된 상태로 유지됩니다. 젤을 덮을 수 있을 만큼 충분한 고정액이 담긴 트레이에 젤을 넣고 부드럽게 흔들면서 30분 동안 배양합니다. 그런 다음 젤을 스캔하기 전에 고정 용액을 제거하고 물로 교체하십시오.
질량 분석을 준비하려면 먼저 다른 96웰 플레이트 위에 원뿔형 바닥 96웰 플레이트를 배치하여 폐기물을 수집합니다. 원뿔형 바닥 96 웰 플레이트의 웰 바닥을 21 게이지 바늘로 뚫습니다. 그런 다음 피어싱 플레이트의 웰에 200 마이크로 리터의 50 % 아세토 니트릴, 0.25 % 포름산을 첨가합니다.
플레이트 스택을 셰이커에 10분 동안 배양합니다. 다음으로, 플레이트를 500배 G에서 1분 동안 원심분리하여 액체가 구멍을 통해 폐기물 수집 플레이트로 흐르도록 합니다. 세척 단계를 두 번 반복한 후 피어싱된 96웰 플레이트의 웰에 150마이크로리터의 50밀리몰라 중탄산암모늄을 채웁니다.
다음으로 깨끗한 표면에 젤을 놓습니다. 샘플이 포함된 레인을 48개의 동일한 슬라이스로 슬라이스합니다. 젤 상단의 마지막 5 조각을 제외하고 각 조각을 2 개 또는 3 개의 작은 조각으로 자릅니다.
피어싱된 끝이 세척된 96웰 플레이트의 한 웰에 각 슬라이스를 순차적으로 놓습니다. 각 웰에 50마이크로리터의 아세토니트릴을 넣고 30-60분 동안 흔들면서 플레이트를 배양합니다. 원심분리로 액체를 제거한 후 각 웰에 200마이크로리터의 2mm TSEB와 50밀리몰의 중탄산암모늄을 추가합니다.
접시를 실온에서 30분 동안 흔들면서 배양한 후 이전과 같이 원심분리로 액체를 제거합니다. 200마이크로리터의 순수 아세토니트릴을 첨가하여 젤 조각을 탈수하고 젤 조각이 흰색이고 불투명해질 때까지 실온에서 20분 동안 흔들면서 배양합니다. 아세토니트릴을 제거한 후 차가운 중탄산암모늄에 150마이크로리터의 트립신을 각 웰에 첨가합니다.
섭씨 37도에서 2시간 동안 흔들면서 접시를 배양합니다. 다음으로, 젤 함유 플레이트 아래에 깨끗한 원추형 바닥 플레이트를 놓고 플레이트의 올바른 방향을 확인합니다. 그런 다음 펩타이드가 포함된 액체를 200배 G에서 1분 동안 원심분리하여 수집합니다.
펩타이드가 함유된 플레이트를 원심 증발기에 넣고 다음 단계를 수행하는 동안 액체를 증발시킵니다. 겔 조각에 150 마이크로 리터의 50 % 아세토 니트릴, 0.25 % 포름산을 첨가하십시오. 섭씨 37도에서 30분 동안 흔들면서 배양합니다.
1분 동안 200배 G에서 원심분리하여 부분적으로 건조된 플레이트에 액체를 수집합니다. 다음 단계를 수행하는 동안 플레이트를 함유한 펩타이드를 계속 증발시킵니다. 펩타이드 용액을 세척된 원심 여과 플레이트로 옮깁니다.
그 아래에 깨끗한 원뿔형 바닥 플레이트를 놓아 펩타이드를 수집하고 이전과 같이 플레이트 스택을 원심분리합니다. 우물이 완전히 마를 때까지 원추형 바닥판에서 액체를 증발시킵니다. 건조되면 플레이트를 실리콘 뚜껑으로 덮고 텍스트 프로토콜에 설명된 대로 질량 분석 및 데이터 분석을 수행할 때까지 섭씨 영하 20도에서 보관할 수 있습니다.
Mta2 및 copurifying 단백질의 blue native PAGE migration 프로파일의 계층적 클러스터링에서 얻은 대표적인 결과는 단백질 강도를 나타내는 dendrogram 및 heat map으로 여기에 나와 있습니다. Mta2의 이동 프로파일은 두 개의 별개의 복합체를 나타내는 두 개의 피크를 보여줍니다. 일부 NuRD 소단위체는 저분자량 어셈블리에서 가장 높은 존재비를 가진 유사한 패턴을 보여줍니다.
대조적으로, 다른 NuRD 소단위는 더 높은 분자량 NuRD 어셈블리에서 더 풍부합니다. 반면에, Mta2 상호작용자인 Cdk2ap1은 고분자량 NuRD 어셈블리에만 존재합니다. 이 기술을 숙달하면 이틀 반 만에 완료할 수 있습니다.
이 절차를 시도하는 동안 단백질 복합체의 해리를 방지하기 위해 모든 샘플과 시약을 얼음 위에 보관해야 한다는 점을 기억하는 것이 중요합니다. 이 절차는 네이티브 조건에서 경쟁적 용리를 통해 친화성 배지에서 볼 수 있는 경우 관심 있는 모든 단백질에 적용할 수 있습니다. 이 절차에 따라 역(reverse) 또는 순차(sequential) 공동면역침전(co-immunoprecipitation)과 같은 다른 방법을 수행하여 식별된 하위군(subcomplex)을 검증할 수 있습니다.
이 기사는 단백질 복합체의 친화성 정제 후 청색 천연 PAGE 및 질량 분석법을 위한 프로토콜을 제시합니다. 이 방법은 상호작용체를 뚜렷한 단백질 복합체로 효과적으로 분리합니다.
Resolving protein complex topology enhances target validation by revealing functional assemblies beyond binary interactions. This method supports mechanistic de-risking in early discovery by distinguishing distinct complexes that may drive divergent signaling outcomes. It enables predictive confidence in target selection by linking interactome data to structural organization.
The method integrates affinity purification with orthogonal separation to enrich discovery-stage interactome maps with structural context before lead identification efforts.