Name: 측두엽 간질에 대한 모델을 생성하기 위해 전기적으로 점화되는 VGAT-Cre 마우스를 위한 전극의 준비 및 이식 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: 배우세요 VGAT-Cre 마우스를 이용한 측두엽 간질 모델 생성 방법을. 전극 이식 및 전기 점화 기법으로 자발적 발작을 유도하며 해마 손상을 최소화하여 발작 기전 연구와 신약 개발에 활용할 수 있습니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

저자는 이 프로토콜에 대한 유용한 토론을 해준 John Williamson에게 감사를 표합니다. 이 작업은 NIH/NINDS 보조금 NS112549의 지원을 받았습니다.

동물 사용은 ARRIVE12 지침을 따랐으며 버지니아 대학의 동물 관리 및 사용위원회의 승인을 받았습니다.
1. 두 개의 양극 전극이 있는 헤드셋 만들기(그림 1)
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62929/62929fig01.jpg"> 그림 1: EEG 헤드셋 제작의 주요 단계. (A) 프로토콜의 다양한 단계에서 전극의 모양(왼쪽 일치 단계의 숫자). (B) 정위 프레임에 맞는 수제 홀더에 장착 된 최종 제품의 사진. 홀더는 헤드셋 받침대에 맞는 칼라 핀 어셈블리로 끝납니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62929/62929fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<ol><li>3.5cm의 스테인리스 폴리테트라플루오로에틸렌 코팅 스테인리스 스틸 와이어를 자릅니다.</li>
	<li>양쪽 끝의 전선에서 절연 코팅을 약 1mm 벗겨냅니다. 와이어를 너무 많이 벗기지 마십시오.</li>
	<li>더 긴 슬릿이 있는 핀의 바닥 부분이 아래를 향하도록 바이스 홀더에 두 개의 핀을 놓습니다.</li>
	<li>와이어의 벗겨진 끝과 핀 상단에 플럭스를 적용합니다.</li>
	<li>와이어의 벗겨진 부분을 코팅하기에 충분한 땜납으로 주석 처리합니다.</li>
	<li>측면에 넘치지 않고 핀 상단에 최소한의 땜납을 추가하십시오.</li>
	<li>땜납이 녹는 동안 와이어의 벗겨진 끝의 한쪽 끝을 가능한 한 깊이 핀에 넣습니다. 알림: 와이어가 나올 수 있는 측면 구멍이 있습니다 - 와이어가 핀에서 나오지 않도록 하십시오. 벗겨진 모든 와이어는 핀 안에 있어야 합니다.</li>
	<li>두 번째 핀에 대해 1.6-1.7단계를 반복하고 이제 와이어의 다른 벗겨진 끝을 사용합니다.</li>
	<li>핀을 고정할 때까지 30초 동안 그대로 두고 바이스 홀더에서 핀을 제거한 다음 핀을 당겨 와이어와 핀 사이의 연결이 강하고 고정되는지 확인합니다.</li>
	<li>핀을 찬물로 헹구고 말리십시오.</li>
	<li>저항계를 사용하여 핀 1과 핀 2 사이의 컨덕턴스를 확인합니다.</li>
	<li>와이어 끝에 있는 핀을 함께 가져옵니다. 그것들을 평행하게 잡고 닫습니다. 지혈제를 와이어 중앙에 고정합니다. 그런 다음 지혈기를 돌려서 와이어가 상당히 단단히 꼬이도록 합니다. 지혈제를 제거하십시오.</li>
	<li>Clamp 핀에서 2mm 아래 꼬인 와이어에 집게를 끼우고 와이어를 90°로 구부립니다.</li>
	<li>동일한 와이어를 집게 위로 다시 90° 뒤로 밀어 첫 번째에서 1mm 더 구부립니다.</li>
	<li>꼬인 와이어를 작고 날카로운 가위로 45mm에서 굽힘 아래 3.5° 각도로 자릅니다.</li>
	<li>각 헤드셋에 대해 이러한 양극성(이중 핀 꼬임) 전극 중 두 개를 준비합니다(선택 사항, 두 번째는 첫 번째 전기적 문제가 있는 경우 백업).</li>
	<li>양쪽 끝에 납땜된 핀이 있는 와이어를 두 개로 절단하여 하나의 단일 기준 전극을 준비합니다(단계 1.1-1.17, 그림 1A).</li>
	<li>와이어를 7mm로 자릅니다.</li>
	<li>끝을 끝 아래 1mm 구부립니다.</li>
	<li>그런 다음 구부러진 와이어 1mm 끝을 집게로 덮고 집게 주위로 와이어를 단단히 돌려 작은 고리(직경 1mm)를 만듭니다.</li>
	<li>와이어의 직선 부분에 수직으로 루프를 구부려 와이어 팁이 다시 바깥쪽을 향하도록 합니다.</li>
	<li>두 개의 바이폴라 전극과 단일 기준 전극을 6핀 받침대에 조립하여 바이폴라 전극이 6mm 간격으로 나란히 있고 기준 전극이 중간 외부 구멍에 배치되도록 합니다(그림 1B). 알림: 다른 방법은 전극을 이식하고 제자리에 시멘트를 바른 다음 받침대에 핀을 삽입하는 것입니다.</li>
</ol>2. 정위 전극 주입
<ol><li>수술 전에 모든 수술 도구와 6핀 전극 어셈블리를 고압증기멸균으로 소독하십시오. 수술 중에는 멸균 수술 부위를 유지해야 하며 멸균 수술용 장갑을 사용해야 합니다. 멸균 커튼(예: Press n' Seal)은 수술 부위를 제외하고 동물을 덮는 것이 좋습니다.</li>
	<li>이유 후 4주 후에 수술을 위해 8주령의 VGAT-Cre 마우스(연령 일치, 수컷과 암컷 모두)를 사용합니다. 수술 후 체중 감소를 측정할 수 있도록 수술 전에 동물의 체중을 기록합니다.</li>
	<li>인증된 이소플루란 기화기 또는 정밀 주사기 펌프, 통합 디지털 기화기 및 피드백 열 패드가 장착된 저유량 마취 시스템을 사용하십시오. 참고: 저유량 시스템은 동물의 크기에 비례하는 낮은 유속으로 유도 챔버 또는 정위 프레임의 노즈 콘을 통해 마취를 전달할 수 있습니다(70mL/분, 공기 중 이소플루란 농도는 유도의 경우 4%, 수술의 경우 2%). 마취를 줄이면 수술 중 동물에게 도움이 될 뿐만 아니라 실험실 직원이 이소플루란에 노출될 위험도 줄어듭니다.</li>
	<li>수술 중에 따뜻하게 유지하기 위해 37°C로 예열된 가열된 패드에 마취된 동물을 놓습니다. 피드백 제어 온도 시스템을 사용하는 경우 수술 중 온도 모니터링을 위해 가볍게 윤활된 온도 프로브를 동물의 직장에 삽입하십시오.</li>
	<li>귀 바를 귀에 부드럽게 넣고 앞니를 앞니 바에 부드럽게 넣어 동물을 정위 프레임에 장착하십시오. 적절한 마취 전달을 위해 코 위에 노즈 콘을 놓습니다. 헤드가 수평을 이루고 중앙에 있고 약간 조사할 때 움직일 수 없는지 확인하십시오.</li>
	<li>수화를 위해 0.5mL의 노르모솔을 피하 주사합니다.</li>
	<li>각막 건조를 방지하기 위해 안구 윤활제를 바르십시오.</li>
	<li>뒷다리 발가락을 꼬집은 후 금단 반사가 없어 마취 깊이를 모니터링 한 다음 수술 중 이소 플루 란을 1.5 % -2.0 %로 줄입니다.</li>
	<li>가위(면도) 또는 제모 크림을 뽑거나 사용하여 수술 부위와 주변의 머리카락을 제거하고 요오드와 에탄올을 번갈아 가며 3회 주기로 피부를 소독하고 요오드로 마무리합니다. 수술 부위에서 머리카락을 제거하는 것은 해당 위치에서 마취를 유지할 수 있는 수단이 있는 경우에만 권장됩니다. 필요한 경우 알코올에 적신 화장솜 어플리케이터를 사용하여 머리 주변 부위의 털을 제거합니다. 국소 진통제 부피바카인(0.25%) 0.05mL를 피하 주사한다.</li>
	<li>메스를 사용하여 두개골을 절개 한 다음 날카로운 수술 용 가위로 피부 일부를 잘라내어 두개골을 노출시킵니다. 면봉을 사용하여 피부를 옆으로 밀고 시야를 방해하는 모든 근육과 밑에있는 조직에서 두개골을 닦아냅니다. 알림: 우발적인 출혈을 멈추려면 멸균 면봉으로 출혈 부위가 멈출 때까지 압력을 가하십시오.</li>
	<li>멸균 면봉을 사용하여 과산화수소로 두개골을 청소하여 두개골 봉합사와 브레그마와 람다를 모두 볼 수 있도록 합니다.</li>
	<li>두개골을 완전히 건조시킨 다음 어플리케이터를 사용하여 자체 에칭 치과용 접착제 한 방울을 바릅니다. 두개골에 솔질하고 60초 동안 기다렸다가 치과용 자외선으로 40초 동안 치료합니다. 광택 표면은 접착제가 두개골과 효과적으로 가교되었음을 나타냅니다. 참고: 이 단계는 헤드셋을 안전하게 부착하는 데 중요합니다.</li>
	<li>0.031" 드릴 비트(0.79mm)를 사용하여 해마 깊이 전극(약 5,000rpm)을 이식하기 위해 두 개의 버 구멍을 양측으로 뚫습니다. 람다 뒤의 소뇌 위에 기준 전극을 위한 버 구멍을 하나 더 뚫습니다. 알림: 드릴링할 때 드릴을 천천히 내리고 뇌에 구멍을 뚫지 않도록 주의하십시오.</li>
	<li>전극의 좌표는 다음과 같습니다 (브레그마에서 mm 단위) : 후방 3mm, 측면 3mm 및 깊이 3mm의 해마 전극; 및 후방 6mm, 측면 0mm, 깊이 0mm(경막하)의 소뇌 기준 전극.</li>
	<li>정확도를 높이려면 정밀하게 장착된 드릴을 사용하고 브레그마를 만질 때 정체 조작기 X/Y 축을 영점 조정하십시오 - 이것은 좌표의 기준점입니다.</li>
	<li>6핀 받침대에 모든 전극을 삽입하여 헤드셋을 조립하고 핀이 받침대 안으로 완전히 밀어 넣어졌는지 확인합니다. 받침대를 정위 프레임의 전극 홀더에 장착합니다(그림 1B).</li>
	<li>해당 버 구멍 위에 전극을 맞춥니다. 헤드셋을 천천히 내리고 전극을 버 구멍으로 안내하여 좌우 해마와 기준 전극에 꼬인 양극성 스테인리스 스틸 와이어 전극을 소뇌에 정위 이식합니다.</li>
	<li>해마 트위스트 전극이 구멍 바로 위에 있으면 Z 축을 영점으로 만들고 천천히 -3.0mm로 내립니다.</li>
	<li>두개골 표면과 전극을 치과 용 시멘트로 덮고 두개골 표면과 받침대 바닥 사이의 공간을 채 웁니다. 피부 가장자리는 치과용 시멘트에 인접하여 밑에 있는 조직이 노출된 상태로 유지되지 않습니다. 시멘트가 마르고 굳을 때까지 기다리십시오. 그런 다음 전극 홀더를 정위 암에서 분리하고 받침대에서 홀더를 제거합니다.</li>
	<li>진통을 위해 0.1mL의 케토프로펜(1mg/mL, SC)을 주사하고 수분 공급을 위해 0.5mL의 노르모솔(SC)의 두 번째 용량을 주입하고 정위 프레임에서 동물을 제거합니다.</li>
	<li>37°C로 예열된 등온 패드를 종이 타월로 덮인 빈 동물 사육장 안에 넣습니다. 완전히 깨어 나면 침구와 부드러운 음식이있는 깨끗한 새장에 동물을 넣고 동물 사육장으로 되돌려 보냅니다. 이 시점부터 동물들은 서로의 헤드셋을 씹는 것을 방지하기 위해 단독으로 수용됩니다. 와이어 바 호퍼는 헤드셋이 끼는 것을 방지하기 위해 사용되지 않으며 대신 물병이 케이지 상단의 아래쪽에 묶여 있고 차우가 침구에 있습니다.</li>
	<li>수술 후 72 시간 동안 동물에게 부드러운 음식을 먹이고 체중 감소 및 신체 상태 점수를 모니터링하십시오. 탈수 된 동물은 탈수 된 경우 0.5 mL의 노르 모솔을 피하 투여 할 수 있습니다 (체중 감소, 피부 팽창 증가, 눈의 침몰). 케토프로펜은 수술 후 2일 더 하루에 한 번 피하 투여할 수 있습니다(현지 IACUC 지침에 따라 진통 요법을 따르십시오). 동물이 EEG 기록 시스템으로 옮기기 전에 4-7일 동안 새장에서 완전히 회복되도록 합니다.</li>
</ol>3. 전기 점화 프로토콜
<ol><li>마우스 헤드와 정류자의 소켓에 맞는 유연한 케이블을 사용하여 마우스를 EEG 기록 시스템에 연결합니다( 재료 표 목록 참조). 아래의 전기 자극 프로토콜을 진행하기 전에 동물이 하루 동안 적응하도록 하십시오. 매일 전반적인 건강 및 순응을 모니터링하고 질병, 고통 및/또는 25%를 초과하는 지속적인 체중 감소의 징후가 있는 경우 시스템에서 제거하십시오.</li>
	<li>자극 전극의 두 리드를 정전류 자극기의 출력에 연결합니다. 알림: 이러한 전극을 EEG 기록기에서 자극기로 전환하는 회로 기판이 있으면 매우 유용합니다.</li>
	<li>2초 동안 50Hz에서 1ms 펄스를 전달하도록 자극기를 설정합니다.</li>
	<li>자극기의 출력을 20μA로 설정하고 1차 펄스를 전달합니다.</li>
	<li>전기 자극 펄스보다 오래 지속되는 고주파 스파이크의 방전 후 특성에 대해 EEG를 모니터링합니다.</li>
	<li>방전이 관찰되지 않으면 방전 후 트리거될 때까지 주입되는 전류의 양을 20μA 단위로 늘립니다. 필요한 전류의 양은 방전 후 임계값(ADT)입니다.</li>
	<li>일반적인 ADT는 20-50μA입니다. 200μA로 증가한 후에도 방전이 관찰되지 않으면 고감도 저항계를 사용하여 전기 연결 및 헤드셋 배선 문제를 해결해야 합니다. 자극 전극에 문제가 있는 경우 다른 깊이 전극으로 자극을 시도하십시오.</li>
	<li>동물은 해당 마우스의 ADT 값의 1.5배인 전류를 사용하여 하루에 2배 또는 6배를 자극하여 불을 붙입니다.</li>
	<li>상태의 변화에서 떨어지는 양측 긴장 간대 발작으로 상승하는 자극에 대한 행동 반응을 모니터링하십시오. 수정된 라신 클래스 시스템을 사용하여 점수매기기 11. 치명적인 긴장성 발작을 피하기 위해, 연속적인 자극이 발작의 심각성과 발작 기간을 최대 6점(달리기 및 점프)까지 증가시키는 경우 점화를 일시 중지해야 합니다</li>
</ol>

<ol><li>Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nationwide+trends+in+medical+expenditures+among+adults+with+epilepsy%3A+2003-2014%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Neurological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Nationwide trends in medical expenditures among adults with epilepsy: 2003-2014.</a> Journal of the Neurological Sciences. 384, 113-120 (2018).</li>
<li>Hauser, W. A., Hesdorffer, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epilepsy%3A+Frequency%2C+Causes%2C+and+Consequences%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Foundation+of+America%22%5BJournal%5D)">Epilepsy: Frequency, Causes, and Consequences.</a> Epilepsy Foundation of America. , (1990).</li>
<li>Galanopoulou, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+new+epilepsy+treatments%3A+issues+in+preclinical+methodology%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Identification of new epilepsy treatments: issues in preclinical methodology.</a> Epilepsia. 53 (3), 571-582 (2012).</li>
<li>Kehne, J. H., Klein, B. D., Raeissi, S., Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+National+Institute+of+Neurological+Disorders+and+Stroke+%28NINDS%29+Epilepsy+Therapy+Screening+Program+%28ETSP%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochemical+Research%22%5BJournal%5D)">The National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) Epilepsy Therapy Screening Program (ETSP).</a> Neurochemical Research. 42 (7), 1894-1903 (2017).</li>
<li>Buckmaster, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+animal+models+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Laboratory animal models of temporal lobe epilepsy.</a> Comparative Medicine. 54 (5), 473-485 (2004).</li>
<li>Levesque, M., Avoli, M., Bernard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+temporal+lobe+epilepsy+following+systemic+chemoconvulsant+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of temporal lobe epilepsy following systemic chemoconvulsant administration.</a> Journal of Neuroscience Methods. 260, 45-52 (2016).</li>
<li>Loscher, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Critical+review+of+current+animal+models+of+seizures+and+epilepsy+used+in+the+discovery+and+development+of+new+antiepileptic+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22Seizure%22%5BJournal%5D)">Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs.</a> Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).</li>
<li>Buckmaster, P. S., Haney, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+outcomes+of+pilocarpine+treatment+in+a+mouse+model+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).</li>
<li>Wang, L., Liu, Y. H., Huang, Y. G., Chen, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-course+of+neuronal+death+in+the+mouse+pilocarpine+model+of+chronic+epilepsy+using+Fluoro-Jade+C+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Time-course of neuronal death in the mouse pilocarpine model of chronic epilepsy using Fluoro-Jade C staining.</a> Brain Research. 1241, 157-167 (2008).</li>
<li>Dey, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potassium+leak+channel+silences+hyperactive+neurons+and+ameliorates+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">A potassium leak channel silences hyperactive neurons and ameliorates status epilepticus.</a> Epilepsia. 55 (2), 203-213 (2014).</li>
<li>Straub, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+kindled+VGAT-Cre+mice+as+a+new+animal+model+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Characterization of kindled VGAT-Cre mice as a new animal model of temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsia. 61 (10), 11(2020).</li>
<li>Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+the+ARRIVE+guidelines+for+reporting+animal+research%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research.</a> PLoS Biology. 8 (6), 1000412(2010).</li>
<li>Vong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leptin+action+on+GABAergic+neurons+prevents+obesity+and+reduces+inhibitory+tone+to+POMC+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Leptin action on GABAergic neurons prevents obesity and reduces inhibitory tone to POMC neurons.</a> Neuron. 71 (1), 142-154 (2011).</li>
<li>Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+ontogeny+of+the+cranial+base+and+craniofacial+skeleton+in+male+C57BL%2F6J+mice%3A+A+reference+standard+for+quantitative+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis.</a> Frontiers in Physiology. 6, (2016).</li>
<li>Lothman, E. W., Bertram, E. H., Bekenstein, J. W., Perlin, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-sustaining+limbic+status+epilepticus+induced+by+%27continuous%27+hippocampal+stimulation%3A+electrographic+and+behavioral+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Self-sustaining limbic status epilepticus induced by 'continuous' hippocampal stimulation: electrographic and behavioral characteristics.</a> Epilepsy Research. 3 (2), 107-119 (1989).</li>
<li>Lothman, E. W., Williamson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+electrical+stimulus+parameters+on+afterdischarge+thresholds+in+the+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Influence of electrical stimulus parameters on afterdischarge thresholds in the rat hippocampus.</a> Epilepsy Research. 13 (3), 205-213 (1992).</li>
<li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroencephalography+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Electroencephalography and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2018).</li>
<li>Wenker, I. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postictal+death+is+associated+with+tonic+phase+apnea+in+a+mouse+model+of+sudden+unexpected+death+in+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Postictal death is associated with tonic phase apnea in a mouse model of sudden unexpected death in epilepsy.</a> Annals of Neurology. 89 (5), 1023-1035 (2021).</li>
<li>Morimoto, K., Fahnestock, M., Racine, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kindling+and+status+epilepticus+models+of+epilepsy%3A+rewiring+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Kindling and status epilepticus models of epilepsy: rewiring the brain.</a> Progress in Neurobiology. 73 (1), 1-60 (2004).</li>
</ol>

저자는 공개 할 갈등이 없습니다.

이 보고서는 생쥐의 전기 점화가 간질을 유발하는 프로토콜을 설명합니다. 자극 전극이 해마에 위치하기 때문에 이것은 환자의 측두엽 간질(TLE)을 모델링하는 국소 변연계 간질입니다. 이 프로토콜의 중요한 단계는 VGAT-Cre 마우스를 사용하는 것인데, Vgat 유전자에 IRES-Cre 재조합 효소 카세트가 삽입되어 손상된 억제성 GABA 전류를 나타낸다11. C57BL/6은 이 프로토콜로 발을 붙인 후 간질이 발생하지 않지만 다른 종류의 마우스도 발생할 수 있습니다.
이 프로토콜은 해마에 자극 깊이 전극을 배치하여 개발되었습니다. 좌표는 대상에 CA1 하위 필드에 들어갈 때 entorhinal cortex의 천공 경로 투영을 제공했습니다. 전기 자극에 의해 유도된 전기장은 정의되지 않았으므로 전극의 정확한 위치는 중요하지 않습니다. 사실, 설치류는 변연계의 어느 곳에서나 전기적으로 점화될 수 있습니다, 예를 들어, 편도체...

간질은 상당한 경제적, 인간적 부담을 안고 있는 주요 신경 장애입니다. NINDS는 간질을 앓고 있는 미국인이 300만 명에 달하는 것으로 추정합니다. 이 환자 중 약 60만 명이 측두엽 간질(TLE)을 앓고 있습니다1. 안타깝게도 TLE의 의학적 치료는 환자의 1/3에서 효과가 없거나 약물 내성이 발생하거나 부작용에 대한 불내성으로 인해 실패합니다2. 분명히, TLE에 대한 새로운 치료법을 개발할 필요가 있으며, 이는 미국 간질 학회 기초 과학 위원회(American Epilepsy Society Basic Science Committee), 전임상 간질 약물 발견을 위한 국제 간질 퇴치 실무 그룹(International League Against Epilepsy Working Group for Preclinical Epilepsy Drug Discovery) 및 국가 자문 신경 장애 및 뇌졸중 위원회(National Advisory Neurological Disorders and Stroke Council) 3,4가 공유하는 결론입니다.
측두엽 간질의 현재 동물 모델은 화학경련제(예: kainate, pilocarpine) 또는 장기간 전기 자극을 사용하여 오래 지속되는 간질 상태를 유도한다 5,6,7. 많은 동물들이 시술 중에 사망합니다 (쥐에서 10 % -30 %, 쥐에서 최대 90 %8). 생존하고 간질이 발생하는 동물은 뇌 전체에 걸쳐 광범위한 신경 세포 사멸을 보입니다 9,10. 이 죽음은 미세아교세포, 성상교세포 및 침윤성 단핵구의 활성화로 시작하여 일련의 반응을 유발합니다. 뉴런 반응에는 회로 재구성(예: 이끼 낀 섬유 발아), 회로에 제대로 통합되지 않는 새로운 뉴런의 탄생(예: 이소성 과립 세포) 및 과흥분성으로 이어지는 내재적 변화(예: Na+ 채널의 상향 조절)가 포함됩니다. 심각한 신경 세포 사멸이 없는 간질 모델은 새로운 항간질제에 대한 검색을 용이하게 할 것입니다.
간질에 대한 GABA 가설을 시험하는 동안, VGAT-Cre 마우스를 약한 전기 점화 프로토콜로 치료하면 자발적인 운동 및 전기 발작이 일어난다는 것이 발견되었다11. 일반적으로 설치류의 전기적 점화는 간질을 정의하는 자발적인 발작으로 이어지지는 않지만, 과도하게 점화되는 경우에는 가능할 수 있다11. VGAT-Cre 마우스는 GABAergic 억제 뉴런에서 특이적으로 발현되는 소포성 GABA 수송체(VGAT) 유전자의 제어 하에 Cre 재조합효소를 발현합니다. Cre의 삽입은 mRNA 및 단백질 수준에서 VGAT의 발현을 방해하여 해마에서 GABAergic 시냅스 전달을 손상시키는 것으로 밝혀졌습니다. 점화된 VGAT-Cre 마우스는 간질 생성과 관련된 메커니즘을 연구하고 새로운 치료제를 스크리닝하는 데 유용할 수 있다고 결론지었다11. 현재 보고서는 모델 생성에 사용되는 방법을 자세히 제공합니다.

<table><tbody><tr><td>16 채널 세포 외 차동 AC 증폭기 (115V / 60Hz)</td> <td>AD Instruments</td><td>AM3500-115-60</td><td>대체 EEG 증폭기</td></tr><tr><td>363 / CP 플러그 칼라, 핀 슬리브</td><td>P1 Technologies</td><td>363SLEEVPIN0NL</td><td>전극 홀더</td></tr><tr><td>케이블, 363-363 5CM - 100CM W / MESH 6TCM</td><td>P1 Technologies</td><td>363363XXXXCM004</td><td>마우스 - 정류 케이블</td></tr><tr><td>CCTV 카메라 Qcwox HD Sony IR LED</td><td>Sony</td><td>QC-SP316</td><td></td></tr><tr><td>Commutator SL6C/SB (single brush)</td><td>P1 Technologies</td><td>8BSL6CSBC0MT</td><td>formerly Plastics One, Inc.</td></tr><tr><td>전류 증폭기</td><td>A-M 시스템</td><td>모델 2100</td><td></td></tr><tr><td>치과 시멘트</td><td>스톨팅</td><td>51459</td><td></td></tr><tr><td>드릴 비트, #75, OD&nbsp; 0.310" LOC 130 PT</td><td>Kyocera</td><td>105-0210.310</td><td></td></tr><tr><td>E363/0 소켓 접점 스큐드</td><td>P1 Technologies</td><td>8IE3630XXXXE</td><td>핀 for connector</td></tr><tr><td>iBond Self Etch glue</td><td>Kulzer</td><td>CE0197</td><td></td></tr><tr><td>MS363 PEDESTAL 2298 6 PIN WHITE</td><td>P1 Technologies</td><td>8K000229801F</td><td>EEG 헤드셋 커넥터</td></tr><tr><td>오미터</td>, <td>Simpson</td><td>260</td><td>고감도</td></tr><tr><td>PowerLab 16/35 및 LabChart Pro</td><td>AD Instruments</td><td>PL3516/P</td><td>대체 EEG 소프트웨어</td></tr><tr><td>SomnoSuite</td><td>Kent Scientific Corp.</td><td>SS-01</td><td>마취 장치 & RightTemp 모니터링</td></tr><tr><td>정위 드릴 및 마이크로 모터 키트</td><td>Foredom Electric Co.</td><td>K.1070</td><td></td></tr><tr><td>정위 프레임</td><td>David Kopf Instruments</td><td>모델 940</td><td></td></tr><tr><td>깊이 전극용 테플론 코팅 와이어, OD 0.008'A-M</td> <td>시스템</td><td>791400</td><td></td></tr><tr><td>VGAT-Cre 마우스 선천성 C57BL/6J 배경</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td></td></tr></tbody></table>

측두엽 간질에 대한 모델을 생성하기 위해 전기적으로 점화되는 vgat-cre 마우스를 위한 전극의 준비 및 이식

Preparation and Implantation of Electrodes for Electrically Kindling VGAT-Cre Mice to Generate a Model for Temporal Lobe Epilepsy

VGAT-Cre 마우스의 전기 점화가 자발적인 모터 및 전기 발작을 유발한다는 것이 발견되었습니다. 최근 논문은 점화 후 자발적인 재발 발작 (SRS)을 발생시키는 데 독특한 VGAT-Cre 마우스가 어떻게 사용되었는지에 초점을 맞추 었으며 VGAT 유전자에 Cre를 삽입하는 메커니즘이 발현을 방해하고 GABAergic 톤을 감소 시켰습니다. 현재 연구는 이러한 관찰을 더 큰 생쥐 코호트로 확장하여 SRS가 점화 후 지속되는 기간과 동물의 성별 및 연령의 영향과 같은 주요 문제에 초점을 맞춥니다. 이 보고서는 다음과 같은 주요 단계에 대한 프로토콜을 설명합니다 : 전기 자극 및 뇌파도 읽기를위한 해마 깊이 전극이있는 헤드셋 만들기; 헤드셋이 떨어지지 않도록 마우스의 두개골에 단단히 고정하는 수술; 펄스 지속 시간, 열차 주파수, 열차 지속 시간 및 주입 전류량과 같은 전기 점화 프로토콜의 주요 세부 정보. 점화 프로토콜은 대부분의 VGAT-Cre 마우스에서 간질을 안정적으로 유발한다는 점에서 강력하여 새로운 항간질제를 테스트할 수 있는 새로운 모델을 제공합니다.

마리 이 모델은 원래 혼합 배경에서 VGAT-Cre 마우스(Slc32a1tm2(cre)Lowl/J)13 를 사용하여 개발되었습니다. 그러나 C57BL/6J와 유사한 VGAT-Cre 균주에도 적용되었습니다. 균주 간에 발생하는 간질에서는 차이가 관찰되지 않았습니다. 두 균주 모두 소포 GABA 수송체 프로모터의 제어 하에 Cre 재조합효소를 발현합니다. 이들 마우스는 Vgat 유전자에서 코돈을 정지시킨 후 IRES-Cre 카세트를 노크하여 생성하였다. 이 생쥐는 정상적으로 번식하므로 동형 접합체로 유지됩니다. 식민지의 유전 적 드리프트를 방지하려면 육종가를 구입하고 실험에 F1 세대 마우스 만 사용하십시오. 모든 마우스는 AAALAC 인증 동물 사육장에 사육되었습니다. 생쥐는 음식과 물, 12시간의 명암주기 및 풍부한 환경에 자유롭게 접근 할 수있었습니다. 뇌파 (EEG) 기록을 위해, 마우스는 투명 플라스틱 케이지 ...

이 보고서는 형질전환 VGAT-Cre 마우스의 전기적 점화를 기반으로 측두엽 간질 모델을 생성하는 방법을 설명합니다. 점화된 VGAT-Cre 마우스는 간질의 원인을 파악하고 새로운 치료법을 스크리닝하는 데 유용할 수 있습니다.

측두엽 간질에 대한 모델을 생성하기 위해 전기적으로 점화되는 VGAT-Cre 마우스를 위한 전극의 준비 및 이식

It was discovered that electrical kindling of VGAT-Cre mice led to the spontaneous motor and electrographic seizures. A recent paper focused on how unique ...

이 프로토콜은 생쥐가 자발적인 발작을 일으킨 측두엽 간질에 대한 새로운 모델을 생성하며, 간질 발생 메커니즘을 조사하고 새로운 치료법을 스크리닝하는 데 매우 유용했습니다. VGAT-Cre 마우스에서 이 절차는 화학 경련제 또는 지속적인 전기 자극으로 유발된 상태 간질 후에 종종 나타나는 광범위한 해마 세포 사멸을 일으키지 않고 자발적으로 반복되는 전기 및 운동 및 운동 복합 발작을 안정적으로 유도합니다. 헤드셋 제작을 시작하려면 3.5cm 길이의 폴리테트라플루오로에틸렌 코팅 스테인리스 스틸 와이어를 자르고 와이어 양쪽 끝에서 절연 코팅을 약 1mm 벗겨냅니다.바이스 홀더에 두 개의 핀을 놓고 핀의 바닥 부분이 아래를 향하도록 합니다. 그런 다음 와이어의 벗겨진 끝과 핀 상단에 플럭스를 적용합니다. 와이어의 벗겨진 부분과 핀 상단을 측면에 넘치지 않고 코팅할 수 있을 만큼만 땜납으로 주석 처리합니다.땜납이 녹는 동안 와이어의 벗겨진 끝 중 하나를 가능한 한 깊게 핀에 넣습니다. 와이어의 다른 쪽 끝을 벗겨낸 상태에서 두 번째 핀에 대해 이 과정을 반복합니다. 핀과 땜납을 10초 동안 식힌 후 바이스 홀더에서 핀을 제거한 다음 핀을 당겨 와이어와 핀 사이의 연결이 강하고 고정되는지 확인합니다.찬물에 핀을 헹구고 말리십시오. 나중에 저항계를 사용하여 핀 1과 핀 2 사이의 컨덕턴스를 확인합니다. 와이어 끝에 있는 핀을 함께 가져와 평행하게 고정하고 닫습니다.Clamp 지혈제를 와이어 중앙에 대고 지혈기를 회전시켜 와이어를 단단히 비틀어 줍니다. 지혈제를 제거한 후 집게를 핀 아래 2mm의 꼬인 와이어에 고정하여 와이어를 90도 구부립니다. 와이어를 집게 위로 90도 뒤로 밀어 첫 번째에서 1mm에 한 번 더 구부립니다.작고 날카로운 가위를 사용하여 꼬인 와이어를 굽힘 아래 45도 및 3.5mm에서 자릅니다. 각 헤드셋에 대해 두 개의 바이폴라 또는 이중 핀 꼬인 전극을 준비합니다. 하나의 기준 전극을 준비하려면 양쪽 끝에 납땜된 핀이 있는 와이어를 두 개로 자릅니다.그런 다음 와이어를 7mm로 자르고 팁 아래 1mm에서 와이어 끝을 구부립니다. 구부러진 와이어의 1mm 끝을 집게로 덮고 집게 주위로 와이어를 단단히 돌려 직경 1mm의 작은 고리를 만듭니다. 그런 다음 와이어의 직선 부분에 수직으로 루프를 구부려 와이어 팁이 다시 바깥쪽을 향하도록 합니다.모든 전극을 두 양극 전극 사이에 6mm 거리를 두고 6핀 받침대에 나란히 조립합니다. 중간 외부 구멍에 기준 전극을 놓습니다. 수술을 진행하기 전에 8주령 VGAT-Cre 마우스의 체중을 기록합니다.그런 다음 동물을 유도 챔버에 넣어 마취를 유도합니다. 마취된 마우스를 섭씨 37도의 가열 패드에 놓습니다. 피드백 제어 온도 시스템을 사용하는 경우 수술 중 온도 모니터링을 위해 온도 프로브를 동물의 직장에 삽입하십시오.수술을 시작하려면 흡입 마취 흐름을 코 콘으로 방향을 바꾸고 앞니를 앞니 막대에 부드럽게 넣고 원뿔을 코로 움직여 동물을 정위 프레임에 장착하십시오. 그런 다음 이어 바를 귀에 넣고 정위 프레임에 부착하십시오. 동물의 머리가 수평을 이루고 중앙에 있는지 확인하고 약간 조사할 때 움직일 수 없는지 확인하십시오.동물이 장착되면 수분 공급을 위해 0.5 밀리리터의 노르 모솔을 생쥐에 주입하고 각막 건조를 방지하기 위해 안구 윤활제를 바르십시오. 뒷다리 발을 꼬집어 마취의 깊이를 모니터링하십시오. 동물에 금단 반사가 없으면 수술 부위 주변의 마우스의 두피 모발을 제거하십시오.완료되면 에탄올과 요오드를 번갈아 가며 깨끗한 피부 부위를 세 번 소독하고 요오드로 마무리하고 0.05 밀리리터의 0.25 % 부피 바카인을 피하 주사합니다. 메스를 사용하여 두개골을 절개 한 다음 수술 용 가위로 피부 일부를 잘라내어 두개골을 노출시킵니다. 면봉으로 모든 밑에있는 조직에서 두개골을 청소하기 전에 피부를 옆으로 밉니다.멸균 면봉을 사용하여 과산화수소로 두개골을 청소하고 두개골 봉합사, 브레그마 및 람다를 볼 수 있도록 합니다. 정밀하게 장착된 드릴을 사용하여 드릴 팁을 X, Y, Z 좌표가 0인 브레그마로 이동합니다. 그런 다음 드릴을 올리고 람다로 이동하여 좌표를 결정하여 헤드가 수평인지 확인합니다.두개골을 완전히 건조시킨 후 어플리케이터로 자체 에칭 치과용 접착제 한 방울을 바릅니다. 치과용 UV 광선으로 치과용 접착제를 40초 동안 경화시키기 전에 60초 동안 기다리십시오. 광택 표면은 접착제가 두개골과 효과적으로 가교되었음을 나타냅니다.0.031 인치 드릴 비트를 사용하여 분당 5, 000 회전 또는 RPM으로 두개골에 두 개의 버 구멍을 조심스럽게 뚫어 뇌에 구멍을 뚫지 않도록합니다. 버 구멍의 드릴링을 향상시키기 위해 식염수 한 방울을 바르십시오. 해마 깊이 전극을 이식하려면 브레그마에서 뒤쪽 3mm, 측면 3mm로 뚫습니다.람다 뒤의 소뇌 위에 기준 전극을 위한 버 구멍 하나를 브레그마에서 뒤쪽 6mm, 측면 0mm에 뚫습니다. 다음으로, 조립된 전극이 있는 6핀 받침대를 스테레오탁스 프레임의 전극 홀더에 장착합니다. 전극을 해당 버 구멍 위에 정렬하여 헤드셋을 천천히 내리고 탐색하여 왼쪽 및 오른쪽 해마 버 구멍 바로 위에 있는 두 개의 양극 전극 팁을 찾고 필요한 경우 기준 전극을 조정하여 소뇌 위의 구멍 위로 마우스를 가져갑니다.해마 트위스트 전극이 구멍 바로 위에 있을 때 Z축을 0으로 하고 전극을 오른쪽과 왼쪽 해마로 마이너스 3mm까지 천천히 낮추고 기준 전극을 소뇌 위의 구멍으로 안내합니다. 믹싱볼에 분말과 액체를 혼합하여 치과용 시멘트를 제조하였다. 그런 다음 두개골 표면, 전극 및 두개골 표면과 받침대 바닥 사이의 공간을 치과용 시멘트로 덮습니다.시멘트가 마르고 굳어지면 전극 홀더를 정위 암에서 분리하고 암을 들어 올려 받침대에서 홀더를 제거합니다. 마우스를 케토프로펜과 노르모솔로 피하 투여한 후, 동물을 정위 프레임에서 제거하여 동물을 동물 사육장 케이지의 가열 패드로 옮깁니다. 완전히 깨어나면 한 마리의 동물을 동물 사육장으로 돌려보내고 동물에게 부드러운 음식을 먹이고 수술 후 최대 72시간 동안 매일 체중 감소를 모니터링합니다.대표적인 바이올린 플롯에는 점화 상태 기준에 따라 마우스가 요구하는 자극의 수가 표시됩니다. 마우스는 일반적으로 점화 상태에 도달하거나 15번의 자극 후에 5번의 양측 긴장 간대 운동 발작을 경험합니다. 자발성 재발 발작(SRS)까지의 잠복기는 10.7로 나타났고, 발작의 평균 빈도는 하루 1.3회였다.신뢰할 수 있는 SRS 분포는 마우스가 대략 23일 동안 간질이었다는 것을 보여주었다. 대표 이미지에서 해마와 내후각 피질의 다양한 하위 필드에서 항-NeuN 양성 뉴런 또는 뉴런 사멸의 수를 볼 수 있습니다. 두 개의 바이폴라 전극이 두 개의 버 구멍에 부드럽게 들어가도록 하는 것이 중요하므로 버 구멍 바로 위에 있어야 합니다.또한 전극 홀더를 제거하기 전에 치과용 시멘트를 조심스럽게 도포하고 완전히 굳히는 것이 중요합니다. 이 기술을 사용하면 간질 마우스를 생성하고 EEG 기록과 비디오 녹화를 동시에 통해 지속적으로 모니터링 할 수 있습니다. 그리고 우리가하는 실험을 통해 발작의 빈도, 기간 및 중증도를 줄이기 위해 유전자 치료와 같은 새로운 치료법 전략을 테스트 할 수 있습니다.

preparation-implantation-electrodes-for-electrically-kindling-vgat

Research

연구

JoVE Journal

Neuroscience

신경과학

부분적으로 격리 피질 ( "가격을 내리다") 외상후 epileptogenesis의 효율적인 동물 모델입니다. 여기 소설 수술 장치를 만들고이 모델을 생성하기 위해보다 정확하고 일관성있는 병변을 만들기 위해 그것을 사용하는 방법을 보여줍니다.

설치류에서 외상후 Epileptogenesis의 아래 부분을 잘라냄 모델 준비

절차는 뇌파, electromyogram, 그리고 뇌성 젖산 농도를 모니터링하는 동안 optogenetically 뇌성 대뇌 피질의 피라미드 뉴런의 활동을 조작하기위한 설명되어 있습니다. 사람들이 자연 수면 / 웨이크주기를 받아야 동안 실험 녹음 케이블 테 더링 마우스에 수행됩니다. Optogenetic 장비는 우리의 실험실에서 조립, 녹화 장비는 상업적으로 사용할 수 있습니다.

동시 Electroencephalography, 설치류 대뇌 피질의 젖산 농도와 Neuronal 활동 Optogenetic 조작의 실시간 측정

이 비디오는 전극 어셈블리를 마우스의 뇌에 이식하는 기술을 보여줍니다. 어셈블리에는 해마의 활동을 기록하기 위한 양극성 전극과 소뇌에서 기준선 활동을 얻기 위한 참조 전극이 포함되어 있습니다. 마취된 마우스를 입체성 프레임에 놓고 전극 어셈블리를 표적 뇌 영역에 이식합니다. 그런 다음 동물은 전기 생리학적 기록을 수행하기 전에 회복하도록 허용합니다.

전기생리학적 기록을 위해 마우스 뇌에 전극 어셈블리를 이식합니다.

연구에 따르면 음극 경두개 직류 자극은 약물 내성 발작을 억제하는 효과를 낼 수 있습니다. 본 연구에서는 생쥐의 뇌 절편 제제에서 직류 자극 및 발작과 같은 활동의 다전극 어레이 기록을 평가하는 시험관 실험 설정을 고안했습니다. 직류 자극 매개변수를 평가했습니다.

마우스 뇌 조각 준비에서 발작 같은 활동의 직류 자극 및 다중 전극 배열 기록

이 논문은 침술, 간질 모델 및 설치류의 수면 분석의 성능을 보여줍니다. 침술 절차와 경혈의 식별에 대해 설명합니다. 필로카르핀 또는 펜틸레네테트라졸(PTZ)은 간질을 유발하는 데 사용됩니다. 피질전도(ECoG), 근전도(EMG), 뇌 온도 및 운동 활동 기록이 수면 분석에 사용됩니다.

침술에 의해 쥐와 마우스에서 간질 Electrocorticograms (ECoGs)의 조작 및 절전

이 상세한 프로토콜 transcranial 전기 자극 자유롭게 이동 하는 쥐에서의 단기 및 장기 효과 조사 하기 위하여 측 뼈에 transcranial 자극 전극 배치를 설명 합니다.

만성 Transcranial 전기 자극 및 쥐 Intracortical 녹음

이 원고 조직의 pilocarpine 주입 상태 epilepticus를 유도 및 무선 원격 비디오 및 뇌 파 시스템을 사용 하 여 라이브 동물에 자발적인 재발 성 발작을 모니터링 방법을 설명 합니다. 이 프로토콜은 만성 간 질, epileptogenesis, 그리고 급성 발작의 pathophysiologic 메커니즘을 공부에 대 한 이용하실 수 있습니다.

측 두 엽 간 질 및 뇌 파 마우스에 Radiotelemetry 시스템을 사용 하 여 모니터링 Pilocarpine 모델

우리는 microelectrode 배열을 사용 하는 설치류 뇌 조각에 4 aminopyridine 이용한 epileptiform 활동의 기록 및 전기 변조를 수행 하는 방법을 보여 줍니다. 사용자 지정 녹음 실 조직 생존 연장된 실험 세션에 걸쳐 유지합니다. 전극 매핑 라이브 고 자극 쌍의 선택 사용자 지정 그래픽 사용자 인터페이스에 의해 수행 됩니다.

녹음 및 Microelectrode 배열에 결합 하는 설치류 뇌 조각에 Epileptiform 활동의 변조

급성 발작 모델은 epileptiform 이벤트를 기본 메커니즘을 공부 하 고 중요 합니다. 또한, epileptiform 이벤트에 수요를 생성 하는 기능에는 그들의 개시를 기본 이벤트의 정확한 순서를 공부 하 매우 효율적인 방법을 제공 한다. 여기, 우리가 마우스 및 인간의 조직에 급성 4-aminopyridine 대뇌 피 질의 발작 모델을 설명 합니다.

설치류와 인간의 조직에 급성 Ictal 활동의 생성 및 요청 시 개시

간 질 연구의 도전은 고전적인 치료가 부적당 한 환자를 위한 새로운 치료를 개발 하는 것입니다. 새로운 프로토콜을 사용 하 여-이식 가능한 약물 전달 시스템의 도움으로-우리는 간 질 초점에 GABA의 전기 영동 전달에 의해 마 취 된 쥐에서 발작을 제어할 수 있습니다.

간 질 초점으로 γ-아미노 버터 산 (GABA)의 전기 영동 전달은 생쥐의 발작을 방지 합니다.

편도체는 측두엽 간질에서 중요한 역할을 하며, 이 간질은 이 구조에서 유래하고 전파됩니다. 이 기사는 기록 및 자극 기능을 모두 갖춘 심부 뇌 전극의 제조에 대한 자세한 설명을 제공합니다. 편도체에서 유래하는 내측 측두엽 간질 모델을 소개합니다.

양극성 전극을 사용하여 편도체의 전기적 점화에 의한 측두엽 간질 마우스 모델 생성

배우세요 VGAT-Cre 마우스를 이용한 측두엽 간질 모델 생성 방법을. 전극 이식 및 전기 점화 기법으로 자발적 발작을 유도하며 해마 손상을 최소화하여 발작 기전 연구와 신약 개발에 활용할 수 있습니다.

측두엽 간질에 대한 모델을 생성하기 위해 전기적으로 점화되는 VGAT-Cre 마우스를 위한 전극의 준비 및 이식

더 많은 동영상 탐색