Name: 설치류에서 생체 내 및 생체 외 전기 임피던스 근전도 수행 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-08T13:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: 배우세요 생체 내외 전기 임피던스 근전도법으로 설치류의 근육 건강을 비침습적으로 평가하는 방법을. 이 기술은 신경근육 질환 연구에서 진단 바이오마커로 활용됩니다.

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이 작업은 Charley 's Fund와 NIH R01NS055099의 지원을 받았습니다.

여기에 설명 된 모든 방법은 프로토콜 번호 (031-2019; 025-2019)에 따라 Beth Israel Deaconess Medical Center의 기관 동물 관리 및 사용위원회의 승인을 받았습니다. 동물을 취급하고 모든 동물 작업에 대한 IACUC 지침을 준수하기 위해 적절한 PPE 장비를 착용하십시오.
1. 생체 내 표면 EIM
<ol><li>동물을 마취 상자에 넣어 마취를 유도하십시오. 참고 : 쥐의 경우 1.5 % -3.5 % 이소 플루 란 및 2 O 2 L · min-1이 사용되었고 마우스의 경우 2 % 이소 플루 란 및 1 O2 L · min-1이 사용되었습니다.</li>
	<li>동물의 발을 꼬집은 후 반응이 없는 것으로 나타난 대로 완전히 마취되면 마우스를 벤치에 엎드린 자세로 놓고 코콘을 사용하여 1.5% 이소플루란과 1L·min-1의 산소 흐름을 사용하여 마취를 유지합니다.</li>
	<li>분석할 동물의 다리를 고관절(무릎 확장)과 45° 각도로 놓고 의료용 테이프로 발을 고정합니다.</li>
	<li>머리 깎기를 사용하여 비복근 근육을 덮는 모피를 다듬습니다.</li>
	<li>동물의 피부에 제모 크림을 두껍게 바르고 1분 동안 그대로 두십시오. 그런 다음 식염수 포화 거즈를 사용하여 탈모제를 제거하십시오. 비복근 근육을 덮고있는 모든 모피가 제거 될 때까지이 과정을 최대 3 번 반복하십시오. 알림: 피부 탈수를 방지하기 위해 측정값을 수집하지 않을 때 식염수에 적신 거즈 패드를 피부 위에 놓습니다.</li>
	<li>표면 어레이(그림 1)를 EIM 장치에 연결하고 전극을 식염수에 적신 거즈 조각 위에 놓습니다.</li>
	<li>표면 배열을 근육 섬유에 세로로 향하는 비복근 위의 피부에 직접 놓습니다.</li>
	<li>소프트웨어에서 녹색으로 나타나는 모든 막대가 50kHz 저항, 리액턴스 및 위상 값의 안정성을 나타내는 적절한 접촉을 확인한 후 EIM 측정값을 획득합니다. 참고: 적절한 데이터 수집을 위해 곡선을 실시간으로 확인해야 합니다.</li>
	<li>표면 배열을 90° 회전하고 비복근 위의 피부에 다시 배치하여 가로 측정값을 얻습니다(안정성을 나타내는 녹색 막대 확인).</li>
	<li>1.7, 1.8 및 1.9단계를 반복하여 근육당 총 4개의 측정값(세로 2개, 가로 2개)을 얻습니다. 알림: 과도한 피부 자극과 부상을 방지하기 위해 2주마다 한 번 이상(즉, 동일한 경우에 최대 3회) 제모제를 사용하지 마십시오. 제모제에 의해 유도 된 국소 피부 부종의 발생이 수집 된 임피던스 데이터에 영향을 미칠 수 있으므로 제모 크림을 제거한 후 약 5-10 분 이내에 측정을 수행하는 것이 중요합니다. 동물 회복은 이소 플루 란 마취를 중단 한 직후에 이루어지며 절차는 진통제 치료가 필요하지 않습니다.</li>
</ol>2. 생체 내 바늘 배열 EIM
<ol><li>동물을 마취시키고 1.1-1.4 단계에서 설명한 것과 동일한 절차를 사용하여 다리를 준비하십시오. 그러나, 바늘 어레이를 이용하여 in vivo EIM을 수행하는 경우에는 탈모제를 사용할 필요가 없다.</li>
	<li>바늘 어레이(그림 2A-F)를 EIM 장치에 연결하고 식염수가 들어 있는 계량 보트에 그대로 두십시오. 연결 및 신호 안정성을 확인합니다(녹색 막대로 표시됨).</li>
	<li>알코올로 피부와 바늘을 소독하십시오. 바늘 배열을 근섬유와 비교하여 세로 위치에 놓고 모든 바늘이 피부와 밑 근육을 배열의 플라스틱 가드까지 관통할 때까지 피부에 단단히 누릅니다. 데이터 수집.</li>
	<li>어레이를 부드럽게 제거하고 피부를 통해 근육에 가로 방향으로 첫 번째 측정에 대해 90° 각도로 다시 삽입합니다. 데이터 수집. 알림: 바늘 배열을 사용할 때 바늘 전극이 피부와 근육 조직에 미치는 영향을 줄이기 위해 각 방향에서 한 번만 측정값을 수집해야 합니다. 출혈이 발생하면 두 번째 측정을 수행하기 전에 혈액을 부드럽게 닦아냅니다. 동물 회복은 이소 플루 란 마취를 중단 한 직후에 이루어지며 절차는 진통제 치료가 필요하지 않습니다.</li>
</ol>3. 생체 외 EIM
<ol><li>생체 외 유전체 셀(그림 2G,H)을 준비하고 식염수를 챔버에 추가한 다음 셀을 EIM 장치에 연결하여 기준 값을 얻습니다. 알림: 식염수의 위상 및 리액턴스 값은 0 또는 거의 0에서 일정하게 유지되어야하며 식염수의 저항 값은 100kHz에서 25MHz의 주파수 범위에서 약 1± 1 Ω에서 일정하게 유지되어야합니다.</li>
	<li>각각의 IACUC 지침에 따라 동물을 안락사시킨다.</li>
	<li>가위를 사용하여 아킬레스 건 근처의 피부를 자릅니다. 핀셋을 사용하여 피부를 위쪽으로 당겨 밑에있는 근육과 근막을 드러냅니다. 비복근을 덮고 있는 대퇴이두근을 부드럽게 해부하고 좌골 신경을 절개합니다.</li>
	<li>아킬레스건을 잘라 비복근과 단독근의 말단부를 풀고 힘줄을 부드럽게 위로 당기면서 가위를 사용하여 부착물을 제거합니다. 모든 부착물이 제거되면 가위를 사용하여 솔레 우스 근육의 끝을 자르고 제거하십시오.</li>
	<li>가위를 사용하여 슬개골 주변의 비복근 근육의 머리를 해부하십시오. 알림: 비복근 근육을 제거한 후에는 근섬유의 원래 방향을 기억하는 것이 중요합니다.</li>
	<li>치과용 왁스 시트에 비복근을 놓고 면도날과 자를 사용하여 절편하여 비복근의 중심에서 10mm x 10mm 단면을 얻습니다. 참고: 유전체 셀 크기는 사용자 정의할 수 있습니다. 쥐의 경우 10mm x 10mm 셀을 사용하고 마우스의 경우 5mm x 5mm 세포를 사용했습니다.</li>
	<li>핀셋을 사용하여 비복근을 유전체 셀에 부드럽게 배치하고 섬유가 세로로 향하도록 합니다(즉, 꼬리 및 말단이 전극에 닿아 있어야 함). 근육이 금속 전극과 완전히 접촉했는지 확인하십시오.</li>
	<li>유전체 셀의 상단 부분을 부착하고 두 개의 단극 바늘(26G)을 두 개의 구멍에 삽입합니다. EIM 장치에서 생체 외 셀에 전선을 다음 순서로 연결합니다(1: I+, 2: V+, 3: V-, 4: I-, 여기서 I는 전류 전극을 나타내고 V는 전압 전극을 나타냄). 종방향 측정값을 획득합니다.</li>
	<li>유전체 셀을 열고 근육을 90° 회전시켜 가로 방향으로 방향을 바꿉니다. 유전체 셀의 상단을 다시 부착합니다. 가로 측정을 획득합니다.</li>
</ol>

<ol><li>Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+methods+in+neuromuscular+assessment%3A+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography%3A+Background%2C+Current+State%2C+and+Future+Directions%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions.</a> Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).</li>
<li>Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Present+uses%2C+future+applications%2C+and+technical+underpinnings+of+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Neurology+and+Neuroscience+Reports%22%5BJournal%5D)">Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography.</a> Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).</li>
<li>Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discriminating+neurogenic+from+myopathic+disease+via+measurement+of+muscle+anisotropy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy.</a> Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+electrical+anisotropy+is+an+unrecognized+feature+of+dystrophic+muscle+that+may+serve+as+a+convenient+index+of+disease+status%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).</li>
<li>Wang, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+alterations+in+the+electrical+impedance+of+muscle+after+experimental+nerve+injury+via+finite-element+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).</li>
<li>Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKatirji%2C+B+%22Neuromuscular+Disorders+in+Clinical+Practice%22">Neuromuscular Disorders in Clinical Practice</a>. , Springer New York. New York, NY. (2014).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessment+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy.</a> Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).</li>
<li>Semple, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+electrical+impedance+myography+as+a+biomarker+of+muscle+deconditioning+in+rats+exposed+to+micro-+and+partial-gravity+analogs%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs.</a> Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).</li>
<li>Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+gender-associated+differences+in+electrical+impedance+values+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle.</a> Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).</li>
<li>Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+utility+of+electrical+impedance+myography+in+evaluating+age-related+skeletal+muscle+function+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits.</a> Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).</li>
<li>Kapur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+immature+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).</li>
<li>Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+a+study+in+amyotrophic+lateral+sclerosis+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).</li>
<li>Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+the+detection+of+muscle+inflammation+induced+by+%CE%BB-carrageenan%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan.</a> PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+cross-sectional+area+and+triglyceride+content+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+db%2Fdb+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice.</a> Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+cross-sectional+area+and+connective+tissue+deposition+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+D2-mdx+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice.</a> Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).</li>
<li>Stålberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standards+for+quantification+of+EMG+and+neurography%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Standards for quantification of EMG and neurography.</a> Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).</li>
<li>Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+disease%3A+Patterns+of+MRI+appearances%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Radiology%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances.</a> British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).</li>
<li>Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+imaging+in+neuromuscular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).</li>
<li>Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance+myography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).</li>
<li>Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance-electromyography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+spinal+muscular+atrophy+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography.</a> Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).</li>
<li>Schwartz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+electrical+impedance+myography+measurements+by+using+a+multifrequency+ratio%3A+A+study+in+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy.</a> Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).</li>
<li>Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+and+modeled+multifrequency+electrical+impedance+myography+parameters+and+their+relationship+to+force+production+in+the+ALS+SOD1G93A+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+and+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).</li>
<li>Hu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antisense+oligonucleotide+and+adjuvant+exercise+therapy+reverse+fatigue+in+old+mice+with+myotonic+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy+-+Nucleic+Acids%22%5BJournal%5D)">Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy.</a> Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).</li>
<li>Sanchez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+assessment+of+muscle+injury+in+healthy+and+dystrophic+animals+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography.</a> Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).</li>
<li>Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+the+intracellular+structure+of+slow-+versus+fast-twitch+muscle+fibers+through+evaluation+of+the+dielectric+properties+of+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue.</a> Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).</li>
<li>Shefner, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+ALS+progression+with+a+dedicated+electrical+impedance+myography+system%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+%26+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).</li>
<li>Lungu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+asymmetries+in+cervical+dystonia+with+electrical+impedance%3A+a+preliminary+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment.</a> Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessing+paraspinal+muscles+of+patients+with+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrical+Bioimpedance%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain.</a> Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).</li>
<li>Leitner, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+reducing+sample+size+in+Duchenne+muscular+dystrophy+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+ALS+clinical+trials+through+frequent+at-home+self-assessment%3A+a+proof+of+concept+study%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).</li>
</ol>

S. B. Rutkove는 임상 및 연구용 임피던스 장치를 설계하는 회사인 Myolex, Inc.와 여기에 사용된 mView 시스템에 대한 지분을 보유하고 있으며 컨설턴트 및 과학 고문으로 활동하고 있습니다. 그는 또한 회사 이사회의 일원입니다. 이 회사는 또한 S. B. Rutkove가 발명가로 지명 된 특허 임피던스 기술에 라이센스 할 수있는 옵션을 가지고 있습니다. 다른 저자는 공개된 것 외에 원고에서 논의된 주제 또는 자료에 재정적 이해관계가 있거나 재정적 갈등이 있는 조직 또는 단체와 다른 관련 제휴 또는 재정적 관여가 없습니다.

이 기사에서는 생체 내 및 생체 외 설치류에서 EIM을 수행하는 기본 방법을 제공합니다. 신뢰할 수 있는 측정값을 얻으려면 일련의 단계를 수행하는 것이 중요합니다. 첫째, 각 근육이 질병, 치료 및 병리에 대해 서로 다른 반응을 보이기 때문에 관심있는 근육을 적절하게 식별해야합니다. 한 근육 (예 : 비복근)에서 획득 한 데이터는 다른 근육 (예 : 전방 경골)과 동일한 정보를 제공하지 않는다는 점에 유의해야합니다. 둘째, 임피던스 측정을 수행하기 위해 최상의 전극 어레이를 신중하게 선택해야합니다. 각 어레이 유형에는 장점과 단점이 모두 있지만 질병 진행 및 해부학에 미치는 영향(예: 심각한 위축)을 고려하면서 실험 설계에 적합한 어레이를 선택하는 것이 중요합니다. 마지막으로, EIM을 사용하면 조사관이 몇 초 만에 엄청난 양의 데이터를 수집할 수 있지만 아티팩트가 없는지 확인하려면 품질 관리를 적절하게 수행해야 합니다.
EIM 시스템은 여러 수준...

전기 임피던스 근조영술(EIM)은 근육 상태를 평가하는 강력한 방법을 제공하여 잠재적으로 신경근 장애 진단, 질병 진행 추적 및 치료 1,2,3에 대한 반응 평가를 가능하게 합니다. 동물 질병 모델 및 인간과 유사하게 적용될 수 있어 전임상에서 임상 연구로 비교적 원활하게 번역할 수 있습니다. EIM 측정은 선형으로 배치 된 4 개의 전극을 사용하여 쉽게 얻을 수 있으며, 2 개의 외부 전극은 주파수 범위 (일반적으로 1kHz에서 약 2MHz 사이)에 걸쳐 고통없고 약한 전류를 적용하고 2 개의 내부 전극은 결과 전압을 기록합니다1. 이러한 전압으로부터, 저항(R), 전류가 조직을 통과하는 것이 얼마나 어려운지에 대한 척도, 조직의 리액턴스(X) 또는 "전하성"을 포함한 조직의 임피던스 특성을 얻을 수 있다. 리액턴스와 저항으로부터 위상각(θ)은 다음 방정식<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/63513/63513eq01.jpg" style="margin: auto;">을 통해 계산됩니다. , 단일 합계 임피던스 측정값을 제공합니다. 이러한 측정은 임의의 다중 주파수 바이오임피던스 장치를 사용하여 얻을 수 있다. 근섬유는 본질적으로 긴 실린더이기 때문에 근육 조직도 매우 이방성이며 전류가 섬유를 가로지르는 것보다 섬유를 따라 더 쉽게 흐릅니다4,5. 따라서 EIM은 종종 두 가지 방향으로 수행됩니다 : 전류가 섬유와 평행하게 흐르도록 섬유를 따라 배열을 배치하고 전류가 수직으로 흐르도록 근육을 가로 질러 배치됩니다. 또한, 임피던스 측정 셀에서 알려진 부피의 조직이 측정되는 생체 외 측정에서 근육의 고유 한 전기적 특성 (즉, 전도도 및 상대 유전율)을 도출 할 수 있습니다6.
"신경근 장애"라는 용어는 구조적 근육 변화 및 기능 장애를 유발하는 광범위한 1 차 및 2 차 질환을 정의합니다. 여기에는 근 위축성 측삭 경화증 및 다양한 형태의 근이영양증뿐만 아니라 노화 (예 : 근육 감소증), 사용 중단 위축 (예 : 장기간의 침상 안정 또는 미세 중력으로 인한) 또는 부상과 관련된 단순한 변화가 포함됩니다7. 원인은 풍부하고 운동 뉴런, 신경, 신경근 접합부 또는 근육 자체에서 비롯될 수 있지만 EIM은 이러한 많은 과정으로 인한 근육의 조기 변화를 감지하고 치료에 대한 진행 또는 반응을 추적하는 데 사용할 수 있습니다. 예를 들어, 뒤셴 근이영양증(DMD) 환자에서 EIM은 질병 진행 및 코르티코스테로이드에 대한 반응을 감지하는 것으로나타났습니다8. 최근 연구에 따르면 EIM은 달이나 화성에서 경험할 수있는 분수 중력9과 노화10,11의 영향을 포함한 다양한 사용 중단 상태에 민감합니다. 마지막으로, 각 측정으로 얻은 데이터 세트(다중 주파수 및 방향 의존적 데이터)에 예측 및 기계 학습 알고리즘을 적용함으로써 근섬유 크기 12,13, 염증 변화 및 부종 14, 결합 조직 및 지방 함량 15,16을 포함한 조직의 조직학적 측면을 추론할 수 있게 됩니다.
바늘 근전도17 및 자기 공명 영상, 컴퓨터 단층 촬영 및 초음파18,19와 같은 영상 기술을 포함하여 인간 및 동물의 근육 건강을 평가하기 위해 몇 가지 다른 비침습적 또는 최소 침습적 방법도 사용됩니다. 그러나 EIM은 이러한 기술에 비해 뚜렷한 이점을 보여줍니다. 예를 들어, 근전도 검사는 근섬유 막의 활성 전기적 특성만 기록하고 수동 특성은 기록하지 않으므로 근육 구성이나 구조에 대한 진정한 평가를 제공할 수 없습니다. 특정 측면에서 이미징 방법은 조직의 구조와 구성에 대한 정보를 제공하기 때문에 EIM과 더 밀접한 관련이 있습니다. 그러나 어떤 의미에서는 너무 많은 데이터를 제공하므로 정량적 출력을 제공하는 것이 아니라 상세한 이미지 분할 및 전문가 분석이 필요합니다. 또한 복잡성을 감안할 때 이미징 기술은 사용되는 하드웨어와 소프트웨어의 특성에 크게 영향을 받으며 이상적으로는 데이터 세트를 비교할 수 있도록 동일한 시스템을 사용해야 합니다. 반대로 EIM이 훨씬 간단하다는 사실은 이러한 기술적 문제의 영향을 덜 받고 어떤 형태의 이미지 처리나 전문가 분석도 필요하지 않다는 것을 의미합니다.
다음 프로토콜은 새로 절제된 근육에 대한 생체 외 EIM뿐만 아니라 비침습적(표면 어레이) 및 최소 침습적(피하 바늘 배열) 기술을 모두 사용하여 쥐와 마우스에서 생체 내 EIM을 수행하는 방법을 보여줍니다.

<table><tbody><tr><td>3D 프린터</td><td>Formlabs Inc.</td><td>Form 2 데스크탑</td><td>3D 프린터</td></tr>, <tr><td>3D 프린터</td>, <td>Shenzhen Creality 3D Technology Co., LTD</td><td>Creality Ender 3 V2</td><td>3D 프린터</td></tr>, <tr><td>3M Micropore 수술 테이프</td><td>, Fisher</td><td>19-027761 및 19-061655</td><td>모델, 1530-0 및 1530-1</td></tr>, <tr><td>3M TRANSPORE 수술 테이프</td><td>Fisher</td><td>18-999-380 및 18-999-381</td><td>모델, 1527-0 및 1527-1</td></tr><tr><td>커넥터 헤더, 수직 10, POS 1mm 간격</td><td>Digi-Key (Sullins 커넥터 솔루션)</td><td>S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)</td><td>플라스틱 스페이서, 그림 2A에 표시된 rat in vivo 어레이용 1mm 구멍</td></tr> 면 <tr><td>팁 애플리케이터</td><td>Fisher</td><td>22-363-172</td><td></td></tr><tr><td>치과용 왁스</td><td>Fisher</td><td>NC9377103</td><td></td></tr><tr><td>제모제</td><td>NAIR</td><td>NA</td><td>연화 베이비 오일이 함유된 제모 로션</td></tr><tr><td>Dumont #7b Foreps</td><td>Fine 과학 도구</td><td>번호 11270-20</td><td>해부에 사용, 스타일: #7b, 팁 모양: 곡선, 팁: 표준, 팁 치수: 0.17 mm x 0.1 mm, 합금/재질: Inox, 길이: 11 cm</td></tr><tr><td>전자 디지털 캘리퍼스</td><td>Fisher</td><td>14-648-17</td> 비복근 에폭시 접착제 이중 카트리지<td>의 치수를 측정하는 데 사용</td></tr> 4 <tr><td>작업 수명</td><td>Devcon</td><td>시리즈 14265, 모델 2217</td><td>그림 2A에 표시된 생체 내 어레이의 쥐에 사용된 접착제</td></tr><tr><td>Ex vivo 유전체 임피던스 셀</td><td>맞춤형</td><td>NA</td><td>유전체 셀은 Rutkove 실험실에서 3D 프린팅되었습니다.</td></tr><tr><td>Graefe Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>No. 11051-10</td><td>근육 배치 및 조정에 사용, 길이: 10cm, 팁 모양: 곡선, 팁: 톱니, 팁 너비: 0.8mm, 팁 치수: 0.8 mm x 0.7 mm, 합금/소재</td></tr><tr><td>이발기</td><td>Amazon</td><td>NA</td><td>Wahl 전문 동물 BravMini+</td></tr><tr><td>Impedance 동물 장치</td><td>Myolex</td><td>EIM1103</td><td>mView 시스템 - 동물 연구에 사용하기 위한 조사용 전기 임피던스 근조영술 장치</td></tr><tr><td>생체 내 바늘 배열</td><td>사용자 정의</td><td>NA</td><td>Ambu의 27G 피하 바늘을 사용하는 맞춤형 어레이. 건설은 Rutkove 실험실에서 3D 프린터를 사용하여 완료되었습니다</td></tr><tr><td>생체 내 표면 어레이</td><td>사용자 정의</td><td>NA</td><td>생체 내 표면 어레이는 Rutkove 실험실에서 인쇄 및 조립되었습니다</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Veterinary Supplies</td><td>07-893-8441 (NDC : 46066-755-04)</td> <td>Pivetal - 250 mL 병</td></tr><tr><td>부직포 거즈</td><td>Fisher</td><td>22-028-559</td><td>2 x 2 인치</td></tr><tr><td>폴리스티렌 계량 접시</td><td>Fisher</td><td>S67090A</td><td>치수(L x W x H): 88.9mm x 88.9mm x 25.4mm</td></tr><tr><td>면도날</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td>근육을 올바른 치수로 절단하는 데 사용, Single-edge 탄소강 블레이드</td></tr><tr><td>Student Fine Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>No. 91460-11</td><td>해부에 사용, 팁: Sharp-Sharp, 합금/재질: 학생용 스테인리스 스틸, 톱니 모양: 아니오, 팁 모양: 직선, 절삭날: 20mm, 길이: 11.5cm, 특징: 학생 품질</td></tr><tr><td>피하 바늘 27 G Neuroline</td><td>Ambu</td><td>745 12-50/24</td><td>그림 2A에 표시된 생체 내 어레이의 쥐에 사용되는 바늘</td></tr><tr><td>수술용 가위 - Sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>No. 14002-13</td><td>피부 절단에 사용, 팁: 날카로움, 합금/재질: 스테인리스강, 톱니 모양: 아니오, 팁 모양: 직선, 절삭날: 42mm, 길이: 13cm</td></tr><tr><td>TECA ELITE 단극 바늘 전극</td><td>Natus</td><td>902-DMG50-S</td><td>직경 0.46mm(26G). 블루 허브</td></tr><tr><td>Teknova 0.9% 식염수 Fisher</td><td></td><td>S5815</td><td>1000mL 멸균</td></tr></tbody></table>

설치류에서 생체 내 및 생체 외 전기 임피던스 근전도 수행

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

전기 임피던스 근조영술(EIM)은 근육 조직 건강 및 질병을 평가하기 위해 전임상 및 임상 연구에 사용할 수 있는 편리한 기술입니다. EIM은 주파수 범위(즉, 1kHz에서 10MHz)에 걸쳐 관심 근육에 저강도의 방향성 초점이 맞춰진 전류를 적용하고 결과 전압을 기록함으로써 얻어집니다. 이들로부터 리액턴스, 저항 및 위상을 포함한 몇 가지 표준 임피던스 성분이 얻어집니다. 절제된 근육에 대한 생체 외 측정을 수행할 때 조직의 고유한 수동 전기적 특성, 즉 전도도 및 상대 유전율도 계산할 수 있습니다. EIM은 동물과 인간에서 다양한 질병의 근육 변화를 진단하고 추적하기 위해, 단순한 사용 불용 위축과 관련하여, 또는 치료 적 개입의 척도로 광범위하게 사용되었습니다. 임상적으로 EIM은 시간 경과에 따른 질병 진행을 추적하고 치료적 개입의 영향을 평가할 수 있는 잠재력을 제공하여 임상 시험 기간을 단축하고 표본 크기 요구 사항을 줄일 수 있는 기회를 제공합니다. EIM은 인간뿐만 아니라 살아있는 동물 모델에서 비침습적 또는 최소 침습적으로 수행할 수 있기 때문에 전임상 및 임상 개발을 모두 가능하게 하는 새로운 번역 도구 역할을 할 수 있는 잠재력을 제공합니다. 이 문서에서는 강아지 또는 비만 동물에 사용하기 위한 것과 같은 특정 조건에 기술을 적용하는 접근 방식을 포함하여 생쥐와 쥐에서 생체 내 및 생체 외 EIM 측정을 수행하는 방법에 대한 단계별 지침을 제공합니다.

EIM은 표면 생체 내 어레이 (그림 1), 바늘 생체 내 어레이 (그림 2A-F) 및 생체 외 유 전체 셀 (그림 2G, H)을 포함한 많은 조건에서 얻을 수 있습니다.
EIM은 측정된 임피던스 값을 기반으로 근육 상태에 대한 거의 즉각적인 스냅샷을 제공합니다. 측정은 신속하게 수집되며 특별한 소프트웨어가 필요하지 않은 간단한 출력 데이터 파일을 생성합니다(그림 3A). 실제로 개별 주파수에 대한 데이터를 제공하는 모든 다중 주파수 임피던스 장치는 독립적으로 열 수있는 표준 .csv 출력을 생성 할 수 있습니다. 이 프로토콜에...

이 기사에서는 설치류 비복근 근육에서 생체 내 (표면 및 바늘 전극 어레이 사용) 및 생체 외 (유전체 셀 사용) 전기 임피던스 근조영술을 수행하는 방법에 대해 자세히 설명합니다. 생쥐와 쥐 모두에서 기술을 시연하고 사용 가능한 수정 (즉, 비만 동물, 새끼)을 자세히 설명합니다.

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

전기 임피던스 근전도는 근육 상태를 평가하기 위한 무침습 또는 최소 침습 기술입니다. 진단 도구 또는 바이오 마커 역할을하는 근육 건강의 정량적 지표를 제공합니다. 따라서 기술은 정량적이고 빠르며 상세한 이미지 분석이 필요하지 않으므로 치료 연구에서 질병 상태의 편리한 바이오 마커 역할을 할 수 있습니다.전기 임피던스 근전도의 또 다른 유용한 측면은 대부분의 골격근 병리 유형에 민감하다는 것입니다. 비정상적인 전기 임피던스 근전도 값은 근본적인 조직학적 변화를 나타낼 수 있습니다. 표면 측정을 위해서는 피부를 잘 준비해야합니다.접촉 임피던스 아티팩트의 모양에 익숙해지고 필요한 경우 다시 측정해야 합니다. 시작하려면 발가락 꼬집음 테스트 중에 반응이 없음을 확인한 후 마우스를 벤치에 엎드린 위치에 놓습니다. 분석할 동물의 다리를 무릎을 펴고 45도 각도로 놓고 의료용 테이프로 발을 고정합니다.머리 깎기를 사용하여 비복근 근육을 덮는 모피를 다듬고 동물의 피부에 1 분 동안 두꺼운 제모 크림을 바르십시오. 식염수 포화 거즈를 사용하여 탈모제를 제거하고 비복근 근육을 덮는 모든 모피가 제거 될 때까지이 과정을 최대 3 회 반복하십시오. 표면 어레이를 전기 임피던스 근선 촬영 장치에 연결하고 전극을 식염수에 적신 거즈 조각에 놓습니다.표면 배열을 근육 섬유에 세로로 배향된 비복근 근육 위에 직접 피부에 놓습니다. 소프트웨어에서 모든 막대가 50킬로헤르츠 저항, 리액턴스 및 위상 값의 안정성과 함께 녹색으로 나타나는지 확인하여 적절한 접촉을 확인하십시오. 그런 다음 전기 임피던스 근전도 측정값을 획득합니다.표면 배열을 90도 회전하고 비복근 위의 피부에 다시 배치하여 가로 측정값을 얻습니다. 바늘 어레이를 전기 임피던스 근전도 장치에 연결하고 전극 어레이를 식염수가 들어 있는 계량 보트에 두십시오. 그런 다음 연결 및 신호 안정성을 확인합니다.바늘 배열을 내 섬유와 비교하여 세로 위치에 놓고 모든 바늘이 피부와 밑에있는 근육을 배열의 플라스틱 가드까지 관통 할 때까지 피부에 단단히 누릅니다. 데이터를 수집합니다. 어레이를 부드럽게 제거하고 피부를 통해 가로 방향으로 첫 번째 측정에 대해 90도 각도로 근육에 다시 삽입합니다.그런 다음이 데이터를 수집하십시오. 생체 외 전기 임피던스 근조영술의 경우 생체 외 유전체 셀을 준비하고 식염수를 챔버에 추가하고 셀을 전기 임피던스 근전도 장치에 연결하여 기준 값을 얻습니다. 치과용 왁스 시트에 비복근을 놓고 눈금자의 면도날을 사용하여 절단하여 쥐를 위한 10mm x 10mm 섹션을 얻습니다.그리고 비복근의 중심에서 마우스를 위한 5mm x 5mm 섹션. 핀셋을 사용하여 변증법 세포에 비복근을 부드럽게 배치하고 섬유가 세로로 향하고 근육이 금속 전극과 완전히 접촉하는지 확인합니다. 방언 셀의 상단 부분을 부착하고 26 게이지의 단극 바늘 두 개를 두 개의 구멍에 삽입합니다.전기 임피던스 근선 촬영 장치의 전선을 원고에 언급된 순서대로 생체 외 세포에 연결합니다. 그런 다음 세로 측정을 획득하십시오. 변증법 세포를 열고 근육을 90도 회전시켜 가로 방향으로 방향을 바꿉니다.방언 셀의 상단을 다시 부착하고 가로 측정을 획득합니다. 전기 임피던스 근섬유 조영술은 표면 생체 내 어레이, 바늘 생체 내 어레이 및 생체 외 변증법 세포를 사용하여 많은 조건에서 얻을 수 있습니다. 표면 E IM에 대한 대표적인 곡선은 횡방향 측정에서 종방향에 대한 위상, 리액턴스 및 저항에 대해 표시됩니다.일반적으로 접촉 문제와 관련된 일부 불규칙성은 낮은 주파수에서 관찰되는 극한 값을 초래할 수 있습니다. 리액턴스를 저항 함수로 보여주는 그래프와 종방향 및 횡방향 방향이 표시됩니다. 좋은 피부 준비는 표면 측정에 중요합니다.모피가 남아있을 수 없습니다. 모피 제거, 식염수 도포 및 접촉 인공물이 확인되면 측정을 반복합니다. 전기 임피던스 근전도는 설치류 모델에서 질병 상태 및 치료 효과에 대한 향상된 평가를 통해 신경근 질환 치료를 위한 유망한 새로운 치료법의 식별 속도를 높일 수 있습니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

이 비디오는 척골 신경에 전기 자극을 가하고, 최적의 신호를 위해 전극을 조정하고, 신경 기능을 평가하기 위해 자극을 증가시켜 쥐의 복합 근육 활동 전위(CMAP)를 기록하는 절차를 보여줍니다. 이 방법을 사용하면 신경 장애에서 말초 신경 기능에 대한 생체 내 조사를 할 수 있습니다.

쥐의 복합 근육 활동 전위의 생체 내 측정

출처: Jensen, V. N., et al. 신경근 질환의 마우스 모델에서 호흡기 근육 활동 및 환기의 반복 측정. J. Vis. 특급 (2017). 이 비디오는 자유롭게 움직이는 ALS 마우스 모델에서 동시 혈량측정과 근전도 신호를 기록하는 방법을 보여줍니다. 이 시술에는 이식된 전극과 송신기를 사용하여 근육 활동을 캡처하고, 혈량측정실을 사용하여 호흡 패턴을 모니터링하여 ALS 쥐에서 보조 근육의 역할을 조사하는 것이 포함됩니다.

ALS 마우스 모델에서 동시 혈량측정(Plethysmography and Electromyography recording in an ALS mouse model)

생체 내에서 신경의 전도 특성의 측정은 신경 근육 질환의 다양한 동물 모델을 특성화 할 수있는 강력한 도구를 예시. 여기서, 우리는 마취 된 쥐의 좌골 신경의 전기 생리 분석이 수행 될 수있는 간단하고 신뢰성있는 프로토콜을 제시한다.

마우스 좌골 신경에 생체 전기 생리 측정에서

Axonal 흥분 기법 이상 및 퇴행 성 돌이킬 수 없는 이벤트를 앞 생물 변화를 검사 하는 강력한 도구를 제공 합니다. 이 원고는 마 취 쥐의 척 골 신경에 이러한 기술의 사용을 보여줍니다.

Vivo에서 Axonal 흥분 테스트 쥐 척 골 신경의 electrophysiological 측정

신경 유도의 측정 neurodegeneration의 마우스 모델을 평가 하는 유용한 도구 이지만 그것은 자주 hindlimbs에 좌 골 신경을 자극에 적용 됩니다. 여기, 복합 근육 활동 전위 (CMAP) vivo에서 상 완 신경 총에 의해 innervated 마우스 forelimb 근육에서 측정 하는 기술을 설명 합니다.

Vivo에서 모터 신경 퇴보의 마우스 모델에서 앞 발에서 복합 근육 활동 전위의 electrophysiological 측정

호프만 반사(H-반사)에 기초한 경직의 임상 평가와 말초 신경의 전기 자극을 사용하는 것은 확립된 방법입니다. 여기에서 우리는 마우스 앞발에서 H-반사 정량화를 위한 말단 및 직접적인 신경 자극을 위한 프로토콜을 제공합니다.

마우스의 말단 H-반사 측정

이 기사는 실험실 설치류의 "아바타" 근육을 사용하여 근력 반응에 대한 긴장 과도 및 활성화의 기여도를 평가하기 위해 생체 외 작업 루프 실험 중 생체 내 근육 힘 생성을 에뮬레이트하는 방법론에 대해 자세히 설명합니다.

"Avatar", In vivo 변형 및 활성화를 사용한 변형된 Ex vivo Work Loop 실험

이 연구에서는 설치류 모델에서 신경근 접합부(NMJ) 전달의 생체 내 측정을 가능하게 하는 정교한 단일 섬유 근전도(SFEMG) 프로토콜을 시연합니다. 쥐 비복근의 NMJ 전달 변동성 및 실패를 정량화할 수 있도록 SFEMG 기술에 대한 단계별 접근 방식이 설명되어 있습니다.

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이 프로토콜은 머리 고정 행동 실험 중 근육 활동을 기록하기 위해 쥐의 앞다리 근육에 근전도(EMG) 전극을 손으로 제작하고 외과적으로 이식하는 방법을 설명합니다.

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우리의 목적은 epimysial electromysial electromyography 전극의 제조 및 테스트에 대한 업데이트되고 따라하기 쉬운 가이드를 제공하는 것이었습니다. 이를 위해 재료 소싱에 대한 지침과 제조 및 테스트 프로세스에 대한 자세한 안내를 제공합니다.

저비용 Epimysial Electromysial Electromyography Electroode 개발: 제조 및 테스트를 위한 간소화된 워크플로우

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배우세요 생체 내외 전기 임피던스 근전도법으로 설치류의 근육 건강을 비침습적으로 평가하는 방법을. 이 기술은 신경근육 질환 연구에서 진단 바이오마커로 활용됩니다.

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