Name: 두개외 자극 전극의 배치 및 마취된 마우스의 대뇌 혈류 및 두개내 전기장 측정 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T13:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: 배우세요 마취된 마우스에서 두개외 자극 전극을 배치하여 대뇌 혈류와 두개내 전기장을 측정하는 방법을. 이 기술은 알츠하이머병 모델에서 신경혈관 반응을 연구하는 데 활용됩니다.

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모든 동물 시술은 듀크 대학교의 기관 동물 관리 및 사용 위원회 또는 동물과 관련된 연구를 규제하는 동등한 지역 당국의 승인을 받았습니다. 이 프로토콜에 사용된 모든 재료, 도구 및 장비에 대한 자세한 내용은 재료 표를 참조하십시오.
1. 기기 준비
<ol><li>두피 세척액(알코올 패드), 테이프, 집게, 가위, 작은(0.5mm) 버 구멍을 삽입하기 위한 드릴과 같은 필요한 모든 품목과 수술 기구가 제자리에 있는지 확인합니다(그림 2).</li>
	<li>두개골 적용을 위해 두개외 표면 전극을 준비하고 이전에 사용한 적이 있는 경우 수술용 접착제를 청소했는지 확인하십시오.</li>
	<li>이러한 tACS 전극을 두개골에 적용하기 직전에 임피던스를 확인하십시오. 이를 위해 tACS 자극기에 내장된 측정 기능을 사용하여 두 전극을 식염수조에 넣습니다. 알림: 선호되는 임피던스는 두개골에 충분한 전류가 전달될 수 있도록 전극 쌍당 &lt;5KΩ입니다. 자극기 장치는 정전류 펄스를 전달하기 전에 임피던스를 확인하고 값을 직접 제공합니다.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig02.jpg"> 그림 2: 두개외 자극을 준비하기 위해 해부 기구와 가위를 포함하여 필요한 기구의 사진. 1. 마이크로 해부 가위, 11.5cm; 2. 집게, 11.5 cm, 톱니 모양의 약간의 곡선; 3. 구부려지는 Dumont #7 겸자; 4. Dumont #5 겸자; 5. 마이크로 큐렛, 13cm; 6. Q-팁; 7. 수술용 테이프; 8. 알코올 패드. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
2. 수술을 위한 동물의 준비
참고: 이 실험을 위해 생후 12주에서 33주 사이에 C57BL/6 대조군 마우스 14마리를 사용했으며, 그 중 5마리는 수컷, 9마리는 암컷이었습니다.
<ol><li>~1.5 L/min에서 30%O2 의 이소플루란으로 유도 챔버에서 동물을 마취하고, ~4%는 초기에 유도하고 ~1.25%-1.5%는 자발적 호흡으로 마취 수준을 유지하고 꼬리 꼬집기 반응을 제거하기에 충분합니다.</li>
	<li>유도 후 동물을 입체 프레임으로 옮긴 다음 후속 전극 적용 및 버 구멍 절차를 위해 머리를 노즈 콘과 이어 바에 고정합니다(그림 1 및 그림 3).</li>
	<li>입체 프레임의 노즈 콘을 입구와 출구를 통해 기화기에 연결하여 청소부 시스템(예: 숯 또는 진공)을 통해 이소플루란 잔류물을 제거합니다. 이소플루오란으로 마취 수준을 유지하고 실수로 실내 공기로 누출되는 것을 방지하기 위해 노즈 콘에서 공기가 누출되지 않는지 확인하십시오(그림 3).</li>
	<li>코뿔의 위치를 포함하여 입체 프레임에서 마우스의 위치를 확인하여 삽관 없이 자연 호흡을 할 수 있을 뿐만 아니라 적절한 마취 회복 및 청소를 통해 연구 인력을 보호합니다(그림 3).</li>
	<li>맥박, 맥박 산소 포화도(맥박 OX), 혈압 및 체온을 측정하기 위한 프로브를 동물에 놓습니다. 최소 펄스 산소 공급이 90%이고 펄스가 &gt;450/min인지 확인합니다(경보 하한은 380펄스/분으로 표시됨). 절차 중에 이러한 매개변수를 기록 시스템에 따라 정기적으로 또는 지속적으로 기록합니다(그림 3).</li>
	<li>절차를 시작하기 전에 반사 신경을 확인하기 위해 발가락 꼬집기를 사용하여 동물의 진정 수준을 확인하십시오. 반사가 없으면 동물이 자발적 호흡과 적절한 맥박 산소 공급을 유지하는 한 진정 수준이 최적입니다. 반사가 있는 경우 이소플루란의 전달을 늘려 마취 수준을 깊게 한 다음 반사를 다시 확인합니다. 동물의 호흡 빈도를 지속적으로 관찰 및 모니터링하고 그에 따라 이소플루란 전달을 조정합니다.</li>
	<li>두피 털을 면도하거나 제모 크림으로 털을 제거합니다(알코올 패드 통로로 잔여 크림을 청소하십시오).</li>
	<li>눈 연고를 바르고 가위를 사용하여 절제하기 전에 요오드와 알코올의 세 구절로 두피를 무균 세척합니다.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig03.jpg"> 그림 3: 두개골이 노출되고 tACS 자극기 전극만 제자리에 있는 정위 프레임의 동물 이미지(버 구멍 배치 전). 꼬리 주위의 혈압 장치와 발의 맥박 산소 측정기, 왼쪽에 판독 값이 있습니다. 코뿔 주위에는 이소플루란을 위한 청소 튜브가 있습니다. 약어: tACS = 경두개 교류 자극. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
3. 수술 절차 : 자극 전극을 적용하고 버 홀을 만듭니다.
<ol><li>말기 연구의 경우 수술용 가위를 사용하여 두피를 제거하고 두개골을 lambdoid 봉합사에서 꼬리로 ~3mm, 브레그마에서 정면으로 ~3mm를 노출시켜 후방 전두엽 봉합사의 일부를 노출시킵니다. 두피를 정수리로 절제하여 양쪽 측두근의 초기 부분을 노출시킵니다(그림 3).</li>
	<li>자극 전극을 적용하기 위해 두개골이 깨끗하고 건조하도록 잔여 피하 결합 조직을 제거합니다.</li>
	<li>두개골과 접촉할 전극 측면에 전도성 젤 또는 페이스트를 바르고 간헐적인 지점에서 가장자리 주위에 수술용 초강력 접착제로 전극을 고정합니다. 알림: 두개골 표면에 더 잘 결합할 수 있도록 전도성 젤이 수술용 초강력 접착제를 방해하지 않도록 하십시오. 전극의 외부 표면은 수술용 초강력 접착제를 사용하여 절연할 수도 있습니다(생존 수술 중에 닫힌 경우 두피로부터).</li>
	<li>상업용 평면 전극을 사용하거나 직경 100μm(플레이트에 납땜됨)의 절연 와이어와 두개골 크기에 따라 절단된 1mm x 3mm의 유연한 절연(한 표면) 구리판을 사용하여 사내 전극을 만듭니다.</li>
	<li>리도카인 페이스트를 전극을 건드리지 않고 양쪽 측두근과 두피에 바르면 근육과 말초신경 활성화를 줄일 수 있습니다.</li>
	<li>두개외 자극 전극이 두개골의 양쪽(브레그마와 람다 사이)으로 측면으로 4mm 제자리에 놓이면 시상 봉합사와 직교하는 정중선의 양쪽에 2mm 떨어진 유리 전극용 0.5mm 버 구멍 2개를 뚫습니다(그림 1). 이 버 구멍을 멸균 미네랄 오일로 채워 두개외 전극에서 두개골로 전류가 침투하는 것을 방지합니다.</li>
	<li>확산 우울증을 유도하기 위한 특정 실험(즉, 칼륨 유도 확산 우울증[K+-SD])이 필요한 경우 두개골 오른쪽에 관상 봉합사에 ~1.5mm 로스트랄 세 번째 0.5mm 버 구멍과 후방 전두엽 봉합사 측면에 ~1mm 측면을 추가합니다. K+-SD를 유도하기 위해 나중에 1M KCl 적용을 위해 이 버 구멍을 식염수로 채웁니다.</li>
	<li>버 구멍을 삽입하기 전(식염수조에 배치한 동일한 전극과 비교)과 버 구멍 배치 후에 두개외 자극 전극의 임피던스를 테스트하여 버 구멍이 뇌로의 전류 흐름을 방해하지 않는지 확인합니다(즉, 저항이 변하지 않는지 확인). 알림: 임피던스 측정은 자극 장치에서 직접 제공합니다. 일반적으로 전체 시스템 임피던스(즉, 두개골/뇌 경로를 가로지르는 두개외 전극에서, 일반적으로 ~3KΩ)는 버 구멍과 유리 미세 전극에 관계없이 비교적 일정하며, 이는 버 구멍을 통해 뇌로 직접 유입되는 전류 누출이 최소화됨을 나타냅니다.</li>
	<li>만성 자극을 위한 만성 경두개 자극 전극을 비슷한 방식으로 배치합니다. 이 경우 전극의 외부 표면을 절연하고 두피를 닫은 다음 절연 전선을 두피를 통해 터널을 뚫거나 두개골에 장착된 고정 헤드 스테이지로 배선합니다.</li>
</ol>4. 생리적 절차
<ol><li>동물이 비생존 생리학적 실험을 위해 완전히 준비되면 실험의 생리학적 측면부터 시작합니다. 자발 호흡과 적절한 맥박, 호흡 및 맥박 수준 모두에 충분한 마취 수준을 유지하십시오.</li>
	<li>다음 두 가지 방법 중 하나로 두개외 자극으로 인한 CBF를 측정합니다.<ol><li>두개내 기록 전극이 있거나 없는 레이저 스페클 이미징 장치 아래에 마우스를 놓고 자극 에피소드 중 두개내 전기장을 측정합니다(그림 3).</li>
		<li>자극 에피소드 동안 두개내 전기장을 측정하기 위해 양측 레이저 도플러 프로브 및 두개내 전극을 배치하기 위한 생리학적 준비로 동물을 옮깁니다(그림 1).</li>
	</ol></li>
</ol>5. 양측 레이저 도플러 및 유리 전극 배치
<ol><li>양측 레이저 도플러 프로브를 적용하기 위해 동물을 현미경 단계로 옮깁니다. 두개골 표면의 상단에서 양측 버 구멍과 관상 봉합사 사이에 프로브를 놓습니다(그림 1).</li>
	<li>인발 유리 미세 전극(~0.1μM, 2-6MΩ 임피던스)을 0.2M NaCl로 채우고 미세 조작기를 사용하여 시상 봉합사 3,14에 측면으로 배치된 두 개의 버 구멍에 넣습니다(그림 1). 참고: 이 버 구멍은 두 개의 대칭 두개외 자극 전극 사이에 있습니다(그림 1).</li>
	<li>뇌에 삽입되면 이 유리 미세 전극이 대뇌 피질 내에서 ~1mm 떨어져 있는지 확인합니다. 다양한 대칭 깊이에서 깊이 프로파일을 수행합니다. 버 구멍을 멸균 미네랄 오일로 다시 채워 전류 흐름에 대해 이 경로를 단열하십시오.</li>
</ol>6. 경두개 교류 자극(tACS) 또는 경두개 직류 자극(tDCS)의 자극 절차 및 강도 측정
<ol><li>최소 4개의 채널(샘플링 속도 1KHz)이 있는 디지타이징 시스템 및 소프트웨어를 사용하여 두개골의 이중 레이저 도플러 프로브와 2개의 두개내 미세전극 출력(헤드스테이지가 있는 DC 증폭기를 사용하여 기록)의 연속 데이터를 기록합니다. 충분히 안정적인 기준선 기간(즉, &gt;10분) 동안 모든 값이 기록되면 두개외 자극을 테스트합니다. 참고: 그림 4는 상부 채널에 2개의 두개내 기록 전극이 있고 하부 채널에 CBF 응답이 있는 4개 채널의 예를 보여줍니다.</li>
	<li>다양한 진폭(예: 허용 가능한 범위 내 20-30초, 0.5-2.0mA)에서 짧은 시간 동안 온/오프 자극을 적용하여 자극 전후의 명확한 기준선을 얻습니다(그림 4). 정전류를 전달하는 상용 인체 호환 자극 장치를 사용하여 양쪽에 있는 두 개의 두개골 tACS 전극 사이에 자극을 가합니다(그림 1).</li>
	<li>근육 경련 또는 맥박 또는 호흡의 변화와 같은 tACS에 대한 기타 반응에 대해 마우스를 면밀히 관찰하여 내약성의 상한(일반적으로 ~2mA)을 만듭니다.</li>
	<li>자극 epoch로 전극의 임피던스를 계속 모니터링하여 이것이 일정한지 확인합니다.</li>
	<li>소량(2-3μL)의 1M KCl을 전방 버 구멍(14 )에 첨가하여 자발적인 K+-SD 이벤트를 유도합니다. 이는 K+-SD에 의해 유도된 CBF 반응과 CBF 반응 사이에 큰 CBF 반응과 상호작용을 생성합니다. SD가 발생하기 전과 후에 tACS 자극을 적용하여 tACS CBF 반응을 추정합니다.</li>
	<li>실험이 끝나면 이소플루란(5%)을 과다 투여하여 안락사를 시행한 다음 호흡과 심장 박동이 멈추면 목을 베십시오.</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig04.jpg"> 그림 4: 저강도 tACS에 대한 반응으로 4개의 원시 데이터 채널을 보여주는 데이터. 데이터는 위쪽 두 행을 두개내 직접 DC 전기 기록(입력 1 [IN0] 및 입력 2 [IN1]으로 표시)으로 정렬하고 아래쪽 두 행은 대뇌 혈류의 양측 레이저 도플러 기록으로 배열합니다. 반응은 오른쪽(위)과 왼쪽(아래) 전기 및 뇌 혈류 추적 사이에서 비대칭입니다. (A) 1.2mV/mm 20초 자극(0.75mA)에 대한 반응으로 작은 반응(혈류 16% 증가). (B) 1.4mV/mm 자극(1.0mA)에 대한 반응으로 더 큰 반응(혈류 21% 증가). 약어: tACS = 경두개 교류 자극. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
7. 전기장 계산
<ol><li>기록된 두 사인파의 반파장(1주기)의 차이를 사용하여 두 두개내 전극의 출력 차이를 측정합니다(그림 4의 상단 두 트레이스). 이 차이(mV)를 두 전극 사이의 거리(mm, 여기서는 ~4mm이지만 각 경우에 직접 측정됨)로 나누어 전계 강도(mV/mm)3,6에 도달합니다.</li>
</ol>

Mapping Cerebral Blood Flow and Electrical Fields: Electrode Placement in Mice(대뇌 혈류와 전기장 매핑: 생쥐의 전극 배치)

<ol><li>Bestmann, S., Walsh, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Transcranial electrical stimulation.</a> Current Biology. 27 (23), R1258-R1262 (2017).</li>
<li>Bikson, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rigor+and+reproducibility+in+research+with+transcranial+electrical+stimulation%3A+An+NIMH-sponsored+workshop%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Rigor and reproducibility in research with transcranial electrical stimulation: An NIMH-sponsored workshop.</a> Brain Stimulation. 11 (3), 465-480 (2018).</li>
<li>Turner, D. A., Degan, S., Galeffi, F., Schmidt, S., Peterchev, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid%2C+dose-dependent+enhancement+of+cerebral+blood+flow+by+transcranial+AC+stimulation+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Rapid, dose-dependent enhancement of cerebral blood flow by transcranial AC stimulation in mouse.</a> Brain Stimulation. 14 (1), 80-87 (2020).</li>
<li>Shah, S., Chhatbar, P. Y., Feld, J. A., Feng, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrating+tDCS+into+routine+inpatient+rehabilitation+practice+to+boost+post-stroke+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Integrating tDCS into routine inpatient rehabilitation practice to boost post-stroke recovery.</a> Brain Stimulation. 13 (4), 953-954 (2020).</li>
<li>Voroslakos, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+effects+of+transcranial+electric+stimulation+on+brain+circuits+in+rats+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Direct effects of transcranial electric stimulation on brain circuits in rats and humans.</a> Nature Communications. 9 (1), 483(2018).</li>
<li>Alekseichuk, I., Mantell, K., Shirinpour, S., Opitz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+modeling+of+transcranial+magnetic+and+electric+stimulation+in+mouse%2C+monkey%2C+and+human%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Comparative modeling of transcranial magnetic and electric stimulation in mouse, monkey, and human.</a> Neuroimage. 194, 136-148 (2019).</li>
<li>Tavakoli, A. V., Yun, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+alternating+current+stimulation+%28tACS%29+mechanisms+and+protocols%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Transcranial alternating current stimulation (tACS) mechanisms and protocols.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 214(2017).</li>
<li>Yavari, F., Jamil, A., Mosayebi Samani, M., Vidor, L. P., Nitsche, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+and+functional+effects+of+transcranial+electrical+stimulation+%28tES%29-An+introduction%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+and+Biobehavioral+Reviews%22%5BJournal%5D)">Basic and functional effects of transcranial electrical stimulation (tES)-An introduction.</a> Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 85, 81-92 (2018).</li>
<li>Wachter, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+direct+current+stimulation+induces+polarity-specific+changes+of+cortical+blood+perfusion+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat.</a> Experimental Neurology. 227 (2), 322-327 (2011).</li>
<li>Han, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamic+responses+in+rat+brain+during+transcranial+direct+current+stimulation%3A+A+functional+near-infrared+spectroscopy+study%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Hemodynamic responses in rat brain during transcranial direct current stimulation: A functional near-infrared spectroscopy study.</a> Biomedical Optics Express. 5 (6), 1812-1821 (2014).</li>
<li>Ayata, C., Lauritzen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spreading+depression%2C+spreading+depolarizations%2C+and+the+cerebral+vasculature%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Spreading depression, spreading depolarizations, and the cerebral vasculature.</a> Physiological Reviews. 95 (3), 953-993 (2015).</li>
<li>Berenyi, A., Belluscio, M., Mao, D., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-loop+control+of+epilepsy+by+transcranial+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Closed-loop control of epilepsy by transcranial electrical stimulation.</a> Science. 337 (6095), 735-737 (2012).</li>
<li>Hoang, K. B., Cassar, I. R., Grill, W. M., Turner, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomarkers+and+stimulation+algorithms+for+adaptive+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Biomarkers and stimulation algorithms for adaptive brain stimulation.</a> Frontiers in Neuroscience. 11, 564(2017).</li>
<li>Turner, D., A, D. S., Hoffmann, U., Galleffi, F., Colton, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CVN-AD+Alzheimer%27s+mice+show+premature+reduction+in+neurovascular+coupling+in+response+to+spreading+depression+and+anoxia+compared+to+aged+controls%5BTitle%5D)+AND+%22Alzheimer%27s+and+Dementia%22%5BJournal%5D)">CVN-AD Alzheimer's mice show premature reduction in neurovascular coupling in response to spreading depression and anoxia compared to aged controls.</a> Alzheimer's and Dementia. 17 (7), 1109-1120 (2021).</li>
<li>Colton, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((mNos2+deletion+and+human+NOS2+replacement+in+Alzheimer+disease+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuropathology+and+Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">mNos2 deletion and human NOS2 replacement in Alzheimer disease models.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 73 (8), 752-769 (2014).</li>
<li>Castano-Prat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+slow+%28%3C1+Hz%29+and+fast+%28beta+and+gamma%29+neocortical+oscillations+in+the+3xTg-AD+mouse+model+of+Alzheimer%27s+disease+under+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Aging%22%5BJournal%5D)">Altered slow (<1 Hz) and fast (beta and gamma) neocortical oscillations in the 3xTg-AD mouse model of Alzheimer's disease under anesthesia.</a> Neurobiology of Aging. 79, 142-151 (2019).</li>
<li>Etter, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+gamma+stimulation+rescues+memory+impairments+in+an+Alzheimer%27s+disease+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Optogenetic gamma stimulation rescues memory impairments in an Alzheimer's disease mouse model.</a> Nature Communications. 10 (1), 5322(2019).</li>
<li>Iaccarino, H. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gamma+frequency+entrainment+attenuates+amyloid+load+and+modifies+microglia%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia.</a> Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).</li>
<li>Martorell, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-sensory+gamma+stimulation+ameliorates+Alzheimer%27s-associated+pathology+and+improves+cognition%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Multi-sensory gamma stimulation ameliorates Alzheimer's-associated pathology and improves cognition.</a> Cell. 177 (2), 256-271 (2019).</li>
<li>Dawson, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagus+nerve+stimulation+paired+with+rehabilitation+for+upper+limb+motor+function+after+ischaemic+stroke+%28VNS-REHAB%29%3A+A+randomised%2C+blinded%2C+pivotal%2C+device+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Vagus nerve stimulation paired with rehabilitation for upper limb motor function after ischaemic stroke (VNS-REHAB): A randomised, blinded, pivotal, device trial.</a> Lancet. 397 (10284), 1545-1553 (2021).</li>
<li>Hacker, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+in+early-stage+Parkinson+disease%3A+Five-year+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation in early-stage Parkinson disease: Five-year outcomes.</a> Neurology. 95 (4), e393-e401 (2020).</li>
<li>Duun-Henriksen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+era+in+electroencephalographic+monitoring%3F+Subscalp+devices+for+ultra-long-term+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">A new era in electroencephalographic monitoring? Subscalp devices for ultra-long-term recordings.</a> Epilepsia. 61 (9), 1805-1817 (2020).</li>
<li>Haneef, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sub-scalp+electroencephalography%3A+A+next-generation+technique+to+study+human+neurophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Sub-scalp electroencephalography: A next-generation technique to study human neurophysiology.</a> Clinical Neurophysiology. 141, 77-87 (2022).</li>
</ol>

저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.

이 프로토콜은 tES14에 대한 뇌 반응을 추정하기 위한 바이오마커로서 CBF 반응의 생체 내 마취 측정에 중점을 둡니다. tES 반응의 장기 바이오마커에는 아밀로이드 플라크 형성의 예방 또는 변화(즉, 여러 AD 모델에서 40Hz에서 감마 자극)와 같은 조직학적 치료 효과가 포함되지만16,17,18,19 단기 바이오마커는 즉각적인 생리학적 효과를 추정하고 용량-반응 곡선을 계산하는 데에도 도움이 됩니다 3 . 이 동일한 프로토콜은 두개골 전체의 만성 tES 자극에도 사용할 수 있지만 각성 자극을 위해 자극 와이어를 편리하고 간헐적인 연결로 라우팅해야 합니다.
<p class="jove_cont...

경두개 전기 자극(tES, 사인파 자극, tACS)은 뇌 신경 조절에 대한 일반적이고 외부적이며 비침습적인 접근 방식입니다 1,2. 이전에 우리는 특정 용량에서 tES(특히 tACS)가 기저 뇌 영역의 대뇌 혈류(CBF)를 증가시킬 수 있다는 가설을 세웠다3. 또한, 인가된 외부 전류 또는 두개내 전기장과 결과적인 CBF 반응 사이에 용량-반응 관계가 존재할 수 있다. 그러나, 대부분의 임상적 자극 프로토콜은 치료 프로토콜로서 예정된 시간(즉, 30-45분) 동안 최대한의 편안한 피부 수준의 자극(즉, ~ 2mA)에 초점을 맞추었다 4,5. 설치류의 경우, tES6에 의해 유도된 뇌의 전기장을 조사하기 위해 두개골에 직접 적용되는 침습적 두개외 뇌 전극을 사용할 수 있습니다. 따라서 이 접근법의 목표는 용량-반응 관계의 관점에서 CBF 변화에 대한 관련 주파수에서 tACS의 강도의 효과를 결정하는 것입니다. 이 용량-반응 곡선은 뇌에 부과된 전기장과 관련하여 CBF의 단기 생리학적 바이오마커 직접 측정을 기반으로 합니다3. 우리는 이전에 일반적으로 tACS에 의해 임상적으로 유도된 뇌 내 전기장의 범위를 벗어난 더 큰 진폭에서 유도된 전기장과 피질의 CBF 사이에 거의 선형적인 상관관계가 있음을 보여주었습니다3. 그러나 더 작은 자기장 자극(즉, 1-5mV/mm 강도)이 인간에게 사용하기에 더 적절하고 실현 가능할 수 있습니다. 따라서 더 작은 CBF 변화를 감지하기 위해 기술을 수정했습니다.
이 논문은 깨어 있는 설치류가 견딜 수 있는 CBF(즉, 0.5-2.0mA 전류, 1-5mV/mm 전기장)에 대한 저전계 강도 tES 교류 사인 전류(tACS)의 영향을 분석하기 위한 프로토콜을 설명합니다5. 이 프로토콜은 tACS 중 새로운 레이저 스페클 이미징과 이중 두개내 유리 전극을 사용하여 뇌 내 활성 tACS의 확산(CBF에 의해 모니터링됨)과 두개내 전기장 강도를 모두 측정하며, 이는 다이어그램과 실제 실험 사진으로 모두 표시됩니다(그림 1). 뇌 내에서 tES의 생리학적 영향은 직접적인 신경 조절, 신경 가소성 및 성상세포 활성화를 포함하여 여러 가지가 있습니다 7,8. CBF는 tDCS 9,10으로 측정되었지만, 이러한 측정은 느리고 간접적이며 뇌의 용량-반응 기능을 평가하기에는 불충분했습니다. 따라서 적절한 단기 바이오마커(즉, CBF, 전기장)와 tACS의 신속한 온/오프 시퀀스를 사용하여 용량-반응 함수를 보다 정확하게 추정할 수 있습니다. 또한 초점 레이저 도플러 프로브(LD)와 레이저 스페클 이미징(LSI)을 포함하여 CBF를 측정하기 위해 정의된 관심 영역을 가진 다양한 기술을 적용할 수 있습니다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig01.jpg"> 그림 1: 경두개 자극 다이어그램 및 사진 예. (A) 경두개 자극 설정의 다이어그램. 다이어그램은 관상 및 시상 봉합사가 있는 쥐의 두개골을 보여줍니다. 경두개 전극은 두개골에 측면 및 대칭으로 배치되며 전극과 두개골 사이에 수술용 접착제와 전도성 페이스트가 장착되어 있습니다. 이 전극은 인체 호환 정전류 자극 장치에 연결되어 자극의 주파수, 진폭 및 지속 시간을 지정할 수 있습니다. 두개내 전기장 평가를 위해 양측 유리 전극(~2MΩ)을 대뇌 피질(즉, 작은 버 구멍을 통해 두개골 내부의 1mm 이내)에 배치하고 미네랄 오일로 밀봉하고 목 근육에 AgCl 접지를 갖습니다(중앙에 더 큰 와이어로 표시됨, 피하 목 조직에 묻혀 있음). 이 유리 전극은 DC 증폭기에 연결되며 출력은 최소 4개의 채널이 있는 디지타이저를 통해 기록됩니다. 양측 레이저 도플러 프로브는 기록을 위해 두개골에 배치됩니다. 또한 전체 두개골은 레이저 스페클 이미징 장치 또는 고유 광학 신호 감지를 위한 고해상도(최소 1,024 x 1,024 픽셀, 12-14비트 픽셀 깊이) 냉각 카메라로 이미징됩니다. 헤모글로빈 이방석성 주파수는 전형적으로 혈류 이미징을 위한 조명을 위해 선택된다(즉, 562nm). (B) 양측 레이저 도플러 프로브(왼쪽), 버 구멍을 통해 배치된 (양측) 두개내 유리 기록 미세 전극 및 tACS 자극 전극을 측면으로 보여주는 실제 실험의 클로즈업 이미지. 약어: tACS = 경두개 교류 자극. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
메커니즘을 평가하는 방법으로서, 우리는 또한 K+-유도 확산 탈분극(K+-induced spreading depolarization)과 같이 CBF를 변화시키는 다른 생리학적 과정과의 상호작용을 조사할 수 있다11. 또한, 일정한 시간에 예정된 세션보다는, 간질 치료(epilepsy treatment)12 (즉, 임상 뉴로페이스 장치)를 위해 제안된 바와 같이, 다양한 질병에 대한 추가적인 바이오마커에 기초한 폐쇄 루프 시스템을 개발하는 것도 가능하다. 예를 들어, 파킨슨병에 대한 폐쇄 루프 뇌 자극은 일반적으로 충분한 도파민(일반적으로 β밴드 LFP)이 없는 상태에서 이 질병에 내재된 내재적이고 비정상적인 국소 전위(LFP)를 기반으로 합니다13.

<table><tbody><tr><td>알코올 패드</td><td>HenryShein</td><td>112-6131</td><td></td></tr><tr><td>베이비 미네랄 오일</td><td>Johnson & </td><td></td><td></td>Johnson</tr><tr><td>BD 1 mL 주사기</td><td>Becton Dikinson</td><td>REF 305699</td><td></td></tr><tr><td>C3 평면 전극</td><td>Neuronexus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57BI 마우스</td><td></td><td></td><td>, NIH 식민지에서&nbsp;</td></tr><tr><td>구리 두개골 electrods</td><td>사내 준비</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digidata 1440, Clampex</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 집게</td><td>FST</td><td>#5</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 집게 곡선</td><td>Dumont</td><td>RS-5047</td><td></td></tr><tr><td>눈 연고</td><td>Major</td><td>LubiFresh P.M. NDC-0904-6488-38</td><td></td></tr><tr><td>Flaming/Brown 마이크로피펫 풀러</td><td>셔터 악기 Co.</td><td>모델 P-87</td><td></td></tr><tr><td>펜치 11.5 cm 약간의 곡선&nbsp; 톱니 모양의</td><td>Roboz</td><td>RS-8254</td><td></td></tr><tr><td>인트라메디컬 니들 23 G</td><td>Becton Dikinson</td><td>REF 427565</td><td></td></tr><tr><td>KCl 1 M</td><td>집 준비</td><td></td><td></td></tr><tr><td>레이저 도플러 프로브</td><td>무어 기기</td><td>0.46 mm 레이저 도플러 프로브</td><td></td></tr><tr><td>레이저 스페클 이미징 장치</td><td>RWD</td><td>RFLSI-ZW</td><td></td></tr><tr><td>마이크로 큐렛 13cm</td><td>FST</td><td>10080-05</td><td></td></tr><tr><td>마이크로 해부 가위, 11.5cm</td><td>Roboz</td><td>RS-5914</td><td></td></tr><tr><td>마우스 마취 고정</td><td>스톨팅</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neuroconn-DS</td><td>Neurocare</td><td>DC-Stimulator Plus</td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite 모니터링</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Q-tips</td><td>Fisherbrand</td><td>22363167</td><td></td></tr><tr><td>염수 0.9% NaCl 용액</td><td>Baxter</td><td>281322</td><td></td></tr><tr><td>Sensicam QE</td><td>PCO 기기</td><td></td><td></td></tr><tr><td>소프트웨어</td><td>축삭 기기 Clampex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>수술용 접착제</td><td>Covetrus</td><td>31477</td><td></td></tr><tr><td>수술용 테이프</td><td>3M Transpore</td><td>T9784</td><td></td></tr></tbody></table>

두개외 자극 전극의 배치 및 마취된 마우스의 대뇌 혈류 및 두개내 전기장 측정

Placement of Extracranial Stimulating Electrodes and Measurement of Cerebral Blood Flow and Intracranial Electrical Fields in Anesthetized Mice

다양한 형태의 신경 활성화에 대한 대뇌 혈류(CBF) 반응의 감지는 역동적인 뇌 기능과 뇌에 대한 기질 공급의 변화를 이해하는 데 중요합니다. 이 논문은 경두개 교류 자극(tACS)에 대한 CBF 반응을 측정하기 위한 프로토콜을 설명합니다. 용량-반응 곡선은 tACS(mA)에서 발생하는 CBF 변화와 두개내 전기장(mV/mm) 모두에서 추정됩니다. 우리는 뇌의 양쪽 안에 있는 유리 미세 전극에 의해 측정된 다양한 진폭을 기반으로 두개내 전기장을 추정합니다. 이 논문에서는 CBF를 측정하기 위해 양측 레이저 도플러(LD) 프로브 또는 레이저 스페클 이미징(LSI)을 사용하는 실험 설정에 대해 설명합니다. 결과적으로 이 설정에는 전극 배치 및 안정성을 위한 마취가 필요합니다. CBF 반응과 전류 사이의 상관 관계를 연령의 함수로 제시하여 나이 든 동물(28-32주)에 비해 어린 대조군(12-14주)에서 더 높은 전류(1.5mA 및 2.0mA)에서 훨씬 더 큰 반응을 보여줍니다(p < 0.005 차이). 또한 전기장 강도 <5mV/mm)에서 상당한 CBF 반응을 보여주며, 이는 최종 인간 연구에서 중요한 고려 사항입니다. 이러한 CBF 반응은 또한 깨어 있는 동물에 비해 마취 사용, 호흡 조절(즉, 삽관 대 자발적 호흡), 전신 요인(즉, CO2) 및 혈관 내 국소 전도에 의해 크게 영향을 받으며, 이는 주위 세포 및 내피 세포에 의해 매개됩니다. 마찬가지로, 보다 상세한 이미징/기록 기술은 전체 뇌의 필드 크기를 작은 영역으로만 제한할 수 있습니다. 설치류를 위한 수제 및 상업용 전극 설계, 양측 유리 DC 기록 전극을 사용한 CBF 및 두개내 전기장의 동시 측정 및 이미징 접근 방식을 포함하여 tACS 자극을 적용하기 위한 두개외 전극의 사용에 대해 설명합니다. 우리는 현재 알츠하이머병 및 뇌졸중의 동물 모델에서 CBF를 증강하기 위한 폐쇄 루프 형식을 구현하기 위해 이러한 기술을 적용하고 있습니다.

대표적인 결과는 그림 4, 그림 5 및 그림 6에 나와 있습니다. 그림 4는 상부 채널에 2개의 두개내 기록 전극이 있고 하부 채널에 CBF 응답이 있는 4개 채널의 예를 보여줍니다. tACS는 두개골 전체에 걸쳐 대칭을 이루지만, 일반적으로 두개내 자기장 반응은 인가된 AC 전류에 대해 약간 비대칭적이며, 한쪽이 다른 쪽보다 더 큰 반응을 보입니다(그림 4). tACS 전기 자극3에 대한 CBF 반응은 일반적으로 높은 진폭(즉, 0.75-2.0mA, 그림 4B)에서 위상적이고, 낮은 진폭(0.5-0.75mA, 그림 4A</stron...

우리는 뇌 전기장 측정 및 관련 바이오마커-대뇌 혈류의 관점에서 두개외 자극에 대한 용량-반응 곡선을 평가하기 위한 프로토콜을 설명합니다. 이 프로토콜은 뇌에 침습적인 전극 배치를 포함하기 때문에 전신 마취가 필요하며 통제된 호흡보다는 자발적 호흡이 선호됩니다.

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and ...

뇌의 혈류량은 옥시 데옥시 헤모글로빈의 포화도로 측정할 수 있습니다. 이러한 포화도의 증가는 노화와 알츠하이머 모델에서 감소합니다. 우리는 인가된 전류와 두개내 전기장 밀도를 모두 사용하여 전기 자극의 강도를 추정하고 있습니다.가장 최근의 개발에는 알츠하이머병의 동물 모델에 적용하기 위한 두개외 자극 개선이 포함됩니다. 현재 동물 모델에는 레이저 스펙트럼 이미징, 이중 사진 현미경 및 생리학적 기록을 포함한 여러 이미징 기술이 사용됩니다. 과제는 알츠하이머병 모델에서 동적 대뇌 혈류 반응의 변화에 대한 기계론적 기초를 이해하는 것입니다.우리는 알츠하이머 모델 마우스에서 대사 문제에 대한 반응의 결핍을 발견했으며, 추가 두개골 자극을 적용하면 이러한 결핍이 개선됩니다. 우리 프로토콜의 장점은 자극 기반 접근 방식이 뇌 혈류를 개선한다는 것입니다.

placement-extracranial-stimulating-electrodes-measurement-cerebral

Research

연구

JoVE Journal

Neuroscience

신경과학

이 비디오는 마우스 뇌의 양측 M2 영역에서 LFP(Local Field Potential)의 생체 내 기록을 보여줍니다. 마취된 마우스가 고정되고 절차를 위해 준비됩니다. LFP를 기록하려면 복잡한 운동 움직임을 담당하는 양측 M2 영역의 목표 좌표에 미세 전극을 삽입합니다.

마우스 뇌의 양쪽 반구에서 국소 자기장 전위(Local Field Potential)의 기록

비 구속 된 EEG radiotelemetry 자유롭게 이동 설치류에서 생체 장기 뇌파를 기록하기위한 유용한 방법 론적 접근이다. 상세한 프로토콜은 CNS의 리듬 성 CNS와 관련된 행동 단계 안정적인 기록을 얻기 위해 다양한 뇌 영역에 정위 경막 깊은 뇌내 전극 배치를 설명한다.

비 금지 EEG Radiotelemetry : 경막 외 및 깊은 뇌내 정위 EEG 전극 위치

이 연구에서 방법론은 우레탄 마취하에 hyperdirect 통로에서 다중 부위 생체 내 생리 학적 기록을 수행하는 방법에 대해 제시됩니다.

심각한<em&gt; In Vivo</em&gt; 마취 된 래트에서의 Hyperdirect 경로로부터의 국소 장 전위 및 다중 단위 활성의 전기 생리 학적 기록

이 프로토콜에는 생쥐에서 신뢰할 수 있는 HFS 메서드를 설정 하는 방법을 보여 줍니다. Hippocampal가 뇌 전체 신경 전기 HFS 직접 및 간접적으로 비보에 의해 자극 된다. 신경 활동 및 분자 신호 검사 c-fos 와 Notch1 immunofluorescent 얼룩, 각각; 성체는 bromodeoxyuridine 분석 결과 라벨에 의해 정량 이다.

고주파 자극에 의해 마우스가 뇌의 활성화에 대 한 침략 적 방법

우리는 마우스의 양측 이차 모터 피질 (M2)에서 국소 전위 (LFP)의 생체 내 전기 생리학적 기록을 제시하며, 이는 반구 측면화를 평가하기 위해 적용될 수 있다. 연구 결과는 WT 통제에 비교된 APP/PS1 마우스에 있는 좌우 M2 사이 동기화의 변경한 수준을 밝혔습니다.

마우스의 보조 모터 피질에서 양측 지역 필드 전위 기록을 가진 반구 측면화의 평가

이 프로토콜은 기능성 초음파 (fUS)를 사용하여 마우스 뇌의 체적 뇌 혈역학 적 변이의 정량화를 설명합니다. 감각 자극에 따른 3D 기능 활성화 맵및 휴식 상태 기능적 연결에 대한 절차는 마취 및 깨어 있는 마우스에서 예시적인 예로 제공됩니다.

경두개 기능 적 초음파 이미징을 사용하여 마우스의 전신 뇌 3D 활성화 및 기능 적 연결 매핑

이 프로토콜은 자유롭게 움직이는 의식이 있는 마우스의 세포외 전기생리학적 특성을 밝히기 위해 운동 피질(MC)에서 세포외 기록 방법론을 설명하고, 관심 행동의 기저에 있는 네트워크 신경 활동을 평가하는 데 유용한 국소전위(LFP) 및 스파이크의 데이터 분석을 설명합니다.

자유롭게 움직이는 마우스의 다채널 세포외 기록

밀리미터 크기의 코일과 결합된 저비용 뇌파 기록 시스템은 생체 내에서 마우스 뇌의 경두개 자기 자극을 유도하기 위해 제안되었습니다. 맞춤형의 유연한 다중 전극 어레이 기판이 있는 기존의 나사 전극을 사용하여 경두개 자기 자극에 대한 반응으로 마우스 뇌에서 다중 부위 기록을 수행할 수 있습니다.

생체 내에서 마우스 뇌를 경두개로 자극하기 위해 밀리미터 크기의 코일과 결합된 저비용 뇌파 기록 시스템

이 프로토콜은 머리가 고정된 마우스의 뇌간에서 생체 내 고밀도 단일 뉴런 기록을 얻는 방법을 설명합니다. 이 접근법은 전신 마취 전과 전신 마취 중에 REM(Rapid Eye Movement) 수면 중에 비활성화된 뇌간 영역인 복외측 수관 주위 회색에서 뉴런의 활동 전위 발화를 측정하기 위해 배포됩니다.

Head-Fixed Mice의 뇌간에서 발생한 급성 단일 단위 다중 전극 기록

이 프로토콜은 자유롭게 움직이는 설치류 EEG를 기록하기 위한 안정적이고 쉽게 접근할 수 있는 시스템을 만들기 위해 개발되었습니다.

자유롭게 움직이는 마우스의 만성 다중 사이트 뇌파 기록을 위한 비용 효율적이고 최소 침습적 프로토콜

배우세요 마취된 마우스에서 두개외 자극 전극을 배치하여 대뇌 혈류와 두개내 전기장을 측정하는 방법을. 이 기술은 알츠하이머병 모델에서 신경혈관 반응을 연구하는 데 활용됩니다.

두개외 자극 전극의 배치 및 마취된 마우스의 대뇌 혈류 및 두개내 전기장 측정

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