RNAi screening Postembryonic fenotypes Leg in C. elegans</em

Samenvatting

We beschrijven een gevoelig methode om postembryonic regulatoren van eiwit expressie en lokalisatie identificeren C. elegans Met behulp van een RNAi-gebaseerde genomische scherm en een geïntegreerde transgen dat een functionele, fluorescent gelabeld eiwit tot expressie brengt.

Samenvatting

C. elegans heeft zich bewezen als een waardevol model voor de ontdekking en functionele karakterisering van vele genen en pathways ^1. Meer geavanceerde tools en middelen voor studies in dit systeem zijn het vergemakkelijken van voortdurende ontdekking van de genen met meer subtiele fenotypes of rollen.

Hier presenteren we een algemeen protocol waarin we aangepast voor het identificeren van C. elegans genen met postembryonic fenotypen van belang met behulp van RNAi ^2. Deze procedure is eenvoudig aan te passen voor het testen van het fenotype van de keuze, hetzij door licht of fluorescentie optica op een dissectie of samengestelde microscoop. Deze screening protocol speelt in op de fysieke activa van het organisme en moleculaire technieken de C. elegans onderzoeksgemeenschap heeft geproduceerd. Als voorbeeld tonen we het gebruik van een geïntegreerde transgen een fluorescerend product uit in een RNAi scherm genen die voor normaal lokalisatie van deze identificatieproduct in een vergevorderd stadium larven en volwassenen. Eerst gebruikten we een commercieel verkrijgbare genomische bibliotheek met RNAi volle lengte cDNA-inserts. Deze bibliotheek vergemakkelijkt de snelle identificatie van meerdere kandidaten door RNAi vermindering van de kandidaat-genproduct. Ten tweede hebben we gegenereerd een geïntegreerde transgen dat onze fluorecently gelabeld eiwit van interesse uit in een RNAi-gevoelige achtergrond. Derde, door belichting gearceerde dieren RNAi, dit scherm kunnen herkennen genproducten die een belangrijke rol embryonale die anders zou maskeren postembryonale rol in het reguleren het eiwit van belang zijn. Tot slot, dit scherm maakt gebruik van een samengestelde microscoop uitgerust voor enkele cel resolutie.

Protocol

1. Screening stam bouw

Het zorgvuldige ontwerp van de screening stam is van cruciaal belang voor het succes van het scherm en is elders ³ beschreven. Voor sommige onderzoekers gebruikt een stam die een zichtbare product drukt een transgen nodig voor de proef. Veel stammen met geïntegreerde transgenen zijn verkrijgbaar bij de CGC of individuele onderzoekers. Als een transgene stam nodig is voor het scherm, maar niet beschikbaar is, dan kan worden opgewekt met een gepubliceerde methode zoals bombardement ⁴ UV / TMP ⁵ of Mos transposoninsertie ^6. Om onze eiwit van belang zichtbaar te maken, we door het invoeren van de GFP-coderende sequentie in het frame met de volwassen cDNA-sequentie (wij gebruikten dbl-1 sequentie). Omdat dit GFP fusie-eiwit is niet zichtbaar door het ontleden van omvang, hebben we gebruik gemaakt van een co-injectie marker die zichtbaar was en had geen invloed op het bekijken van onze eiwit van belang (TTX-3p :: RFP , om een herziening van een aantal andere standaard markers, zie ^7). Vervolgens gemaakt geïntegreerde transgene de extrachromosomale array. Wij vonden dat bombardement van het transgen leverde een low-copy number geïntegreerde lijn die noch de stereomicroscoop fenotype gered, noch geproduceerd zichtbare niveaus van GFP-gelabelde product (Beifuss en Gumienny, niet gepubliceerd). UV / TMP integratie van meerdere kopieën extrachromosomale matrix oorspronkelijk door injectie ^8,9 leverde zichtbaar redden niveau van transgenexpressie product (Figuur 3A). Western blot met anti-GFP antilichaam bevestigd dat het transgen (allel naam texIs100) wordt uitgedrukt en correct verwerkt (Beifuss en Gumienny, niet gepubliceerd). Geïntegreerde transgenen moet uitvallen of vijf keer op vreemde achtergrond mutaties te verwijderen, ongeacht de bron.

Voor ons scherm, wilden we de enige eiwit van belang zijn voor de transgene, gelabeld vorm. Daarom hebben we verwijderd functionele endogene gENE door de invoering van een verlies-van-functie mutant dbl-1 allel.

Ten slotte hebben we de stam gevoelig voor de effecten van RNAi. De RNAi uit de bibliotheek zal voor veel genen, produceren een meer ernstige vermindering van de gen-product als dieren bevatten een mutatie die de dieren gevoelig maakt voor de effecten van RNAi ^10,11 Het weefsel (s) van de rente dient te worden overwogen bij het ​​kiezen van een geschikte RNAi sensibiliserende achtergrond ^11. We gebruikten de canonieke RRF-3 (pk1426) allel aan onze screening stam te maken. SRF-3 is een RNA gestuurde RNA polymerase (RdRP) homoloog die normaal remt somatische RNAi ^10. Mutaties in andere RNAi hypersensitizing genen zoals eri-1 of eri-1 lin-15b kan worden vervangen om de effectiviteit van de RNAi ^11-13 verhogen.

De screening stam hebben we over het genotype RRF-3 (pk1426); texIs100, dbl-1 (NK3).

2. Het kiezen en voorbereiden van eenRNAi-bibliotheek

Commercieel beschikbare C. elegans cDNA bibliotheken voor ongeveer 55% of 87% van de theoretische genen C. elegans individueel (Vidal lab of Ahringer lab bibliotheken, respectievelijk). Individuele klonen zijn beschikbaar voor aankoop (Open Biosystems, Geneservice, Ltd). We kozen ORF-RNAi bibliotheek geconstrueerd door het Vidal lab (Open Biosystems) omdat de klonen meestal volledige lengte cDNA Gateway gekloneerd en klaar voor stroomafwaartse toepassingen (Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA). De oorspronkelijke Ahringer lab genomische cDNA-bibliotheek bevat cDNA fragmenten die niet zo breed nuttig voor downstream karakterisering experimenten ^14,15. Beide bibliotheken gebruik maken van een vector die twee T7 promoters aan weerszijden van de insert (figuur 1) bevat. De constructen worden gekweekt in bacteriestam HT115 die T7 polymerase uitdrukking na inductie door isopropyl-β-D-thiogalactopyranoside (IPTG). Bacteriën die bibliotheek klonen geïnduceerd met IPTG aanproduceren dsRNA (zie stap 3.4).

Dupliceer de hele bibliotheek bij ontvangst en gebruik het dubbele voor alle experimenten. Het origineel en dubbele bibliotheken worden opgeslagen in verschillende -80 ° C diepvriezers die zijn verbonden met elektrische leidingen scheiden.

3. Voorbereiding van de bacteriën met bibliotheek klonen

1. (Binnen twee maanden na het experiment) Streak bacteriën van geselecteerde voeding bibliotheek klonen, maar ook positieve en negatieve controles, op het label LB-carbenicilline / tetracycline platen (we groeien 8 culturen per 100 mm plaat) en bij 37 ° C gedurende de nacht (uitbroeden > 16 uur) (figuur 1). Voor elke 24-wells plaat, gebruiken we twee controles. De positieve controle, bli-4 (K04F10.4), produceert een dosis-afhankelijke post-embryonale pheontype ^16,17. De negatieve controle, C06C3.5, is een voorspelde pseudogen ( WormBase.org ) dat er geen waargenomen fenotypes (Beifuss en Gumienny, niet gepubliceerd) veroorzaakt.
2. (Binnen twee maanden van het experiment, bij voorkeur eerder) Bereid 24-well Nematode groeimedium (NGM) platen met 25 tot 50 ug / ml carbenicilline en 1 mM IPTG. Bewaar bij 4 ° C.
3. (Dag 1) Voor elke kloon, inoculeren 2 ml LB medium dat 50 ug / ml carbenicilline met een kolonie van de strepen plaat (s) (in stap 3.1) met behulp van standaard steriele techniek. Incuberen bij 37 ° C geroerd (> 16 uur) in een schudinrichting ingesteld op 220 tot 240 rpm (figuur 1). De oplossing dient helder te zijn na 16 uur.
4. (Dag 2) De volgende morgen induceren dubbelstrengs RNA (dsRNA) productie door toevoeging IPTG aan de cultuur tot een eindconcentratie van 1 mM. Incubeer culturen bij 37 ° C, 220 - 240 tpm gedurende 4 - 5 uur. Deze stap zorgt voor een meer consistente en robuuste RNAi geïnduceerde knockdown van genproduct dan alleen te vertrouwen op de IPTG in de agar van de NGM plaat (in stap 3.5).
5. Spot 30 ul van elk geïnduceerde bacteriële culture in afzonderlijke putjes van een 24-putjes NGM RNAi plaat met 25 tot 50 ug / ml carbenicilline en 1 mM IPTG (Figuur 1, zie figuur 4 voor de sjabloon gebruikt voor de RNAi experimenten te volgen). Zet platen, ontdekt, in een steriele stroom kap voor 20 minuten of tot het bacteriële plekken droog zijn. Doe niet Kreukherstellend. Uitdrogen veroorzaakt de randen van de agar weg te trekken van de plaat en dieren onherstelbare indien zij kruip in de resulterende spleten.

4. Voorbereiding van nematoden

Begin met een gefaseerde bevolking van nematoden. Staging dieren vermindert de kans dat de verschillen waargenomen tussen de controle en de experimentele RNAi proeven gewoon zijn te wijten aan verschillen in de ontwikkelingsfase van de dieren (maar als het RNAi veroorzaakt een vertraging in de ontwikkeling, dit dient te worden opgemerkt door de screener (Figuur 2)) . Verder is het starten van de RNAi experiment met L1 larven ondervangt mogelijke verstorende effecten van embryonale letaliteit door RNAi van Genes dat speelt mogelijk ook postembryonic rollen van belang.

Classificatie is door eerst bleken een gemengde fase van de populatie screening stam, die op schalen beschermd embryo overleven. Deze fasen dieren binnen ongeveer 12 uren bij 20 ° C of ongeveer 18 uur bij 16 ° C ^18. Om meer te strak podiumbeesten, arrestatie dieren in het eerste larvale stadium (L1) door te laten embryo luik in M9 medium zonder voedsel. Starved L1 dieren die op voedsel CV groei van dezelfde beginleeftijd ^19.

1. (Dag 1) Gebruik drie 100 mm platen gevoed, schone screening stam dieren die zwangere volwassenen en embryo's bevatten. Was de dieren uit platen met behulp van steriele M9 door het pipetteren vloeistof over de plaat oppervlak voorzichtig aan dieren en embryo's los te maken. Breng de was in een steriele 15 ml buis met schroefdop.
2. Als de was groter is dan 3,5 ml, spin down van de dieren (~ 3000 rpm gedurende 30 seconden) en vloeibare tot 3,5 ml. Indien de wasinstallatie is less dan 3,5 ml, voeg H ₂ 0 of M9 op de buis tot 3,5 ml bedragen.
3. Draag geschikte beschermende kleding (laboratoriumjas, handschoenen en een veiligheidsbril) bij het werken met chemicaliën. Meng 0,5 ml 5 N NaOH met 1 ml verse bleekwater (5% natriumhypochloriet, minder dan 1 jaar oud). Voeg dit mengsel bij de 3,5 ml nematode wassen. Start een timer te tellen. Dit proces mag niet meer dan 10 minuten. Als dat zo is, dan is embryo's in gevaar komt en de opbrengst kan worden verminderd, of het bleekmiddel is oud en moet worden vervangen.
4. Vortex de buis gedurende ongeveer 10 seconden. Herhaal de vortexen om de twee minuten voor 4 tot 10 minuten. Na elke vortexen, leven zij de oplossing onder een dissectie ruimte voor kadavers.
5. Wanneer embryo vrijkomen en volwassenen versnipperd (6-8 minuten) pellet de embryo's draaien van de buis in een tafelblad centrifuge (~ 3000 rpm, 30 seconden).
6. Zuig zoveel mogelijk van de supernatant mogelijk zonder de pellet. Wees voorzichtig, nietgulzig.
7. Voeg steriele M9 tot ~ 10 ml. Vortex kort of goed schudden om het pellet opnieuw in suspensie.
8. Spin en weer te verwijderen supernatant. Indien de geur van bleekmiddel kan worden gedetecteerd in de buis, opnieuw spoelen indien nodig.
9. Resuspendeer embryo's in 10 - 15 ml steriel M9 en transfer naar een kleine (25 ml) erlenmeyer (voor beluchting). Schudden op de juiste temperatuur voor de stam en experiment (15 - 25 ° C) gedurende een nacht (> 16 uur bij 20 ° C). In deze tijd, zullen de dieren allemaal uitkomen en arrestatie in de L1 diapauze.
10. (Dag 2) spin down L1 stadium dieren in een 15 ml buis en resuspendeer in 0,5 - 1 ml M9 (~ 3000 rpm, 30 sec.). Plaats 5 pi oplossing op een apart bord en tel het aantal dieren. Pas de volume zo nodig 30 wormen / opbrengst 3 - 10 pi oplossing.
11. Spot ongeveer 30 hypochloriet gesynchroniseerd L1 fase dieren op de bacteriën in elke well van de bereide 24-wells plaat. Te veel moopnieuw dan 30 dieren per goed kan leiden tot de bevolking honger vóór het bereiken van de vervaldag. Laat de plaat droog met de deksels scheef. Plaats het deksel en zet deze vast met een elastiekje. Keer de plaat en plaats deze op de juiste temperatuur voor de tijd die nodig is om te scoren op het gewenste moment. Omdat de RRF-3 (pk1426) is een temperatuurgevoelig allel, werden onze screening stam dieren gegroeid bij 15 - 17 ° C gedurende drie tot vier dagen te observeren L4 naar volwassen stadium dieren (figuur 1).

5. Observatie van nematoden

(Dag 5) Nadat de nematoden zijn uitgegroeid tot de gewenste stadium (figuur 2A), bevestigen dat de positieve en negatieve controles de verwachte fenotypes te produceren met behulp van een stereomicroscoop. We gebruiken bli-4 als controle voor RNAi werkzaamheid, omdat dosis-afhankelijke postembryonale gebreken die variëren van blaren volwassenen (mild RNAi fenotype niet weergegeven) ontwikkelingsgewijs aangehouden, kleine larven (sterk eERWACHTE RNAi fenotype) (Figuur 2B). Vervolgens nemen de dieren in elke experimentele en met een stereomicroscoop en merk duidelijk afwijkende fenotypen geïnduceerd door RNAi (Figuur 2C). Na de controles worden bevestigd en bruto fenotypes vermeld, onderzoekt de RNAi experimenten voor fenotypen van belang. We gebruiken een samengestelde microscoop uitgerust met fluorescentie en een 63x doelstelling om ten minste vijf dieren uit elke RNAi experiment te observeren, te beginnen met controles (figuur 3).

1. Bereid een glijbaan (standaard 75 x 25 mm) door middel van een 4% agar pad (4% agar _in H2O). Om een ​​uniforme dikte van agar pad te garanderen, plaatst u een schoon glasplaatje tussen twee afstandhouders (elk spacer is gemaakt van een microscoop dia met twee lagen van lab tape erop). Pipetteer ongeveer 100 ul (twee tot drie druppels van een glazen Pasteur pipet) gesmolten 4% agar op het midden van de schone glaasje. Vormen een agar pad door het bedekken van gesmolten agar met een extra dia snel maar voorzichtig bovenop de spacers eennd het gesmolten agar. Expose de agar pad door voorzichtig te schuiven de glazen dia's uit elkaar, waardoor het pad vast te houden aan een dia.
2. Plaats een ~ 5 ul druppel verdoving (levamisol of natriumazide, bijvoorbeeld) op de agar pad. Mount 8 tot 12 dieren in de narcose. Dek af met een 22 x 22 mm # 1,5 dekglaasje (of de dikte van dekglaasje het meest geschikt voor de samengestelde microscoop) en observeer dieren met behulp van een samengestelde microscoop.
3. Record gen aantal waargenomen dieren en fenotype resultaten per RNAi experiment. Voor een scherm, maken en gebruiken van een standaard template (zie bijvoorbeeld figuur 5).
4. Controleer de RNAi geproduceerd fenotype door andere secundaire fenotype, indien mogelijk, en herhalen van het experiment. (Bijvoorbeeld, het getoonde voorbeeld scherm dat wordt gebruikt wijziging van GFP-gelabelde DBL-1 lokalisatie als primair scherm en het lichaam zo groot als een tweede scherm ^20.) Bacteriën kunnen worden gebruikt uit dezelfde streep (opgeslagen bij 4 ° C) gedurende maximaal twee maanden. Oudere strepen kan resultaat in slechte groei in vloeibare 's nachts culturen en moet eerst worden restreaked.
5. Sequentie die tenminste een uiteinde van de cDNA-insertie te bevestigen dat het inzetstuk de bibliotheek label (de Ahringer bibliotheek heeft een uitgevoerd betrouwbaarheidsanalyse, zie overeenkomt http://biocompute.bmi.ac.cn/CelRNAi/ ) ^21. Aanbevolen primers (voor inserts uit een bibliotheek) hybridiseren aan plaatsen in de L4440-afgeleide vector en flank de inbrengplaats: 5'-AGCGAGTCAGTGAGCGAG-3 'en 5'-GTAAAACGACGGCCAGT-3' (M13f20 primer).

Met deze methode kan een persoon redelijk te organiseren en te observeren twee tot vier sets van experimenten elke week. Bijvoorbeeld, dieren opgevoerd op maandag en dinsdag kunnen worden waargenomen donderdag en vrijdag, respectievelijk, en kan weer worden opgevoerd op vrijdag en zaterdag voor de maandag en dinsdag observatie. Afhankelijk van de fenotype (s) gescreend per dag een aantal kan een 24-wells plaat omvatten door verbinding microscopie of meer als fenotype snel geïdentificeerd. Zo kan tenminste 88 verschillende RNAi experimenten worden waargenomen in een week, rekening houdend positieve en negatieve controles en snelheid van screening. Een ontleden omvang scherm kan veel sneller worden uitgevoerd, zonder de noodzaak voor het monteren van dieren op dia's te bekijken. Meerdere mensen kunnen een lab van de doorvoer ook verhogen door duizelingwekkende schema's en / of het gebruik van meerdere microscopen. Een alternatieve methode voor het kweken dieren op een dunne film van agar en verplaatsen van een deel van de agar bevat dieren direct naar een dia weergave kan tijdwinst. Deze variatie werd met succes gebruikt voor het screenen van mannen staart afwijkingen bij 400x vergroting ^22.

6. Representatieve resultaten

Voorbeelden van normale en veranderde lokalisatie van GFP-gelabeld DBL-1 in figuur 3. De normale expressie van GFP-gelabelde DBL-1 bevat ventrale zenuw koord cellichamen en een rij punctae (Figuur 3A). DBL-1 is sterk gedempt wanneer dieren gevoed RNA dat dbl-1 mRNA translation voorkomt (Figuur 3B). dbl-1 (RNAi) produceert ook kleine dieren, de secundaire screen in dit voorbeeld (gegevens niet getoond). Genen die DBL-1 lokalisatie van invloed zijn worden gemakkelijk geïdentificeerd door RNAi met behulp van een stam ontworpen voor dit scherm (Figuur 3C).

Figuur 1. Scherm regeling met de extracellulaire regulatoren van DBL-1-signalering te identificeren. Bacteriën uit de voeding bibliotheek overnacht gegroeid, geïnduceerd met IPTG, en geïncubeerd bij 37 ° C gedurende 4 uur om de bacteriën dubbelstrengs RNA (dsRNA) produceren. 30 pl van de geïnduceerde bacteriecultuur wordt per putje gespot op 24-well NGM (nematode groeimedium) plaat met 25 ug / ml carbenicilline en 1 mM IPTG en drogen in een steriele stroming kap. We fase treden de eerse larvale stadium (L1) larven door te laten hypochloriet behandelde embrJo's uitkomen in de media zonder voedsel, die een L1 diapauze (Arrested Development) induceert. Ongeveer 30 gesynchroniseerde L1 stadium dieren worden uitgeplaat op elk putje met de bacteriën uit de RNAi-bibliotheek, die het mogelijk maakt geënsceneerde dieren om de groei te hervatten en de dsRNA gemaakt door de bacteriën ²³ consumeren. Na 72 uur bij 15 ° C, de jonge volwassenen wormen worden gescreend voor een zichtbaar fenotype. Op deze leeftijd, lichaamsgrootte gebreken zijn duidelijk en fluorescentie is licht van texIs100 transgenexpressie.

Figuur 2. Voorbeelden van fenotypes te identificeren voor de screening. Alle afbeeldingen van dieren in een plaat goed werden genomen bij dezelfde vergroting met behulp van een stereomicroscoop. De dieren werden al afgebeeld ongeveer 72 uur na plating als uitgehongerde L1 larven. Alle beelden werden op dezelfde manier behandeld. A) RNAi van een gen dat geen bruto morfologische defecten geeft. Dieren lijken wild-type. B) RNAi van bli-4. Dieren weer te geven gearresteerd ontwikkeling, en zijn kleine in vergelijking met de dieren in het paneel A. C) RNAi van dpy-13. Dieren zijn in hetzelfde stadium van ontwikkeling als dieren in panel A, maar geeft een "Dumpy" body morfologie.

Figuur 3. Voorbeelden van fluorescent gelabelde eiwitten en hoe RNAi van specifieke genen verandert lokalisatie patroon. Alle foto's werden genomen op 630x vergroting met draaiende schijf confocale microscopie, 5 sec. blootstelling. Schaal bar = 10 micrometer. Alle beelden werden op dezelfde manier behandeld. Open pijlpunten geven cellichamen. Pijlen markeren lijn van punctae. Gevuld pijlpunten geven aan een aantal afwijkend gelokaliseerde GFP-gelabelde DBL-1. A) RNAi gevoed pseudogen C06C3.5 ("wild-type"). B) dbl-1 (RNAi) controle. C) RNAi van een gen nodig normale lokalisatie van GFP-gelabeld DBL-1.

Figuur 4. Template voorbeeld voor het bijhouden van RNAi experimenten (bibliotheek klonen) in 24-well platen. Deze sjabloon kan worden gebruikt om een ​​permanente registratie van de experimenten, in tegenstelling tot direct labelen platen maken.

Figuur 5. Template bijvoorbeeld voor het opnemen RNAi fenotypen. Uit te breiden als dat nodig is.

Discussie

De RNAi screening methode hier gepresenteerde zorgt voor een gevoelige en snelle analyse van gen-producten die nodig zijn voor een normale (of transgene) postembryonic fenotype. Het voorbeeld is een scherm voor genen die betrokken zijn bij de subcellulaire lokalisatie van een fluorescent gelabeld eiwit. Toch kan dit protocol worden aangepast om genen die van invloed andere postembryonic fenotypen van belang vast te stellen.

Deze methode maakt gebruik van een kandidaat-gen benadering met behu...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Naam van het serum	Vennootschap	Catalogusnummer	Reacties
NGM Agar	Nematode groeimedium	IPM Scientific, Inc	Kan bereid worden met NGM agar-protocol 25
M9 Medium	22mm KH 2 PO 4, 42mm Na 2 HPO 4, 86mm NaCl, 1 mM MgSÜ4		26
Agar-agar	Merck Chemicals Inc	1.01614.1000	2% in water NGM platen. 4% in water voor microscoopglaasje pads (autoclaaf in eerste instantie en magnetron daarna te smelten).
Bacto pepton	Becton Dickinson - Difco CP	211677	0,25%
IPTG	Research Products International Corp	I56000-5.0	1 mM eindconcentratie
carbenicilline	Research Products International Corp	C46000-5.0	50 ug / ml werkverdunning
LB-bouillon Lennox	Becton Dickinson - Difco CP	240230	20 g / liter
tetracycline	Sigma	268054	12,5 ug / ml werkverdunning
natriumhypochloriet	Elk merk	5% bleekwater	Gebruik verse bleekmiddel.
natriumhydroxide	Elk merk	CAS 1310-73-2	5 N voorraad
M9 medium	Wormlab Receptenboek	http://130.15.90.245/wormlab_recipe_book.htm # Commonlab	26
Levamisol	Sigma	31742	100 uM - 1 mM werkverdunning
natriumazide	Fisher Scientific	S227	10 mM in M9 werkverdunning
24-wells plaat	Greiner Bio-One	662160	VWR verdeler
objectglaasjes	Elk merk	75 x 25 x 1 mm
microscoop dekglaasjes	Elk merk	22 x 22 mm No.1.5	Gebruik de dikte aanbevolen door de fabrikant microscoop.
samengestelde microscoop	Carl Zeiss, Inc	A1M	Gebruik doelstellingen en filters om de behoeften van het experiment te passen.
media-pomp	Manostaat Varistaltic pomp	Kate model # 72-620-000	Gebruik slangen en de juiste instellingen voor de machine