Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Retrograde Perfusie en vullen van Muis coronaire bloedvaten als voorbereiding op Micro Computed Tomography Imaging

32.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/3740

⸱

10 februari 2012

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology, Center for Cardiovascular Biology, and Institute for Stem Cell and Regenerative Medicine, University of Washington, 2Departments of Bioengineering and Medicine/Cardiology, University of Washington

In dit artikel

Samenvatting

Visualisatie van de coronaire bloedvaten is van cruciaal belang voor het bevorderen van onze kennis van hart-en vaatziekten. Hier beschrijven we een methode voor perfuseren muizen coronaire bloedvaten met een contrastmiddel siliconen rubber (Microfil), ter voorbereiding van micro-Computed Tomography (μCT) beeldvorming.

Samenvatting

Visualisatie van het vaatstelsel wordt steeds belangrijker voor het begrijpen van een groot aantal verschillende ziektebeelden. Hoewel diverse technieken bestaan ​​voor beeldvorming vaatstelsel weinig kunnen het vasculaire netwerk als geheel zichtbaar, terwijl de uitbreiding van een resolutie die de kleinere vaartuigen 1,2 bevat. Daarnaast hebben veel vasculaire giettechnieken vernietigen het omliggende weefsel, het voorkomen van verdere analyse van het monster 3-5. Een methode waarin deze aspecten worden omzeilt is micro-Computed Tomography (μCT). μCT beeldvorming kan scannen met een resolutie <10 micron, is geschikt voor het produceren 3D-reconstructies van de vasculaire netwerk, en laat het weefsel intact voor verdere analyse (bijvoorbeeld, histologie en morfometrie) 6-11. Echter, imaging schepen door ex vivo μCT methoden vereist dat de vaten worden gevuld met een contrastmiddel verbinding. Als zodanig is de juiste weergave van de bloedvaten die door μCT beeldvorming is afhankelijk vanbetrouwbare en volledige vulling van de schepen. In dit protocol beschrijven we een techniek voor het vullen van de muis coronaire vaten ter voorbereiding van μCT beeldvorming.

Twee overheersen technieken bestaan ​​voor het vullen van de coronaire bloedvaten: in vivo via infusen en retrograde perfusie van de aorta (of een tak van de aortaboog) 12-14, of ex vivo via een Langendorff perfusiesysteem 15-17. Hier beschrijven we een in-vivo aorta cannulatie methode die speciaal is ontworpen om ervoor te zorgen het vullen van alle schepen. We gebruiken lage viscositeit radiopake verbinding genoemd Microfil die wordt doorstroomd door de kleinste schepen de capillairen, evenals zowel de arteriële en veneuze zijden van het vasculaire op te vullen. Schepen worden geperfuseerd met buffer onder druk wordt perfusie-systeem, en vervolgens gevuld met Microfil. Om ervoor te zorgen dat Microfil vult de kleine hogere weerstand schepen, we afbinden van de grote takken emanating van de aorta, die het Microfil afleidt in de kransslagaders. Na het vullen is voltooid, de elastische aard van hartweefsel voorkomen knijpen Microfil uit van enkele schepen, we ligeren toegankelijk belangrijke vasculaire exit-punten onmiddellijk na het vullen. Daarom wordt onze techniek geoptimaliseerd voor volledige vulling en een maximaal behoud van het vulmiddel, zodat visualisatie van de volledige coronaire vasculaire netwerk - slagaders, haarvaten en aders gelijk.

Protocol

1. Voorbereidingen voor het starten

  1. Vul elke zijde van de druk perfusie inrichting met vaatverwijdende buffer (4 mg / L Papaverine + 1 g / L Adenosine in PBS) of 4% paraformaldehyde (PFA) in PBS, respectievelijk.
  2. Maak een 1/2cc insulinespuit (met een gegoten, 29g ½ "naald) door deze te vullen met 0,1 ml van 1:100 Heparine (5000U/ml voorraad) en het buigen van de naald tot ~ 120 graden hoek met de schuine kant op. Doe de Hetzelfde met een 1 ml spuit (met een 26G ½ "naald) gevuld met 0,3 ml verzadigde KCl-oplossing.

2. Het ontmaskeren van het hart en de aorta cannulating

  1. Verdoof de muis met behulp van uw verdoving van uw keuze. (We maken gebruik van een overdosis van een ketamine / xylazine mengsel:. IP-injectie van 130 mg / kg ketamine en 8,8 mg / kg Xylazine in zoutoplossing)
  2. Speld de verdoofde muis op het ontleden van lade, ventrale zijde naar boven. Open de buikholte met een middellijn incisie en trekken de huidde organen bloot. Verplaats de darmen aan een kant aan een regio van de Posterior Vena Cava (PVC) bloot te leggen.
  3. Injecteer Heparine-oplossing in de PVC. Als je de naald, over de naald gat met een wattenstaafje om lekken te voorkomen en houd het voor een paar seconden ingedrukt totdat de PVC wand stolsels en zeehonden. Wacht 2-3 minuten voor Heparine om zich te verspreiden in de hele muis circulatie.
  4. Ontleden het middenrif en borstkas, zodat u kunt het kloppend hart te observeren. Langzaam injecteren KCl oplossing in de PVC tot het hart arrestaties.
  5. Verwijder alle organen onder het middenrif en accijnzen het achterste gedeelte van de muis, het verlaten van het gebied anterior van het membraan intact. Verwijder het membraan, let daarbij goed op de PVC-snijden in de buurt van het membraan, zodat het deel proximaal van het hart is gemakkelijk te vinden in de volgende stappen.
  6. Zoek het afgesneden uiteinde van de aorta. Plaats een lange lengte van 6-0 gevlochten zijden hechtdraad onder de aorta een paar millimeter anterior weerm het afgesneden uiteinde zodanig dat het hechtmateriaal is op zichzelf terug verdubbeld. Snijd deze langere hechting in de helft dus er zijn 2 stukken van hechtdraad in de aorta. Plaats de angiocatheter in het afgesneden uiteinde van de aorta (afb. 1A, B) en bind elk hechtdraad met een dubbele knoop aan de angiocatheter zijn plaats te houden en eventuele tegendruk te voorkomen dat binnen de aorta naar buiten lekken.

3. Perfusie en Microfil injectie

  1. Sluit de angiocatheter de druk perfusie inrichting (fig. 2) en beginnen perfuseren de vaten met vaatverwijdende buffer (figuur 1C) door pompen van de perfusie inrichting een stuwdruk van 100-110 mm Hg. Controleer dat de buffer wordt perfuseren via de kransslagaders door ervoor te zorgen vloeistof wordt het verlaten van de PVC. Blijf perfuseren minstens 3 minuten of tot de vloeistof het verlaten van de PVC is duidelijk. (Ga verder met de volgende stappen tijdens het perfuseren.)
  2. Ontleden de ribben en de pin terug (of verwijderen) van de borstkas naar het hart bloot te leggen. Eenmaal blootgesteld, CAreful niet te laten het hart uit te drogen via druppeltjes van de buffer naar het hart van een buffer-doordrenkte stukje gaas. Ruim de thymus naar de aortaboog bloot te leggen. Ligeren de drie grote aorta takken met 6-0 gevlochten zijden hechtdraad om de vloeistof te garanderen wordt omgeleid via de kransslagaders in plaats van door deze grotere, lage weerstand schepen (fig. 1D).
  3. Perfuseren het hart met een fixatief gedurende 15 minuten en spoel na met Vasodilatatie buffer gedurende minstens 2 minuten. Ondertussen ligeren zowel Anterior Vena Cavae om Microfil te voorkomen dat lekken uit het hart na de injectie (fig. 1E). Plaats hechtingen rond de PVC en de aorta, maar ze niet vast tot na het vullen.
  4. Bereid de Microfil (zoals gespecificeerd in tabel van reagentia) en plaats hem in een 1 ml spuit. Vul de dissectie bak met voldoende water om de katheter (om de introductie van luchtbellen te voorkomen dat bij het overschakelen van perfusie slang aan op de Microfil spuit) te dekken. Koppel de perfusie apParatus van de katheter en sluit de voorbereide Microfil spuit.
  5. Spuit de Microfil in de aorta tot goede vulling van de kransslagaders is duidelijk (figuur 1F, 3A): de slagaders eerst te vullen, en dan de Microfil zal "morsen" in de haarvaten als het weefsel spoelt met de kleur van de Microfil. Eenmaal op de veneuze zijde de hydrofobe aard van de Microfil veroorzaakt het eerste gezicht zelfstandige gebieden als blijkt uit de kleinere vaartuigen. Blijf de Microfil injecteren totdat er een continue kolom vult de aderen. Volledige vulling zal duidelijk wanneer de Microfil continu in de vaten, en wordt verlaten via de PVC.
  6. Na het vullen is voltooid, snel vast de hechtingen die eerder rondom de PVC aorta om het elastische karakter van het hartweefsel voorkomen kneep Microfil uit de vaten.
  7. Bedek het hart met natte gaasje (gedrenkt met water uit de lade ontleden) Zijn uitdrogen en laat gedurende ongeveer 1 uur zitten kamertemperatuur tot Microfil gepolymeriseerd. Voorkom externe druk op de kern tijdens het polymerisatieproces, zoals optillen of draaien van de kern in een poging om een ​​vroege weergave van de gevulde vaten in de achterkant van het hart krijgen. Dit kan knijpen Microfil van een aantal schepen in een meer elastische gebied van het hart, waardoor breuken in de Microfil.
  8. Verwijder het hart en het 's nachts post-vast te stellen in 4% PFA bij 4 ° C. Vervolgens opslaan in 70% ethanol bij 4 ° C. Het hart vaatstelsel is nu klaar voor μCT beeldvorming.

4. Representatieve resultaten

Vaartuigen die effectief perfusie van Microfil zal continue ononderbroken Microfil in de vaten (Fig. 3A). De mate van vulling van de kransslagaders kan worden beoordeeld op het oog; aders worden epicardially ligt op 18, en kan gemakkelijk worden waargenomen (Figuur 3A, pijlpunt), slagaders,die meer intramyocardiale 18 ook zichtbaar in het oppervlak van het hart (fig. 3A, pijl). Capillaire vulling blijkt ook als hartweefsel een zeer hoge dichtheid van capillairen en derhalve bij de capillairen vulling het hartweefsel spoelt met de kleur van de Microfil (Fig. 3A, ster). Derhalve zal eventueel vasculaire netwerken niet vullen merkbaar door het ontbreken van Microfil (Fig. 3B, C).

Discontinuïteiten in de Microfil (sterretjes in figuur 3B) vaak verschijnen omdat het hydrofobe karakter van de Microfil wordt, zal deze overeenkomst in zichzelf en "breekt" in vol schepen veroorzaken. Deze "breekt" kan worden verlaagd indien de druk in de vaten wordt behouden door een goede tie-offs van de vasculaire exit-punten uit het hart. Andere discontinuïteiten kunnen worden veroorzaakt door luchtbellen in de microfil. Om de introductie van lucht te voorkomen, zorg ervoor dat de angiocatheter is volledig ondergedompeld in het water bij het overschakelen van de perfusie ap Paratus de Microfil spuit. Als een luchtbel ingevoerd, kan vaak eenvoudig worden verwijderd door de verdere Microfil perfusie tot de luchtbel is geschoven door en uit de kransslagaders.

Vasculaire netwerken niet volledig vullen als een deel van het vasculaire bed wordt geblokkeerd (Fig. 3B, pijl). Terwijl Heparine remt de vorming van bloedklonters, kan af en toe nog steeds blokkades optreden als gevolg van onvolledige Heparine perfusie voor het begin van de procedure, of door andere onbekende factoren. Als er een verstopping optreedt, is er, zover wij weten, geen methode voor het loskomen van de blokkade van de vasculaire vulling te voltooien. Onvolledige vulling kan ook ontstaan ​​als te weinig druk wordt tijdens het vullen als het Microfil niet gedwongen worden de vasculaire en capillaire netwerken (fig. 3C). Omgekeerd kan te veel druk waardoor de haarvaten te barsten en Microfil extravasaat in het omliggende weefsel (fig. 3D).

files/ftp_upload/3740/3740fig1.jpg "alt =" Figuur 1 "/>
Figuur 1. Overzicht van de Microfil perfusie regeling. (A) De aorta en PVC gesneden op ongeveer het niveau van het membraan. (B) de stijgende aorta wordt gecannuleerd een angiocatheter. (C) Vasodilatatie buffer wordt doorbloed door de vaten, gedreven door de druk perfusie apparaat (niet afgebeeld), terwijl (D) de drie belangrijkste takken uit de aortaboog worden geligeerd. (E) 4% PFA wordt doorbloed door de kransslagaders terwijl beide Anterior Vena Cava's worden geligeerd. (F) Met behulp van een spuit, wordt Microfil doorbloed door de kransslagaders totdat het wordt waargenomen het verlaten van de PVC.

figure-protocol-1
Figuur 2. Perfusie Apparatuur. Twee erlenmeyers, elk gevuld met Vasodilatatie buffer of 4% PFA, worden samengevoegd en onder druk door buizen verbonden met hun handwapens. Het systeem wordt onder druk door pompen van het handmatiggloeilamp en een manometer is verbonden met een van de kolven om controle en onderhoud van druk aan. Kleine tubes uit te breiden door middel van rubberen stop en naar beneden in de vloeistof in elke kolf. Druk het invoeren van de handwapens pompt de vloeistof uit elke kolf van deze kleinere buizen. De buizen vervolgens samenvoegen van een afsluitkraan die alleen kan vloeistof uit een kolf stromen tegelijk.

figure-protocol-2
Figuur 3. Proef Microfilled harten. (A) vaartuigen die goed gevuld wordt weinig (indien aanwezig) onderbrekingen in de Microfil en het hart weefsel gekleurd de kleur van de Microfil door de gevulde capillairen (ster en vergelijken met C). Zowel de slagaders (pijl - left anterior descending slagader) en aders (pijlpunt - Left Coronary ader) zichtbaar zijn door het hart oppervlak. (B) een hart onderbrekingen in de microfil (asterisk) en verstopping aantal vaten die volledig Mic voorkomenrofil penetratie. De geblokkeerde schepen blijven rood (pijl), als het bloed niet is weggespoeld tijdens de perfusie proces. (C) Een hart met schepen die onvolledig waren ingevuld. Let op de weefsels is niet ingegaan op de gele kleur van de Microfil, waarin de Microfil niet doordringen in de capillairen. (D) een hart waar de haarvaten burst tijdens het vullen, waardoor de Microfil te lekken in het omliggende weefsel (pijl).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hartweefsel heeft een zeer hoog metabolisme, en vereist dan ook een constante toevoer van voedingsstoffen en zuurstof uit het bloed geleverd door de coronaire vaten. Ziekten van de kransslagaders, die coronaire functie als gevolg van de schepen stenose en verstopping te verminderen, kan leiden tot weefsel hypoxie en ischemie, en zet de getroffen patiënten met risico op myocardinfarct en onherstelbare schade aan de hartspier. Een beter begrip van de zieke toestand van deze schepen is noodzakelijk en van cruciaal belang v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Muizen werden behandeld met methoden die door de Institutional Animal Care en gebruik Comite van de Universiteit van Washington en in overeenstemming met de gids voor de zorg en het gebruik van proefdieren gepubliceerd door de US National Institutes of Health (NIH publicatie nr. 85-23, herzien in 1996).

Dankbetuigingen

Wij danken Dr Kelly Stevens voor de eerste proeven van het protocol, Dr Michael Simons, Dr Kip Hauch, en leden van beide van hun labs voor algemene discussie.

Dit werk is ondersteuning door NIH subsidies HL087513 en P01 HL094374.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Naam van het serum Vennootschap Catalogusnummer Reacties
1 ml spuiten Becton Dickinson BD-309602
1/2cc insuline-injectiespuiten met naalden vast aangesloten 29g ½ ' Becton Dickinson BD-309306
2 "x 2" gaasjes Med101store.com SKU 2208
24G ¾ "Angiocath IV katheter Becton Dickinson BD-381112
26G ½ "gauge naalden sluik "> Becton Dickinson BD-305111
Adenosine Sigma A9251 1 g / L in PBS voor Vasodilatatie Buffer (met Papaverine)
Schuine Graefe tang Fine Science Tools 11052-10
Katoen-tip applicators: 6 "niet-steriele Cardinal Health C15055-006
Gebogen Chirurgische schaar Fine Science Tools 14085-09
Het ontleden van stereoscoop en lichtbron Nikon NA NA
Het ontleden van lade, 11,5 x 7,5 cm Cole Parmer- YO-10915-12 Gevuld met bitumen voor overbelasten 'van de muis
Fijn Gebogen tang Aesculap FD281R Er twee nodig
Heparine, 5000 E / ml bouillon APP Pharmaceuticals LLC NDC 63323-047-10 1:100 verdunning in water
KCl Visser P217 Verzadigde oplossing in H2O
Ketamin (Ketaset), 100 mg / ml bouillon Fort Dodge, Overland Park, KS, Verenigde Staten NDC 0856-2013-01 Gemengd als 130 mg / kg lichaamsgewicht, met Xylazine in 0,9% sop een lijn plaatsen
Microfil Flow Tech MV-122 (geel). Andere kleuren zijn ook beschikbaar. Meng 01:01 gew met 10 volume% verharder. Bereid vlak voor de injectie, en vortex om ervoor te zorgen is het goed gemengd
Niet-steriel hechtdraad: 6-0, gevlochten zijde Harvard Apparatuur 723287
Papaverine Amerikaanse Regent Inc NDC 0517-4010-01 4 mg / L in PBS voor Vasodilatatie Buffer (met adenosine)
Paraformaldehyde Sigma P6148 Bereide 4%-oplossing
Perfusie Apparatuur Zie figuur 2
Spring Schaar Fine Science Tools 15018-10
Xylazine (Anased), 20 mg / gl voorraad Lloyd Labs NADA # 139-236 Gemengd als 8,8 mg / kg lichaamsgewicht, met Ketamin in 0,9% natriumchloride

Referenties

  1. Couffinhal, T., Dufourcq, P., Barandon, L., Leroux, L., Duplaa, C. Mouse models to study angiogenesis in the context of cardiovascular diseases. Front. Biosci. 14, 3310-3325 (2009).
  2. Zagorchev, L., Mulligan-Kehoe, M. J. Molecular imaging of vessels in mouse models of disease. Eur. J. Radiol. 70, 305-311 (2009).
  3. Krucker, T., Lang, A., Meyer, E. P. New polyurethane-based material for vascular corrosion casting with improved physical and imaging characteristics. Microsc. Res. Tech. 69, 138-147 (2006).
  4. Murakami, T. Blood flow patterns in the rat pancreas: a simulative demonstration by injection replication and scanning electron microscopy. Microsc. Res. Tech. 37, 497-508 (1997).
  5. Icardo, J. M., Colvee, E. Origin and course of the coronary arteries in normal mice and in iv/iv mice. J. Anat. 199, 473-482 (2001).
  6. Beighley, P. E., Thomas, P. J., Jorgensen, S. M., Ritman, E. L. 3D architecture of myocardial microcirculation in intact rat heart: a study with micro-CT. Adv. Exp. Med. Biol. 430, 165-175 (1997).
  7. Bentley, M. D., Ortiz, M. C., Ritman, E. L., Romero, J. C. The use of microcomputed tomography to study microvasculature in small rodents. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 282, R1267-R1279 (2002).
  8. Jorgensen, S. M., Demirkaya, O., Ritman, E. L. Three-dimensional imaging of vasculature and parenchyma in intact rodent organs with X-ray micro-CT. Am. J. Physiol. 275, H1103-H1114 (1998).
  9. Marxen, M. MicroCT scanner performance and considerations for vascular specimen imaging. Med. Phys. 31, 305-313 (2004).
  10. Zagorchev, L. Micro computed tomography for vascular exploration. J. Angiogenes. Res. 2, 7-7 (2010).
  11. Heinzer, S. Hierarchical microimaging for multiscale analysis of large vascular networks. Neuroimage. 32, 626-636 (2006).
  12. Dedkov, E. I. Synectin/syndecan-4 regulate coronary arteriolar growth during development. Dev. Dyn. 236, 2004-2010 (2007).
  13. Gossl, M. Functional anatomy and hemodynamic characteristics of vasa vasorum in the walls of porcine coronary arteries. Anat. Rec. A. Discov. Mol. Cell. Evol. Biol. 272, 526-537 (2003).
  14. Rodriguez-Porcel, M. Altered myocardial microvascular 3D architecture in experimental hypercholesterolemia. Circulation. 102, 2028-2030 (2000).
  15. Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. J. Mol. Cell. Cardiol. 50, 940-950 (2011).
  16. Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szelag, A., Schulz, R. Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 113-126 (2007).
  17. Toyota, E. Vascular endothelial growth factor is required for coronary collateral growth in the rat. Circulation. 112, 2108-2113 (2005).
  18. Lavine, K. J., Long, F., Choi, K., Smith, C., Ornitz, D. M. Hedgehog signaling to distinct cell types differentially regulates coronary artery and vein development. Development. 135, 3161-3171 (2008).
  19. Cheema, A. N. Adventitial microvessel formation after coronary stenting and the effects of SU11218, a tyrosine kinase inhibitor. J. Am. Coll. Cardiol. 47, 1067-1075 (2006).
  20. Lametschwandtner, A., Lametschwandtner, U., Weiger, T. Scanning electron microscopy of vascular corrosion casts--technique and applications: updated review. Scanning Microsc. 4, 889-941 (1990).
  21. Schneider, P. Simultaneous 3D visualization and quantification of murine bone and bone vasculature using micro-computed tomography and vascular replica. Microsc. Res. Tech. 72, 690-701 (2009).
  22. Manelli, A., Sangiorgi, S., Binaghi, E., Raspanti, M. 3D analysis of SEM images of corrosion casting using adaptive stereo matching. Microscopy Research and Technique. 70, 350-354 (2007).
  23. Alanentalo, T. Tomographic molecular imaging and 3D quantification within adult mouse organs. Nat. Meth. 4, 31-33 (2007).
  24. Quintana, L., Sharpe, J. Optical projection tomography of vertebrate embryo development. , Cold Spring Protoc. 586-594 (2011).
  25. Walls, J. R., Coultas, L., Rossant, J., Henkelman, R. M. Three-Dimensional Analysis of Vascular Development in the Mouse Embryo. PLoS ONE. 3, e2853-e2853 (2008).
  26. Chalothorn, D., Clayton, J. A., Zhang, H., Pomp, D., Faber, J. E. Collateral density, remodeling, and VEGF-A expression differ widely between mouse strains. Physiol. Genomics. 30, 179-191 (2007).
  27. Behm, C. Z. Molecular Imaging of Endothelial Vascular Cell Adhesion Molecule-1 Expression and Inflammatory Cell Recruitment During Vasculogenesis and Ischemia-Mediated Arteriogenesis. Circulation. 117, 2902-2911 (2008).
  28. Carr, C. L., Lindner, J. R. Myocardial perfusion imaging with contrast echocardiography. Curr. Cardiol. Rep. 10, 233-239 (2008).
  29. Leong-Poi, H. Assessment of Endogenous and Therapeutic Arteriogenesis by Contrast Ultrasound Molecular Imaging of Integrin Expression. Circulation. 111, 3248-3254 (2005).
  30. Villanueva, F. S. Microbubbles Targeted to Intercellular Adhesion Molecule-1 Bind to Activated Coronary Artery Endothelial Cells. Circulation. 98, 1-5 (1998).
  31. Wei, K. Quantification of Myocardial Blood Flow With Ultrasound-Induced Destruction of Microbubbles Administered as a Constant Venous Infusion. Circulation. 97, 473-483 (1998).
  32. Beckmann, N., Stirnimann, R., Bochelen, D. High-Resolution Magnetic Resonance Angiography of the Mouse Brain: Application to Murine Focal Cerebral Ischemia Models. Journal of Magnetic Resonance. 140, 442-450 (1999).
  33. Kobayashi, H. 3D MR angiography of intratumoral vasculature using a novel macromolecular MR contrast agent. Magnetic Resonance in Medicine. 46, 579-585 (2001).
  34. Nezafat, R. B1-insensitive T2 preparation for improved coronary magnetic resonance angiography at 3 T. Magn. Reson. Med. 55, 858-864 (2006).
  35. Wagner, S., Helisch, A., Ziegelhoeffer, T., Bachmann, G., Schaper, W. Magnetic resonance angiography of collateral vessels in a murine femoral artery ligation model. NMR in Biomedicine. 17, 21-27 (2004).
  36. Cochet, H. In vivo MR angiography and velocity measurement in mice coronary arteries at 9.4 T: assessment of coronary flow velocity reserve. Radiology. , 254-441 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Micro-CT-beeldvormingaortacannulatievasodilatatiebufferAFF-fixatiefvatligatuurMicrofil-vullingdrukperfusiehartdissectie
Retrograde Perfusie en vullen van Muis coronaire bloedvaten als voorbereiding op Micro Computed Tomography Imaging
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.