Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Voorbereiding van de myeloïde suppressor cellen (MDSC) van naïeve en pancreas tumor-dragende muizen met behulp van flowcytometrie en geautomatiseerde Magnetic Activated Cell Sorting (AutoMACS)

25.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/3875

⸱

18 juni 2012

 ,  ,  , 
1Department of Molecular Medicine, University of South Florida Morsani College of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Dit is een snelle en uitgebreide methode van immunofenotypering myeloïde suppressor cellen (MDSC) en het verrijken van Gr-1 + Leukocyten van muis milt. Deze methode maakt gebruik van flow cytometrie en AutoMACS celsortering te verrijken voor levensvatbare Gr-1 + Leukocyten voor FACS sorteren van MDSC voor In vivo En In vitro Assays.

Samenvatting

MDSC zijn een heterogene populatie van onvolwassen macrofagen, dendritische cellen en granulocyten die zich ophopen in de lymfoïde organen in pathologische aandoeningen, waaronder parasitaire infectie, ontsteking, traumatische stress, graft-versus-host-en vaatziekten, diabetes en kanker 1-7. Bij muizen, MDSC express Mac-1 (CD11b) en Gr-1 (Ly6G en Ly6C) oppervlakte-antigenen 7. Het is belangrijk op te merken dat MDSC goed worden bestudeerd in verschillende tumor-dragende hosts waar ze aanzienlijk worden uitgebreid en anti-tumor immuunrespons ten opzichte van naïeve collega's 7-10 te onderdrukken. Afhankelijk van de pathologische aandoening er verschillende subpopulaties MDSC met verschillende mechanismen en doelen van onderdrukking 11,12. Doeltreffende methoden levensvatbare MDSC populaties isoleren belangrijk in het ophelderen van de moleculaire mechanismen van onderdrukking in vitro en in vivo.

Onlangs heeft de Ghansah groep heeft gemeld de uitbreiding van MDSC in een muizen alvleesklierkanker model. Onze tumor-dragende MDSC tonen een verlies van homeostase en een verhoogde onderdrukkende functie in vergelijking met naïeve MDSC 13. MDSC percentages zijn beduidend minder in de lymfoïde compartimenten van naïeve versus tumor-dragende muizen. Dit is een belangrijke voorbehoud dat vaak belemmert nauwkeurige analyse van deze vergelijkende MDSC. Daarom is het verrijken van Gr-1 + leukocyten van naïeve muizen voorafgaand aan Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) verhoogt de zuiverheid, de levensvatbaarheid en vermindert de soort tijd. Echter, verrijking van Gr-1 + leukocyten van tumor-dragende muizen is optioneel, omdat deze zijn er in overvloed voor een snelle FACS sorteren. Daarom is in dit protocol beschrijven we een zeer efficiënte methode voor het immunofenotypering MDSC en verrijkende Gr-1 + leukocyten van de milt van naïeve muizen voor het sorteren van MDSC tijdig. Immunocompetente C57BL / 6 muizen worden geënt met muizen Panc02 ceLLS subcutaan dat de naïeve muizen te ontvangen 1XPBS. Ongeveer 30 dagen na inoculatie; milt worden geoogst en verwerkt tot een cel suspensies behulp van een mobiele dissociatie zeef. Splenocyten worden dan rode bloedcellen (RBC) gelyseerd en een hoeveelheid van deze witte bloedcellen worden gekleurd met behulp van fluorochroom-geconjugeerde antilichamen tegen Mac-1 en Gr-1 tot immunofenotype MDSC percentages met behulp van flowcytometrie. In een parallel experiment worden hele leukocyten van naïeve muizen gekleurd met fluorescent geconjugeerde Gr-1 antilichamen, geïncubeerd met PE-microbolletjes en positief geselecteerde gebruikmaking van een automatische magnetische geactiveerde celsortering (autoMACS) Pro Separator. Vervolgens wordt een hoeveelheid van Gr-1 + leukocyten gekleurd met Mac-1-antilichamen aan de toename van MDSC percentages met behulp van flowcytometrie te identificeren. Nu deze Gr1 + verrijkte leukocyten klaar voor het sorteren van FACS MDSC worden gebruikt in vergelijkend analyses (naïeve tegen tumor-dragende) in in vivo en in vitro

Protocol

Voorafgaand aan het starten, de voorbereiding van de volgende oplossingen:

3% kleuring Media (SM):

-3% Foetaal runderserum (FBS) in 1X fosfaatbuffer zoutoplossing (PBS)

MACS Buffer (MB):

- 0,5% runderserum albumine van (BSA) in 1XPBS

1. Oogsten milt van muizen

  1. Subcutaan injecteren 6-8 weken oud C57BL / 6 muizen (Harlan) met 1,5 x 10 5 muizen Panc02 cellen gesuspendeerd in 100 ul 1x PBS (tumor-dragende, TB). Controle muizen (Naïve) ontvangt 100 ul 1XPBS.
  2. Ongeveer 4 weken na de injectie, euthanaseren muizen door kooldioxide stikken.
  3. Oogsten milt van muizen door stompe dissectie behulp van een tang en schaar weeg met behulp van een balans. Plaats milt in aparte, gelabeld 50 ml conische buizen met 1 x PBS.

2. Genereer een Single-cell Suspension leukocyten van Milten

Alle procedures dienen te worden uitgevoerd in een steriele omgeving onder een Biologische Veiligheid Hood en cellen en antilichamen bewaard op ijs.

  1. Monteren van de cel dissociatie zeef door toevoeging van de gaas in de opening van de kop naar beneden. Plaats vervolgens de borgring in de schroefdraad gebied met de gleuf naar boven en gebruik de ring om de borgring vast, dus houdt het scherm op zijn plaats. Plaats de gemonteerde zeef in een petrischaal met 10 ml 1 x PBS.
  2. Pool milt en gebruik glas stamper om milten malen tegen gaas van de cel dissociatie zeef en de petrischaal. Herhaal dit voor elke behandeling groep van muizen.
  3. Filter celsuspensie in een 50 ml conische buis met een 70 urn zeef cel en 5 ml serologische pipet. Centrifugeer bij 12.000 rpm (250-300 xg) gedurende 5 minuten.
  4. Verwijder supernatant en resuspendeer pellet in 5 ml 1 x RBC lysis buffer per milt. Pipet op en neer krachtig. Incuberen bij kamertemperatuur gedurende 5 minuten. Stop de reactie door toevoeging van 20 ml 1 x PBS. Pipet op en neer krachtig. Centrifugeer bij 12.000 rpm (250-300 xg) gedurende 5 minuten.
  5. Verwijder supernatant en resuspendeer pellet in 20 ml steriel 1 x PBS. Pipet op en neer krachtig.
  6. Tellen cellen met trypanblauw en hemacytometer en hersuspenderen van gewenste concentratie van 3% SM zodat 50 pi is gelijk aan 5x10 1x10 5 6 cellen (1x10 7 cellen / ml - 2x10 7 cellen / ml).

3. Cel-oppervlakte-kleuring / immunofenotypering van MDSC met behulp van flowcytometrie

  1. Label de wells van een 96-well V bodemplaat voor de controle en experimentele monsters en enkele vlekken voor compensatie voordelen (geen Beits, NS, Mac-1-FITC, Gr-1-APC en DAPI).
  2. Voeg 5x10 1x10 5 6 cellen overeenkomend met 50 ul / putje van splenocyten hun respectieve putjes in de 96-well V-bodemplaat. Centrifugeerplaat bij 12.000 rpm (250-300 xg) gedurende 5 minuten.
  3. Bereid "meester Mix" (MM) van Mouse BD Fc Block (Rat anti-muis CD16/32 monoklonaal antilichaam) verdund in 3% SM, een 1,5 ml microcentrifugebuisje op ijs. Als uitgangspunt gebruikt 1 pg Fc blok in 3% SM een eindvolume van 50 ul per putje.
  4. Verwijder supernatant uit elk putje van de 96-well V-bodemplaat snel omkeren van de plaat over en weer over een afvalhouder of sink zonder onderbreking van de celpellets.
  5. Vortex, kort Fc Blok MM centrifugeren gedurende 5 seconden en 50 ul van alle pellets in de 96-wells V-bodemplaat toe te voegen. Meng goed door voorzichtig en neer te pipetteren, waardoor monsters in hun putten. Incubeer plaat gedurende 15 minuten in het donker op het ijs. Centrifugeer plaat bij 12.000 toeren per minuut (250-300 xg) gedurende 5 minuten.
  6. Bereid "meester Mix" (MM) van fluorochroom-geconjugeerde antilichamen verdund in 3% SM in 1,5 ml microcentrifugebuisje op ijs, terwijl monsters geïncubeerd met Fc blok. Antilichamen dient te worden getitreerdoptimale verdunningen bepalen kleuringen. Als uitgangspunt combineren 1:25 verdunning van Mac-1-FITC en 1:20 verdunning van Gr-1-APC in 3% SM een eindvolume van 50 ul per monster goed.
  7. Voorzichtig supernatant uit elk putje van de 96-well V-bodem zoals eerder beschreven.
  8. Vortex, kort centrifugeren MM van TL-geconjugeerde vlekken antilichamen gedurende 5 seconden en voeg 50 ul om de controle en experimentele pellets. Meng goed door voorzichtig en neer te pipetteren. Voor enkele vlek compensaties toevoegen 1:25 verdunning van Mac-1-FITC 1:20 verdunning van Gr-1-APC en 75 ng / ml DAPI, in 3% SM een eindvolume van 50 pl per putje hun respectieve putjes. Voeg 50 ul 3% SM goed onbesmet (geen vlekken). Mengen en incuberen cellen in 96-well V-bodemplaat 30 minuten in het donker op ijs.
  9. Label FACS buizen (5 ml, 12 mm x 75 mm polystyreen rondbodem buizen) overeenkomen met elke well in 96-well de V-bodemplaat. Voeg 200 ul 3% SM elk FACSbuis.
  10. Centrifugeer plaat bij 12.000 toeren per minuut (250-300 xg) gedurende 5 minuten en verwijder supernatanten. Was pellets door toevoeging van 100 pi 3% SM elke pellet en meng goed door voorzichtig en neer te pipetteren. Centrifugeer plaat bij 12.000 toeren per minuut (250-300 xg) gedurende 5 minuten. Herhaal stap was eens te meer.
  11. Voorzichtig supernatant uit elk putje van de 96-well V-bodem zoals eerder beschreven. Resuspendeer elke pellet in 100 ui 3% SM en meng goed.
  12. Breng 100 pi geresuspendeerde pellet uit elk putje van de 96-well V-bodemplaat met zijn de labels FACS buis.
  13. Voorafgaand aan cytometrie analyse Flow, voeg 75 ng / ml DAPI te controleren en experimentele monsters en DAPI enkele vlek compensatieregeling.
  14. Voer flowcytometrische data-acquisitie van MDSC percentages. Voer vergoeding gebruik van de negatieve (geen vlek controle) en de enkele positieve controles. Stel een dot plot dat de voorwaartse (FSC) versus zijwaartse verstrooiing (SSC) in log-schaal geeft, zodat leukocyten populaties vanbelang kan worden geïdentificeerd. Teken een grote poort op alle leukocyten, met uitzondering van puin en klompen met de laagste naar voren en zijwaartse verstrooiing. Van deze ouder poort, een nieuwe dot plot dat SSC versus DAPI de poort en wordt weergegeven op DAPI-(live) cellen. Selecteer deze nieuwe gated bevolking en een dot plot dat Mac-1 versus Gr-1 en gate wordt weergegeven op uw dubbele positieve (Mac-1 + Gr-1 +) MDSC.

4. Magnetische Verrijking van Gr-1 + Leukocyten

  1. Aliquot 1x10 7 resterende ongekleurde leukocyten in het gepaste label FACS en centrifugeer bij 12.000 toeren per minuut (250-300 xg) gedurende 5 minuten.
  2. Bereid MM van Gr-1-PE antilichaam in een 1,5 ml microcentrifugebuis. Tot 10 7 cellen, gebruik van een 1:10 verdunning van Gr-1-PE antilichaam in 50 pi MB, per monster. Voor een grotere cel aantallen, opschalen volumes dienovereenkomstig. Kort centrifugeren gedurende 5 seconden, toe te voegen aan leukocyten in FACS buizen en incubeer gedurende 15 minuten bij 4 ° C in het donker.
  3. Voeg 2 ml MB tot FACS buizen, centrifuge bij 12.000 toeren per minuut (250-300 xg) gedurende 5 minuten en gooi supernatant.
  4. Bereid MM van Anti-PE microbolletjes in een 1,5 ml microcentrifugebuis. Voor maximaal 10 7 cellen, gebruik maken van een 1:4 verdunning van anti-PE microbolletjes in 200 ul MB, per monster. Voor een grotere cel aantallen, opschalen volumes dienovereenkomstig. Kort centrifugeren gedurende 5 seconden, toe te voegen aan leukocyten in FACS buizen en incubeer gedurende 15 minuten bij 4 ° C in het donker.
  5. Voeg 2 ml MB tot FACS buizen, centrifuge bij 12.000 toeren per minuut (250-300 xg) gedurende 5 minuten en gooi supernatant. Resuspendeer de cellen in 3 ml van SB. Filtreer door een 70 urn zeef in een nieuw, het label 50 ml conische buis.
  6. Bereid en prime Auto MACS Pro Separator. Vul alle flessen met geschikte oplossingen en leeg de resttoner, indien nodig. Zet instrument op en onderzoekt de status van vloeistoftanks en kolom (s) na het initialiseren. Alle symbolen moet groen zijn. Op het menu, selecteer "Scheiding" van de bovenstemenubalk gevolgd door "Now Was 'van de onderste menubalk. Selecteer "spoelen" van het pop-up optie gevolgd door "Run" om het priming proces te starten. Zodra het priming proces is voltooid, zal het instrument weer te geven dat het "klaar voor Scheiding" onder het menu Status.
  7. Kies geschikte gekoelde buis rek voor buisafmetingen en plaats 50 ml conische buis met magnetisch gelabelde cellen in rij A, 50 ml conische buis voor negatieve fractie collectie in rij B en 15 ml conische buis voor positieve fractie collectie in rij C
  8. Kies "POSSEL_S" celscheiding programma voor positieve selectie van gelabelde doelcellen in gevoelige mode van monsters. Magnetisch gelabelde doelcellen worden bewaard op de automaten kolom; ongelabelde cellen vrijkomen in de negatieve fractie verzamelbuis in rij B. Op automatische terugtrekking van de magneet, zal de gelabelde doelcellen worden vrijgegeven in de positieve verzamelbuis in rij C van de buis rek.

5. Post-Sort Analyse van de Gr-1 + verrijkte Leukocyten

  1. Recount Gr-1 + en Gr-1 - fracties met behulp van trypanblauw en een hemacytometer. Hersuspenderen cellen gewenste concentratie van 3% kleuring medium dat 50 pi is gelijk aan 5x10 1x10 5 6 cellen (1x10 7 cellen / ml - 2x10 7 cellen / ml) en 50 pi dragen en dienovereenkomstig gekenmerkt FACS buizen.
  2. Bereid een MM Mac-1 alleen op een 1:25 verdunning in 3% SM een eindvolume van 50 pi per monster. Vlek cellen en voor te bereiden enkele vlek vergoedingen van Gr-PE, Mac-1 FITC en DAPI voor flowcytometrie-analyse. Voeg 200 ul 3% SM en DAPI levensvatbaarheid kleurstof zoals eerder beschreven.
  3. Voer flowcytometrische data-acquisitie te Gr-1 + en Gr-1 te bepalen - percentages en ook pre-en post-autoMACS verrijking vergelijken MDSC percentages.

6. Representatieve resultaten

Hier laten we r epresentative resultaten voor autoMACS verrijking van Gr-1 + leukocyten uit gepoold, naïeve milt voor latere FACS sorteren van MDSC (Figuur 1). 1x10 6 naïeve leukocyten werden gekleurd met Mac-1-FITC en Gr-1-APC antistoffen tegen MDSC percentages met behulp van een BD LSRII instrument te identificeren, voorafgaand aan autoMACS sorteren. 1x10 7 naïeve leukocyten werden vervolgens gekleurd met anti-Gr-1-PE antilichamen en PE-microbolletjes voor de verrijking van Gr-1 + leukocyten met behulp van een autoMACS Pro Separator. Post-autoMACS verrijking, Gr-1 percentages in Gr-1 + en Gr-1 - verzameld fracties werden geëvalueerd met behulp van flowcytometrie. 1x10 6 Gr-1 + leukocyten werden verwijderd en gekleurd met Mac-1-FITC antilichaam te analyseren en te vergelijken MDSC percentages van verrijkt, samengevoegd naïef leukocyten aan niet-verrijkte, samengevoegd tumor-dragende leukocyten door middel van flowcytometrie.

fig1.jpg "/>
Figuur 1. AutoMACS verrijking van Naïve Gr-1 + leukocyten voor MDSC FACS sorteren. Milt werden geoogst van de pancreas tumor-dragende en naïeve muizen en verwerkt tot een cel suspensies. Flow cytometrie analyse van naïeve leukocyten oppervlak gekleurd met Mac-1 en Gr-1 TL-geconjugeerde antilichamen, alvorens autoMACS verrijking (A). Flow cytometrie analyse van Gr-1 + (B) en Gr-1 - (C) fracties na autoMACS verrijking van Gr-1 + cellen samengevoegd naïeve leuckocytes gekleurd met Gr-1-PE-antilichamen en anti-PE microbolletjes. Flow cytometrie analyse van MDSC en Gr-1 + percentages na autoMACS verrijking van Gr-1 + cellen van gepoolde naïef leukocyten (D) in vergelijking met niet-verrijkte gepoolde leukocyten van tumor-dragende muizen (E) (naïeve muizen, n = 5 ; tumor-dragende muizen, n = 3). MDSC en Gr-1 percentages zijn gated in de representatieve contour kavels en histogrammen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit is een gedetailleerde methode voor de verwerking en immunophentyping MDSC populaties die van toepassing is op verschillende lymfoïde weefsels van verschillende diermodellen. In het bijzonder kan autoMACS verrijking worden gebruikt voor de isolatie van verschillende populaties leukocyten met Gr-1 uitputting van splenocyten 4 zuivering van myeloïde subsets van splenocyten en lymfeknopen 5 isolatie van beenmerg neutrofielen 14 en zuivering van CD8 + T cellen van milt en de ly...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Geen belangenconflicten verklaard.

Dankbetuigingen

Wij erkennen de USF flowcytometrie Core Facility. We willen graag Dr Denise Cooper bedanken voor het delen van resources. Wij zouden ook graag Maya Cohen, Laura Pendleton en Diana Latour bedanken voor hun hulp bij het opzetten en filmen van deze video. NN ondersteund door NSF FG-LSAMP Brug naar het College voor Promoties Fellowship HRD # 0929435. Dit werk werd gefinancierd door de American Cancer Society Institutional Research Grant # 93-032-13/Moffitt Cancer Center uitgereikt aan TG.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
REAGENS BEDRIJF Catalog # OPMERKINGEN
1X fosfaat gebufferde fysiologische zoutoplossing Thermo Scientific Hyclone SH30028.02 Ca 2 + / Mg 2 + / Fenol Rood-vrij
Albumine van Bovine Serum (BSA) Sigma-Aldrich A7906 Laat BSA te ontbinden ongestoord in PBS; steriele omgeving
Foetaal runderserum (FBS) Thermo Scientific Hyclone SV3001403HI Warmte geïnactiveerd; steriele omgeving
Rat anti-muis CD16/32 monoklonaal antilichaam (Fc Block) BD Biosciences 553142 Steriele omgeving
Anti-muis CD11b (Mac-1) FITC eBiosciences 11-0112 SterielOmgeving
Anti-muis Ly6G (Gr-1) APC eBiosciences 17-5931 Steriele omgeving
Anti-muis Ly6G (Gr-1) PE eBiosciences 12-5931 Steriele omgeving
DAPI Invitrogen D1306 Seriële verdunning steriele omgeving
Cell Dissociatie Zeef Sigma-Aldrich CD1-1KT Autoclaaf voor gebruik
70 urn zeef BD Biosciences 352350 Steriele omgeving
1X RBC Lysis Buffer eBiosciences 00-4333-57 Kamertemperatuur vóór gebruik; steriele omgeving
Petrischalen Fisher Scientific 08-757-12 Steriele omgeving
50ml coniCal buizen Thermo Scientific 339652 Steriele omgeving
5ml 12X75mm polystyreen ronde bodem buizen BD Biosciences 352054 Bekend als FACS buizen; steriele omgeving
96-V-bodemplaten Corning 3897 Steriele omgeving
Trypaan blauw Cellgro 25-900-CI Steriele omgeving
PE microkorrels Miltenyi Biotec 130-048-801 Steriele omgeving
AutoMACS Pro Separator Miltenyi Biotec 130-092-545
AutoMACS Columns Miltenyi Biotec 130-021-101
AutoMACS Running Buffer Miltenyi Biotec 130-091-221

Referenties

  1. Goni, O., Alcaide, P., Fresno, M. Immunosuppression during acute Trypanosoma cruzi infection: involvement of Ly6G (Gr1(+))CD11b(+) immature myeloid suppressor cells. Int. Immunol. 14, 1125-1134 (2002).
  2. Zhu, B. CD11b+Ly-6C(hi) suppressive monocytes in experimental autoimmune encephalomyelitis. J. Immunol. 179, 5228-5237 (2007).
  3. Makarenkova, V. P., Bansal, V., Matta, B. M., Perez, L. A., Ochoa, J. B. CD11b+/Gr-1+ myeloid suppressor cells cause T cell dysfunction after traumatic stress. J. Immunol. 176, 2085-2094 (2006).
  4. Ghansah, T. Expansion of myeloid suppressor cells in SHIP-deficient mice represses allogeneic T cell responses. J. Immunol. 173, 7324-7330 (2004).
  5. Paraiso, K. H., Ghansah, T., Costello, A., Engelman, R. W., Kerr, W. G. Induced SHIP deficiency expands myeloid regulatory cells and abrogates graft-versus-host disease. J. Immunol. 178, 2893-2900 (2007).
  6. Yin, B. Myeloid-derived suppressor cells prevent type 1 diabetes in murine models. J. Immunol. 185, 5828-5834 (2010).
  7. Gabrilovich, D. I., Nagaraj, S. Myeloid-derived suppressor cells as regulators of the immune system. Nat. Rev. Immunol. 9, 162-174 (2009).
  8. Gallina, G. Tumors induce a subset of inflammatory monocytes with immunosuppressive activity on CD8+ T cells. J. Clin. Invest. 116, 2777-2790 (2006).
  9. Zhao, F. Increase in frequency of myeloid-derived suppressor cells in mice with spontaneous pancreatic carcinoma. Immunology. 128, 141-149 (2009).
  10. Greten, T. F., Manns, M. P., Korangy, F. Myeloid derived suppressor cells in human diseases. Int Immunopharmacol. 11, 802-806 (2011).
  11. Youn, J. I., Nagaraj, S., Collazo, M., Gabrilovich, D. I. Subsets of myeloid-derived suppressor cells in tumor-bearing mice. J. Immunol. 181, 5791-5802 (2008).
  12. Ribechini, E., Greifenberg, V., Sandwick, S., Lutz, M. B. Subsets, expansion and activation of myeloid-derived suppressor cells. Med. Microbiol. Immunol. 199, 273-281 (2010).
  13. Pilon-Thomas, S. Murine Pancreatic Adenocarcinoma Dampens SHIP-1 Expression and Alters MDSC Homeostasis and Function. PLoS One. 6, (2011).
  14. Panopoulos, A. D. STAT3 governs distinct pathways in emergency granulopoiesis and mature neutrophils. Blood. 108, 3682-3690 (2006).
  15. Preynat-Seauve, O. Extralymphatic tumors prepare draining lymph nodes to invasion via a T-cell cross-tolerance process. Cancer Res. 67, 5009-5016 (2007).
  16. Davies, D. Cell separations by flow cytometry. Methods Mol. Med. 58, 3-15 (2001).
  17. Maecker, H., Trotter, J. Selecting reagents for multicolor BD flow cytometry. Postepy Biochem. 55, 461-467 (2009).
  18. Bagwell, C. B., Adams, E. G. Fluorescence Spectral Overlap Compensation for Any Number of Flow Cytometry Parameters. Annals of the New York Academy of Sciences. 677, 167-184 (1993).
  19. Perfetto, S. P. Amine reactive dyes: an effective tool to discriminate live and dead cells in polychromatic flow cytometry. J. Immunol. Methods. 313, 199-208 (2006).
  20. Safarik, I., Safarikova, M. Use of magnetic techniques for the isolation of cells. J. Chromatogr. B. Biomed. Sci. Appl. 722, 33-53 (1999).
  21. Collazo, M. M. SHIP limits immunoregulatory capacity in the T-cell compartment. Blood. 113, 2934-2944 (2009).
  22. Mack, E., Neubauer, A., Brendel, C. Comparison of RNA yield from small cell populations sorted by flow cytometry applying different isolation procedures. Cytometry. A. 71, 404-409 (2007).
  23. Strauss, L., Czystowska, M., Szajnik, M., Mandapathil, M., Whiteside, T. L. Differential responses of human regulatory T cells (Treg) and effector T cells to rapamycin. PLoS One. 4, e5994(2009).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

AutoMACS scheidingGr 1 positieve leukocytenMac 1 Gr 1 kleuringmiltcel suspensielyse van rode bloedcellenfluorescentie geactiveerde cel sortering
Voorbereiding van de myeloïde suppressor cellen (MDSC) van naïeve en pancreas tumor-dragende muizen met behulp van flowcytometrie en geautomatiseerde Magnetic Activated Cell Sorting (AutoMACS)
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.