Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

In situ Transversale rectusabdominis myocutane Flap: een rat model van myocutane ischemiereperfusieletsel

13.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/50473

⸱

8 juni 2013

 ,  , 
1Department of Surgery, Royal Infirmary of Edinburgh, 2Department of Nephrology, Royal Infirmary of Edinburgh

In dit artikel

Samenvatting

Vrije weefsel overdracht wordt op grote schaal gebruikt in de reconstructieve chirurgie om vorm en functie te herstellen na oncologische resectie en trauma. Voorconditionering dit weefsel vóór de operatie kan uitkomst te verbeteren. Dit artikel beschrijft een In situ Dwarse rectus abdominis myocutane flap (TRAM) in ratten als een middel voor het testen preconditionering strategieën.

Samenvatting

Vrije weefsel overdracht is de gouden standaard reconstructieve chirurgie om complexe defecten niet vatbaar lokale opties of die waarvoor composiet weefsel te herstellen. Ischemie-reperfusie schade (IRS) is een bekende oorzaak van gedeeltelijke vrije flap mislukking en heeft geen effectieve behandeling. Oprichting van een laboratorium model van deze schade kan erg duur zijn zowel financieel als grotere zoogdieren gewoonlijk worden gebruikt en in de expertise die nodig is door de technische moeilijkheid van deze procedures vereist normaliter gebruik van een ervaren microchirurg. Deze publicatie en video tonen het effectieve gebruik van een model van IRI in ratten waarin microchirurgische deskundigheid vereist. Deze procedure is een in situ model van een dwarse abdominis myocutane (TRAM) flap wanneer atraumatische klemmen worden gebruikt om de ischemie-reperfusie letsel door deze operatie reproduceren. Een laser Doppler Imaging (LDI) scanner wordt gebruikt om flap perfusie en de beeldverwerking Softwa beoordelenre, Afbeelding J om procentuele gebied huid overleven als primaire uitkomstmaat van de schade te beoordelen.

Inleiding

Het doel van dit protocol is een betrouwbaar en reproduceerbaar model van ischemie-reperfusie schade waargenomen in vrije weefsel overdracht zodat interventiestrategieën te onderzoeken demonstreren.

Vrije weefsel overdracht is gedefinieerd als de vasculaire onthechting van een geïsoleerd blok weefsel gevolgd door autologe transplantatie van dat weefsel met anastomose van de flap is doorgesneden vaartuigen natieve vaten op de receptorplaats. De procedure staat bekend als FTT en het weefsel wordt overgedragen aangeduid als de vrije flap.

Vrije weefsel overdracht is de gouden standaard aanpak voor de correctie van complexe, samengestelde gebreken waarbij lokale opties zijn niet geschikt of niet beschikbaar. 1-4 Ischemie-reperfusie schade (IRS) is onvermijdelijk in de vrije weefsel overdracht, draagt ​​bij aan het falen 5,6 flapperen en heeft geen effectieve behandeling. De electieve aard van vrije flap operaties toestaat toediening van farmacologischecal agenten om randvoorwaarde tegen IRI.

IRI resulteert in verminderde stroming door de microcirculatie door endotheliale activering en metabole dysfunctie, 7 verhoogde capillaire permeabiliteit en daaropvolgende interstitieel oedeem 7, influx van ontstekingscellen, 8 vrijkomen van ontstekingsmediatoren, reactieve zuurstof species 9 en complement afzetting. 10 Dit complexe proces van hypoxie en daaropvolgende reperfusie schade leidt uiteindelijk tot celdood. Een model van myocutane IRI kan de effectiviteit van preconditionering strategieën op klinische resultaten te beoordelen. Recent werk heeft gevalideerd het gebruik van dierlijke modellen van IRI studies als een surrogaat voor menselijke IRI door het vergelijken van de moleculaire veranderingen waargenomen in de menselijke proefpersonen en bestaande gegevens over dieren. 10,11

De rat dwarse rectusabdominis myocutane (TRAM) flap werd voor het eerst beschreven in 1987 in de Duitse 12 en in 199313 in het Engels. Dit model kreeg grote populariteit 13-25 als een goedkope, robuuste model om verschillende strategieën te onderzoeken om te verminderen IRI in verband met vrije weefsel overdracht. 14,17-22 De meerderheid van deze studies werden ontworpen als unipedicled TRAM flappen gebaseerd op de diepe, inferieure, . epigastrische vaatsteel 15-18,20-22 Vergelijking van de gegevens van deze studies wordt bemoeilijkt door het gebruik van verschillende grootte cutane eilanden (10,5-30 cm 2) en verschillende lengtes van postoperatieve follow-up (2-10 dagen). De gemiddelde totale percentage oppervlakte flap necrose in de controlegroep van deze studies is 69 ± 6,2% (gemiddelde ± SEM). Opgemerkt moet worden dat deze zes documenten al gebruik van de rechte buikspier als drager voor de vaatsteel maar niet blootstellen, verdelen en microanastomose of klem de schepen. Zhang et al.. 23 hebben een echte, vrije rat TRAM flap gebaseerd op de superieure epigastrische vaten beschreven waarbij de fronden zijn gerezen, schepen verdeeld en de myocutane flap overgedragen en microanastomosed aan de lies schepen. Deze moeilijke techniek vereist de microanastomosis van 0,45-0,5 mm kaliber schepen. Slechts vijftien werden uitgevoerd en van deze 67% overleefd. 23 De beschreven door Zhang et al. model. 23 is een uitstekend model voor de menselijke vrije TRAM flap zoals het werkelijk weerspiegelt het letsel opgelopen tijdens FTT. De andere gepubliceerde modellen van een rat TRAM flap betere weerspiegeling van de verwondingen opgelopen tijdens een mens gesteelde TRAM maar niet nauwkeurig de IRI als deze flap in geen een ischemische periode gevolgd door reperfusie als de vaatsteel wordt nooit geklemd of verdeeld en niet ondergaan microanastomosis uitgevoerd. Dit protocol en video beschrijven een nieuw model van de vrije weefsel overdracht met ratten TRAM waarin het IRI wordt gerepliceerd met behulp microclamps. Dit repliceert trouwer IRI dan de pedicle TRAM voorgangers, maar is technisch eenvoudiger dan Performing de microanastomosis. Microclamps zijn op grote schaal gebruikt door transplantatie onderzoekers om te recreëren IRI in verband met een solide orgaantransplantatie; 26-33 maar dit is de eerste keer dat het is in de rat TRAM flap beschreven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle operatie wordt uitgevoerd in overeenstemming met de door het Verenigd Koninkrijk Home Office en de Universiteit van veterinaire dienst van Edinburgh Services vastgestelde richtlijnen.

1. Chirurgische Procedure Set-up Notes

  1. Veranderen in schone chirurgische scrubs, toga, scrub cap en masker. Reinig alle oppervlakken van de operatiekamer inclusief apparatuur met 2% chloorhexidine in 70% isopropylalcohol.
  2. Voorafgaand aan chirurgie, autoclaveren alle chirurgische benodigdheden en instrumenten die worden gebruikt in de procedure. Steriele verpakkingen per operatie moeten omvatten: 3 gordijnen, gaas, katoen tip applicators, siliconen lakens en de chirurgische instrumenten, zie de tabel van specifieke chirurgische materialen en gereedschappen en Figuur 1. Weeg de rat en meten uit het geschikte volume van buprenorfine (0,04 mg / kg) tot subcutaan worden toegediend 1 uur voor het einde van de procedure. Indeling; 3 x 1 ml injectiespuiten voor subcutane vochttoediening tijdens surgery, 2 x 6-0 Vicryl hechtingen, 1 x 5-0 Ethilon hechtingen, een steriele marker met liniaal en een 10-blade wegwerpbistouri, 4-5 paren van steriele handschoenen en een hand-held cauterisatie eenheid.
  3. Plaats 4 x 10 ml steriele 0,9% zoutoplossing flacons in een waterbad verwarmd tot 37 ° C. Deze wordt gebruikt voor subcutane vervangingsvloeistof (1 ml / kg / uur) en het chirurgisch spoelen. Stel de homeothermic deken, rectale sonde, warmtelamp, operationele microscoop en verdoving rig. Schakel de laser en de bijbehorende software, set-up een andere verdoving rig en plaats een warmte pad onder de zwarte mat waarop het dier zal leggen tijdens de scan.
  4. Gebruik mannelijke, Lewis ratten met een gewicht van 250-300 g. Huis ratten gedurende 7 dagen met voedsel en water ad libitum met 12 uur licht-donker cycli voordat een operatie wordt uitgevoerd.

2. Anesthesie en Skin Voorbereiding

  1. Plaats de rat in de verdoving rig de inductie kamer en beheren 4% isofluraan met 1L/min O 2 voor2-3 min aan anesthesie. Verwijder de verdoofde rat uit de kamer en plaats het rugligging op de schone, verwarmde mat. Handhaaf isofluraan bij 1,5% met behulp van een neuskegel. Solliciteer lacrilube of soortgelijke agent om abrasie van de cornea tijdens de procedure te voorkomen. Voer een voet-pad pinch-test om ervoor te zorgen het dier is voldoende verdoofd voordat u verder gaat. Herhaal deze laatste test voor elke belangrijke stap in de procedure en de inhalatie-anesthesie concentratie dienovereenkomstig aan te passen.
  2. Nauw scheren voorste buik met een elektrisch scheerapparaat zodat de gehele abdominale oppervlak is blootgesteld. Solliciteer epileren crème voor de duur aanbevolen door de leverancier. Verwijder de crème en de huid grondig spoelen met verwarmde steriele zoutoplossing om alle sporen van de crème te verwijderen. Solliciteer 2% chloorhexidine in 70% isopropylalcohol om de huid en laten drogen voordat u verder gaat. Dit is de standaard voorbereiding huid in onze eenheid op basis van de huidige gegevens voor wondinfectie. 34 Please discuss met uw veterinaire dienst wat is standaard procedure in uw apparaat voordat de verkiezing van een huid voorbereiding protocol.
  3. Place 2 gordijnen aan weerszijden van de rat en de zorg om ze steriel te houden. Trek steriele handschoenen en met de hulp van een assistent openstellen van de steriele verpakkingen. Plaats alle instrumenten op een laken en de hechtingen, gaas, katoen applicators, siliconen lakens en steriele marker pen met liniaal op de andere.
  4. Identificeer de middellijn met xiphisternum en de staart als referentiepunten. Markeer de middellijn. Meet 0,8 cm onder de xiphisternum en markeer dit punt. Teken een lijn loodrecht op de middellijn vanaf dit punt. Van middellijn vanaf het midden van de klep uitschakelingsmarkering 1 cm en 2 cm naar links en rechts van de middellijn. Teken verticale lijnen evenwijdig aan de middellijn van de punten. Meet 4 cm onder de oorspronkelijke horizontale lijn en trek een andere parallel aan het. Naar aanleiding van deze instructies een 4 x 4 cm flap verdeeld in 4 gelijke stroken wordt afgebakend(Zie figuur 2).

3. Laser Doppler Imaging

  1. Verplaats de rat voorzichtig naar de neuskegel van de tweede verdoving tuig op de LDI scanner. Blijven anesthesie bij 1,5% isofluraan, 1L/min O 2. Schakel de laser en volg de instructies van de fabrikant om te beginnen met scannen. Na het opslaan van het gescande bestand terug te keren de rat naar de eerste rig en steek de rectale sonde van de homeothermic deken met zachte witte paraffine als een smeermiddel.

. 4 In situ TRAM flap - myocutane Model van IRI

  1. Re-scrub handen en zet op verse steriele handschoenen. Knip een 5 cm diameter cirkel in het midden van de resterende steriel laken en plaatst deze op de blootgestelde buik een gedrapeerd steriel field.
  2. Maak een insnijding langs de linker laterale gemarkeerde rand (figuur 3A en B). Bereiken hemostase. Maak soortgelijke insnijdingen langs de horizontale lijnenlinks van de middellijn. Bereiken hemostase.
  3. Het vet bedekkende het linker inferieure rectusschede moet zichtbaar zijn. Met behulp van een tang en fijne iris schaar zorgvuldig te krijgen onder dit vet. Let er dan op de perforators die via links, anterieure rectusschede beschadigen. Het vliegtuig geopend door dergelijke dissectie is dat direct boven de voorste buikwand fascia. Verder ontleden in dit vlak rond het afgebakende marges. In de linker fossa iliaca ligt de grote, oppervlakkige circumflex darmbeenvaten-deze kunnen worden vastgebonden of dichtgeschroeid. Trek de dissectie mediaal voorzichtig en voorzover de laterale rand van de linker rectus spier. Er is een duidelijke kleurverandering op dit punt van roze tot bijna wit (Figuur 3C). Irrigeren zorgvuldig het gebied met steriele zoutoplossing en controleer of hemostase is bereikt voordat u vochtig gaas over het gebied.
  4. Herhaal de procedure aan de contralaterale zijde, maar dit keer verlengen to de linea alba (medio lijn). Zorg ervoor dat alle musculo perforators die ontstaan ​​in het midden van de rechter rechte buikspier (Figuur 3D) te identificeren en cauterize. Als dit niet goed gebeurt kan dit leiden tot een postoperatieve hematoom en valse resultaten. Evenzo bereiken hemostase, irrigeren en plaats vochtig gaasje op de verhoogde flap.
  5. Terug naar de inferieure marge van de linker anterior rectus (figuur 3E en F). Cauterize de meest inferieure perforator gezien. Overgaan tot een kleine (ca. 0.6 cm x 0.6 cm) raam gesneden in de voorste rectusschede behulp microscissors en spitse gebogen Graeffe tang. Stompe ontleden langzaam de laterale marge van de spier tot de spier dunner, maar vóór de achterste schede wordt geschonden. Roteren dan de tang en bot ontleden mediaal tot de buik van de spier boven de gebogen rand van de tang en de uiteinden zijn bij de mediale rand. Feed benaderingly 6 cm van 5-0 Ethilon in de kaken van de tang en afhechten de inferieure rectus schede. Na voltooiing van deze stap de myocutane flap is geïsoleerd op een dominante schip-de diepe superieure epigastrische vaten. Dek af met een vochtige gaas.
  6. Snijd de siliconen beplating in ovalen met gladde hoeken, (Figuur 3G). Deze moet groot genoeg zijn om de meeste van het blootgestelde gebied onder fasciocutaneous gedeelten van de flap te dekken. Voorzichtigheid moet echter op worden gelet dat de huid rand kan worden gesloten zonder spanning en de mediale kromme van de ovaal kan terug worden gekoppeld om te tasten stroming te voorkomen door de resterende perforators. Deze worden vervolgens op zijn plaats gehecht met 6-0 Vicryl (Figuur 3H). Dek af met vochtig gaas.
  7. Met behulp van eenvoudige onderbroken 'peg out' 5-0 Ethilon hechtingen de flap aan hitte en verlies van water (Figuur 3I) te verminderen. Dek af met een vochtige gaas.
  8. Verleng de wond superieur links van dexiphisternum (Figuur 3I). Hechtdraad dit het kwadrant linksboven de field-of-view verbeteren.
  9. Snijd de bedekkende vet om de superieure, links, anterior rectusschede onthullen. Snijd een klein (0.6 cm x 0.6 cm) venster in dit omhulsel (figuur 3J). Verleng de wond mediaal tot een verandering in de spiervezels traject van verticaal naar schuin en consistentie van dicht opeengepakte tot losse vezels wordt gezien.
  10. Plaats de gebogen pincet voorzichtig tussen deze twee spieren en open een vliegtuig door stompe dissectie. Zorgvuldig gekapt alleen voor zover de superieure oppervlak van deze gebogen pincet snijden door de buik van de linker rechte buikspier aan de onderliggende diepe, superieure epigastrische slagader en ader (Figuur 3K) te onthullen.
  11. Met behulp van micro-instrumenten en een hoog vermogen op de operationele microscoop, zorgvuldig scheiden van de slagader en ader en strippen af ​​eventuele omliggende vet.
  12. Solliciteer atraumatische Acland klemmen om de eenrtery en ader (B-1, "V"-type) en start de timer af te tellen van de 30 min. ischemische periode. Irrigeren de geklemde pedicle en bedekken met een gaasje. We hebben niet in dienst vat dilators zoals verapamil of pabavarine maar moet vaatspasmen een probleem zijn, moeten deze geneesmiddelen worden overwogen.
  13. Dien de buprenorfine (0,04 mg / kg) en verwarmd, steriele zoutoplossing (1 ml / kg / uur).
  14. Te beginnen bij de linkerbovenhoek, hechten de klep op zijn plaats met 6-0 Vicryl subcuticulaire hechtingen stoppen en koppelverkoop uit bij de xiphisternum.
  15. Toen de 30 min ischemische tijd voorbij is, verwijder voorzichtig de klemmen en irrigeren de pedicle met verwarmde zoutoplossing. Controleer dat de stroom is hersteld. Houd er rekening mee dat deze ischemische tijd werd bepaald door het Britse Home Office autoriteit. Onderzoekers die in andere instanties in staat zijn om deze te verlengen. Verlenging van de ischemische tijd zal waarschijnlijk leiden tot slechtere klinische uitkomst.
  16. Hecht de snijkanten van de rectus terug op zijn plaats met 6-0 Vicryl.Zorg ervoor dat u te veel spanning toe te passen, omdat dit kan leiden tot knikken van de schepen.
  17. Vul het onderhuidse hechten en zorg dat alle knopen te begraven onder de huid (figuur 3K).
  18. Reinig de wond en laat ze drogen. Hertekenen van de zones op de flap.
  19. Het dier opnieuw te scannen naar een postoperatieve beeld te krijgen.
  20. Opnieuw toe te passen lacrilube voor de ogen van het dier en plaats in een voorverwarmde incubator (37 ° C) gedurende 1 uur om te herstellen voordat u terugkeert naar de veeteelt eenheid.

Kritische stappen in het protocol

De kern van de procedure is het identificeren van de diepe, superieure epigastrische vaten. Dit is duidelijk getoond in de bijgevoegde film. In het kort, wordt een venster gesneden in de voorste rectusschede de onderliggende spiervezels lengterichting wordt uitgevoerd bloot. Door uitbreiding van de oppervlakkige ontleding van de voorste rectusschede mediaal een verandering in de spiervezels traject wordt waargenomen from lengterichting van schuin. Plaats stomp, gebogen, Graeffe tang (of soortgelijk) en het snijpunt van deze twee bundels spiervezels. Bot ontleden lateraal. Snij, met micro schaar, op het bovenoppervlak van het gebogen forceps die in dit vlak tussen de spier vezelbundels. Bij verwijdering van de forceps Graeffe de diepe, superieure epigastrische slagader en ader wordt waargenomen in het midden van de rectus abdominis lichaam. Strip uit het vet bedekkende de schepen met behulp van micro-instrumenten en de klemmen passen.

De fasciocutaneous gedeelten van de rat TRAM flap zijn dun genoeg zijn om tot de flap te nemen als een volledige huiddikte. Om dit te voorkomen en ervoor te zorgen dat dit een echte model van IRI een dunne, flexibele siliconen blad is geplaatst onder de fasciocutaneous gedeelten van de flap. 35 Deze stap is genomen door andere onderzoekers ondernemen rat TRAM modellen. 17,21,25

Ratten kauwen through knopen dus zorg ervoor dat alle hechtingen zijn subcuticulaire en alle knopen worden begraven. Bij de uitvoering van minutieuze hechten autocannabilism van flappen zoals gerapporteerd door andere onderzoekers kunnen worden voorkomen. 24

Na toediening van buprenorfine verminderen onderhoud anesthesie tot 1% isofluraan (1L/min O 2).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Rat modellen zijn zuiniger dan grotere dieren modellen, 36 zijn ziekte-resistente van aard en kunnen genetisch worden gemanipuleerd. Losse huid dieren, zoals knaagdieren, werd gedacht dat een ander arrangement van cutane bloedtoevoer dan vaste gevilde dieren zoals mensen en varkens. In losse gevilde dieren, wordt de huid voornamelijk geleverd door directe cutane bloedvaten die door het onderhuidse vet aan de overliggende huid (figuur 4) daarentegen vast gevilde dieren cutane bloedtoevoer af t...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Wijzigingen en trouble shooting

De hier gepresenteerde protocol neemt de IRI gezien in vrije weefsel overdracht in een experimenteel systeem om een ​​beter begrip van deze werkwijze en een middel op middelen voor het verbeteren van IRI en verbetering resultaat onderzoeken. Dit kan eenvoudig worden aangepast om een ​​meer ernstig letsel veroorzaken indien zij gebaseerd op de niet-dominante, diepe, inferieure epigastrische pedikel of de ischemische tijd verhoogd.

Beperki...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

We hebben geen onthullingen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gefinancierd door de Medical Research Council subsidie ​​G1000299.

De corresponderende auteur wil Gary Borthwick, Universiteit van Edinburgh, bedanken voor het bijstaan ​​tijdens de operatie.

De auteurs willen graag advies van Helen Douglas en Iain Mackay erkennen en waardoor wij hun Deep Inferior Epigastrische (DIEP) flap procedure (Canniesburn Plastische Chirurgie Unit, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK) te observeren.

De auteurs willen ook Gary Blackie danken aan de Universiteit van Edinburgh voor zijn hulp bij het produceren van de video voor dit artikel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Moor LD12 laser doppler imaging scannerhttp://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Complete homeothermic blanket system met flexibele sonde. Klein. 230 VAC, 50 Hz507221Fwww.harvardapparatus.com
Graeffe forceps 0,8 mm ronde punten11052-102, http://www.finescience.de
Acland klemmen00398 VB-1 ’V’ patroonklemmen gebruikt op zowel slagader als ader. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Klem applicatorCAF-4http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Gemini cauteriseerapparaat726067www.harvardapparatus.com
Micro-vatdilatoren 11 cm 0,3 mm punten 00124D-5a.2http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm gebogen 00109JFA-5bhttp://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11 cm recht 00108JF-5http://www.merciansurgical.com
Acland Single Klemmen B-1V (Paar)396http://www.merciansurgical.com
Micro Schaartjes Ronde Handgrepen 15 cm Recht67http://www.merciansurgical.com
Iris Schaartjes 11,5 cm Gebogen EASY-CUTEA7613-11http://www.merciansurgical.com
Mayo Schaartjes 14 cm Rechte Afgeschuinde Bladen EASY-CUTEA7652-14http://www.merciansurgical.com
Derf Naaldhouders 12 cm TC703DE12http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0W1618http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0W9913http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac - Adson Getande Forceps (Extra Fijn)7973http://www.millermedicalsupplies.com/
Castroviejo naaldhouders12565-14http://s-and-t.ne
Warmtelamphttp://www.chicken-house.co.uk
Siliconen folie 0,3 mm doorschijnendhttp://www.silex.co.uk/
Image J softwarehttp://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI picohttp://www.zeiss.co.uk/
Operatiemicroscoop
Vet tech oplossing isofluoraan righttp://www.vet-tech.co.uk/
Vet tech oplossing isofluoraan righttp://www.vet-tech.co.uk/

Referenties

  1. Wang, X., et al. Free anterolateral thigh adipofascial flap for hemifacial atrophy. Ann. Plast. Surg. 55 (6), 617-622 (2005).
  2. Eckardt, A., Fokas, K. Microsurgical reconstruction in the head and neck region: An 18-year experience with 500 consecutive cases. J. Cranio. Maxill. Surg. 31 (4), 197-201 (2003).
  3. Yazar, S., et al. Safety and reliability of microsurgical free tissue transfers in paediatric head and neck reconstruction - a report of 72 cases. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (7), 767-771 (2008).
  4. Blondeel, P. N., Landuyt, K. H. V., Monstrey, S. J. Surgical-technical aspects of the free diep flap for breast reconstruction. Operat. Tech. Plast. Reconstr. Surg. 6 (1), 27-37 (1999).
  5. Siemonow, M., Arslan, E. Ischaemia/reperfusion injury: A review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24, 468-475 (2004).
  6. Wang, W. Z. Investigation of reperfusion injury and ischaemic preconditioning in microsurgery. Microsurgery. 29, 72-79 (2009).
  7. Rucker, M., et al. Reduction of inflammatory response in composite flap transfer by local stress conditioning-induced heat-shock protein 32. Surgery. 129 (3), 292-301 (2001).
  8. Cetinkale, O., et al. Involvement of neutrophils in ischemia-reperfusion injury of inguinal island skin flaps in rats. Plast. Reconstr. Surg. 102 (1), 153-160 (1998).
  9. Korthuis, R. J., Granger, D. N., Townsley, M. I., Taylor, A. E. The role of oxygen-derived free radicals in ischemia-induced increases in canine skeletal muscle vascular permeability. Circ. Res. 57 (4), 599-609 (1985).
  10. Eisenhardt, S. U., et al. Monitoring molecular changes induced by ischemia/reperfusion in human free muscle flap tissue samples. Ann. Plast. Surg. 68 (2), 202-208 (2012).
  11. Dragu, A., et al. Gene expression analysis of ischaemia and reperfusion in human microsurgical free muscle tissue transfer. J. Cell. Mol. Med. 15 (4), 983-993 (2011).
  12. Tilgner, A., Herrberger, U. [myocutaneous flap models in the rat. Anatomy, histology and preparation technic of the myocutaneous rectus abdominis flap]. Z. Versuchstierkd. 29 (5-6), 231-236 (1987).
  13. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The rat rectus abdominis myocutaneous flap: A true myocutaneous flap model. Ann. Plast. Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
  14. Clugston, P. A., Perry, L. C., Fisher, J., Maxwell, G. P. A rat transverse rectus abdominis musculocutaneous flap model: Effects of pharmacological manipulation. Ann. Plast. Surg. 34 (2), 154-161 (1995).
  15. Ozgentas, H. E., Shenaq, S., Spira, M. Development of a tram flap model in the rat and study of vascular dominance. Plast. Reconstr. Surg. 94 (7), 1012-1017 (1994).
  16. Doncatto, L. F., da Silva, J. B., da Silva, V. D., Martins, P. D. Cutaneous viability in a rat pedicled tram flap model. Plast. Reconstr. Surg. 119 (5), 1425-1430 (2007).
  17. Lineaweaver, W. C., et al. Vascular endothelium growth factor, surgical delay, and skin flap survival. Ann. Surg. 239 (6), 866-873 (2004).
  18. Rezende, F. C., et al. Electroporation of vascular endothelial growth factor gene in a unipedicle transverse rectus abdominis myocutaneous flap reduces necrosis. Ann. Plast. Surg. 64 (2), 242-246 (2010).
  19. Zacchigna, S., et al. Improved survival of ischemic cutaneous and musculocutaneous flaps after vascular endothelial growth factor gene transfer using adeno-associated virus vectors. Am. J. Pathol. 167 (4), 981-991 (2005).
  20. Zhang, F., et al. Improvement of skin paddle survival by application of vascular endothelial growth factor in a rat tram flap model. Ann. Plast. Surg. 46, 314-319 (2010).
  21. Hijjawi, J., et al. Platelet-derived growth factor β, but not fibroblast growth factor 2, plasmid DNA improves survival of ischemic myocutaneous flaps. Arch. Surg. 139 (2), 142-147 (2004).
  22. Wong, M. S., et al. Basic fibroblast growth factor expression following surgical delay of rat transverse rectus abdominis myocutaneous flaps. Plast. Reconstr. Surg. 113 (7), 2030-2036 (2004).
  23. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
  24. Hallock, G. G., Rice, D. C. Comparison of tram and diep flap physiology in a rat model. Plast Reconstr Surg. 114 (5), 1179-1184 (2004).
  25. Qiao, Q., et al. Patterns of flap loss related to arterial and venous insufficiency in the rat pedicled tram flap. Annals of Plastic Surgery. 43 (2), 171(1999).
  26. Persy, V. P., Verhulst, A., Ysebaert, D. K., De Greef, K. E., De Broe, M. E. Reduced postischemic macrophage infiltration and interstitial fibrosis in osteopontin knockout mice. Kidney Int. 63 (2), 543-553 (2003).
  27. Li, Y., et al. Overexpression of cgmp-dependent protein kinase i (pkg-i) attenuates ischemia-reperfusion-induced kidney injury. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 302 (5), 561-570 (2012).
  28. Hunter, J. P., et al. Effects of hydrogen sulphide in an experimental model of renal ischaemia-reperfusion injury. Brit. J. Surg. 99 (12), 1665-1671 (2012).
  29. Hamada, T., Fondevila, C., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Metalloproteinase-9 deficiency protects against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology. 47 (1), 186-198 (2008).
  30. Duarte, S., Hamada, T., Kuriyama, N., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Timp-1 deficiency leads to lethal partial hepatic ischemia and reperfusion injury. Hepatology. 56 (3), 1074-1085 (2012).
  31. Shen, X. D., et al. Cd154-cd40 t-cell costimulation pathway is required in the mechanism of hepatic ischemia/reperfusion injury, and its blockade facilitates and depends on heme oxygenase-1 mediated cytoprotection. Transplantation. 74 (3), 315-319 (2002).
  32. Liu, J., et al. Endoplasmic reticulum stress modulates liver inflammatory immune response in the pathogenesis of liver ischemia and reperfusion injury. Transplantation. 94 (3), 211-217 (2012).
  33. Pan, G. Z., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells ameliorate hepatic ischemia/reperfusion injuries via inactivation of the mek/erk signaling pathway in rats. J. Surg. Res. 178 (2), 935-948 (2012).
  34. Darouiche, R. O., et al. Chlorhexidine-alcohol versus povidone-iodine for surgical-site antisepsis. New. Engl. J. Med. 362 (1), 18-26 (2010).
  35. Fukui, A., Inada, Y., Murata, K., Tamai, S. Plasmatic imbibition" in the rabbit flow-through venus flap, using horseradish peroxidase and fluoroscein. J. Reconstr. Mirosurg. 11, 255-264 (1995).
  36. Dunn, R. M., Mancoll, J. Flap models in the rat: A review and and reappraisal. Plast. Reconstr. Surg. 90 (2), 319-328 (1992).
  37. Taylor, G., Minabe, T. The angiosomes of the mammals and other vertebrates. Plast. Reconstr. Surg. 89 (2), 181-215 (1992).
  38. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The versatile deep inferior epigastric (inferior rectus abdominis) flap. Brit. J. Plast. Surg. 37 (3), 330-350 (1984).
  39. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The extended deep inferior epigastric flap: A clinical technique. Plast. Reconstr. Surg. 72 (6), 751-765 (1983).
  40. Tai, Y., Hasegawa, H. A tranverse abdominal flap for reconstruction after radical operations for recurrent breast cancer. Plast. Reconstr. Surg. 53 (1), 52-54 (1974).
  41. Scheflan, M., Dinner, M. I. The transverse abdominal island flap: Part i. Indications, contraindications, results, and complications. Ann. Plast. Surg. 10, 24-35 (1983).
  42. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Pripp, A. H., Tonseth, K. A. Monitoring microcirculatory changes in the deep inferior epigastric artery perforator flap with laser doppler perfusion imaging. Ann. Plast. Surg. 67 (2), 139-142 (2011).
  43. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Tonseth, K. A. Microcirculatory evaluation of deep inferior epigastric artery perforator flaps with laser doppler perfusion imaging in breast reconstruction. J. Plast. Surg. Hand. Surg. 45 (3), 143-147 (2011).
  44. Booi, D. I., Debats, I. B. J. G., Boeckx, W. D., van der Hulsi, R. R. W. J. A study of perfusion of the distal free-tram flap using laser doppler flowmetry. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, 282-288 (2008).
  45. Hallock, G. G. Physiological studies using laser doppler flowmetry to compare blood flow to the zones of the free tram flap. Ann. Plast .Surg. 47 (3), 229-233 (2001).
  46. Collin, T. Image j for microscopy. Biotechniques. Suppl. 43 (1), 25-30 (2007).
  47. Hallock, G., Rice, D. Physiologic superiority of the anatomic dominant pedicle of the tram flap in a rat model. Plast. Reconstr. Surg. 96, 111-118 (1995).
  48. Ozmen, S., Ayhan, S., Demir, Y., Siemionow, M., Atabay, K. Impact of gradual blood flow increase on ischaemia-reperfusion injury in the rat cremaster microcirculation model. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (8), 939-948 (2008).
  49. Rucker, M., Vollmar, B., Roesken, F., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Microvascular transfer-related abrogation of capillary flow motion in critically reperfused composite flaps. Brit. J. Plast Surg. 55 (2), 129-135 (2002).
  50. Rucker, M., Kadirogullari, B., Vollmar, B., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Improvement of nutritive perfusion after free tissue transfer by local heat shock-priming-induced preservation of capillary flowmotion. J. Surg. Res. 123, 102-108 (2005).
  51. Rucker, M., et al. New model for in vivo quantification of microvascular embolization, thrombus formation, and recanalization in composite flaps. J. Surg. Res. 108 (1), 129-137 (2002).
  52. Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon. Plast. Reconstr. Surg. 128 (6), 685e-692e (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Laser-Doppler-imagingImageJ-analyseatraumatische klemmenbeoordeling van flapperfusiemeting van huidoverlevingchirurgische procedure
In situ Transversale rectusabdominis myocutane Flap: een rat model van myocutane ischemiereperfusieletsel
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.