Methodenartikel

Dithranol als een matrix voor Matrix Assisted Laser desorptie / ionisatie Imaging op een Fourier transform ion cyclotron resonantie spectrometrie

DOI:

10.3791/50733

⸱

26 november 2013

 ,  , 
1University of Victoria-Genome BC Proteomics Centre, University of Victoria, 2Department of Biochemistry and Microbiology, University of Victoria

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dithranol (DT, 1,8-dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-on) is eerder gerapporteerd als een MALDI matrix voor weefsel beeldvorming van kleine moleculen, protocollen voor het gebruik van DT voor de MALDI beeldvorming van endogene lipiden op de oppervlak van het weefsel secties door positieve-ion MALDI-MS op een ultrahoge resolutie quadrupool-FTICR instrument worden hier gegeven.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Massaspectrometrie imaging (MSI) bepaalt de ruimtelijke lokalisatie en verspreidingspatroon van verbindingen op het oppervlak van een weefselsectie, meestal via MALDI (matrix-assisted laser desorptie / ionisatie) gebaseerde analytische technieken. Nieuwe matrices voor kleine moleculen MSI, die de analyse van laag molecuulgewicht (MW) verbindingen verbeteren nodig. Deze matrices moeten verhoogde analyt signalen te bieden, terwijl het verminderen van MALDI achtergrond signalen. Bovendien, het gebruik van ultrahoge resolutie instrumenten, zoals Fourier transform ion cyclotron resonantie (FTICR) massaspectrometers, heeft de mogelijkheid om analyt signalen lossen van matrix signalen, en dit kan deels veel problemen in verband met de achtergrond afkomstig van de MALDI overwinnen matrix. De verlaging van de intensiteiten van de metastabiele matrix clusters door FTICR MS kan ook helpen om een ​​deel van de storingen in verband met matrix pieken op andere instrumenten te overwinnen. Hoge-resolutieinstrumenten zoals de FTICR massaspectrometers zijn voordelig omdat ze het verspreidingspatroon van veel stoffen tegelijk kan produceren, terwijl het toch het vertrouwen in de chemische identificaties. Dithranol (DT, 1,8-dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-on) is eerder gerapporteerd als een MALDI matrix voor weefsel beeldvorming. In dit werk, een protocol voor het gebruik van DT voor MALDI beeldvorming van endogene lipiden uit de oppervlakken van weefsel van zoogdieren secties, door positieve-ion MALDI-MS, op een ultrahoge resolutie hybride quadrupool FTICR instrument is verstrekt.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Massaspectrometrie imaging (MSI) is een analytische techniek die de ruimtelijke lokalisatie en verspreidingspatroon van verbindingen op het oppervlak van een weefselsectie 1,2. Matrix-assisted laser desorptie / ionisatie (MALDI) MSI voor de analyse van peptiden en eiwitten is gebruikt voor meer dan een decennium en zijn er grote verbeteringen in methoden voor monstervoorbereiding, detectie gevoeligheid, ruimtelijke resolutie, reproduceerbaarheid en dataverwerking 3,4 geweest. Door informatie uit histologisch gekleurde coupes en MSI experimenten pathologen kunnen de verdelingen van specifieke verbindingen correleren met pathofysiologisch interessante eigenschappen 5.

Het distributiepatroon van kleine moleculen, waaronder exogene drugs 6,7 en hun metabolieten 8-10 zijn ook ondervraagd door MALDI-MS weefsel beeldvorming 11. Lipiden zijn misschien wel de meest bestudeerde class van verbindingen met MALDI beeldvorming, zowel in de MS-12-17 en MS / MS 18 modes. Het gebruik van MALDI MSI kleine molecule beeldvorming beperkt door verscheidene factoren: 1) MALDI matrices zelf kleine moleculen (meestal m / z <500), die voorkomende ion signalen te genereren. Deze overvloedige signalen kunnen de ionisatie van kleine moleculen te analyseren onderdrukken en interfereren met hun detectie 19,20. Oplosmiddelvrije matrix coating 21, sublimatie matrix 22 en matrix vooraf bekleed MALDI MS 23 onder meer ontwikkeld om MSI kleine moleculen verbeteren.

Nieuwe matrices die de analyse van lage-MW verbindingen kunnen verbeteren, zijn van groot belang in klein-molecule MSI. Deze matrices moeten verhoogde analyt signalen met een verminderde matrix signalen. In de positieve-ion modus, 2,5-dihydroxybenzoëzuur (DHB) en α-cyaan-4-hydroxykaneelzuur (CHCA) zijn twee veelgebruikte MALDI MS matrices voor MSI 24 . De ideale matrix zou kleine kristallen te vormen, teneinde de ruimtelijke lokalisatie van de analyten te behouden. DHB neiging om grotere kristallen te vormen derhalve de toepassing van de matrix met sublimatie ontwikkeld gedeeltelijk ondervangen dit probleem en heeft het mogelijk het gebruik van deze matrix beeldvormend fosfolipiden 22,25. 9-aminoacridine is gebruikt voor MSI protische analyten in de positieve ion modus 26 en nucleotiden en fosfolipiden in de negatieve ion modus 26-29. 2-Mercaptobenzothiazole is gevonden efficiënte MALDI detectie van lipiden 30 geven, en is gebruikt voor de beeldvorming van muizenhersenen gangliosiden 31. De ultrahoge resolutie van Fourier transform ion cyclotron resonance (FTICR) massaspectrometers enigszins kan verlichten dit probleem op te lossen analyt signalen van matrix signalen 32. Een ander voordeel van het gebruik van FTICR-MS is dat de intensiteiten van de metastabiele matrix clusters verlaginged 33, waardoor ook deze storingen 27.

Het gebruik van dithranol (DT, 1,8-dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-on) als een MALDI matrix weefselweergave eerder gemeld 34. In deze huidige werk is een gedetailleerd protocol waarin het gebruik van DT voor de MSI van endogene lipiden op de oppervlakken van runderlens weefselsecties, in de positieve ion modus.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Tissue Snijden

  1. Flash-vries de specimens probleem, eenmaal geoogst, met behulp van vloeibare stikstof, versturen ze op droog ijs (of de scheepvaart nodig is), en bewaar ze bij -80 ° C tot weefsel snijden. (Als commerciële monsters worden gebruikt, zodat de monsters worden op deze manier bereid.)
  2. Snijd organen bij een beheersbare omvang van de MALDI doelgroep passen. Snij ongewenste delen van het orgel. Voor deze studie hier beschreven, zouden runder kalf lenzen decapsulated met behulp van een eerder beschreven procedure 35 voor weefsel snijden.
  3. Verwijder gehele organen uit de -80 ° C vriezer en zet ze op een cryogene weefsel snijden podium. Om een ​​rund kalf objectief vast te stellen, plaatst u een of twee druppels water op het weefsel snijden fase van een cryostaat. Plaats snel de lens in het water voordat het stolt. Alternatief kan optimale snijtemperatuur (OCT) verbindingen ook worden gebruikt om een ​​weefsel vast op het uitsnijden. Als oktober verbindingen gebruikt, een minimal bedrag van oktober moet worden toegepast en de zorg moeten worden genomen om ervoor te zorgen dat de cut weefselcoupes niet wordt verontreinigd met oktober verbindingen die kunnen interfereren met ionisatie en detectie van de analyten 5,36,37.
  4. Laat de temperatuur in de cryostaat equilibreren tot -18 ° C. Koudere of warmere temperaturen worden gebruikt voor zachtere en hardere weefsels, respectievelijk. Snijd vervolgens het weefsel equatoriaal in 20 micrometer dikke plakken. Gebruik 10-15 urn dikke plakken meeste weefsels, maar vanwege de kwetsbaarheid van runderen lensdoek werden 20 urn dikke plakjes gebruikt. Voor runderen lens weefsel, verwijder de eerste coupes en alleen gebruik maken van schijfjes die dicht bij of op het equatoriale vlak zijn.
  5. Als een oculaire lens weefsel wordt afgebeeld, gebruikt 1,5 pl mierenzuur (98% zuiverheid, LC-MS graad) op het oppervlak van een indiumtinoxide (ITO) bekleed glasplaatje voorbevochtigd.
  6. Breng zorgvuldig de weefselsecties aan het oppervlak van de ITO-coated glas microscopisch preparaat in de cryostaat. Het weefsel sectie zal snel ontdooien en zal stevig aangebracht op de dia oppervlak geworden. Meestal kan meerdere weefselcoupes op eenzelfde ITO-gecoate slide op deze wijze gemonteerd.
  7. Lyofiliseren de glijbaan voor 15 min voordat MALDI matrix toepassing.
  8. Voor matrix testen, los de individuele matrices in geschikte oplosmiddelen. Handmatig spot 1 pi van elke matrix oplossing op de weefselsectie. Bovendien, ter plaatse een klein-molecule kalibratie op het weefsel voor de verificatie van MALDI gevoeligheid.
  9. Voeg drie lesuren merken aan de ITO gecoat glas dia door te schrijven op het geleidende oppervlak van de ITO gecoat glas dia met een correctie-vloeistof pen. Neem een ​​optisch beeld van het weefsel dia met behulp van een flatbed scanner en sla het op in een geschikt formaat, zoals tiff of jpg.

2. Matrix Coating

2.1. Geautomatiseerde Matrix Coating

  1. Apply matrix oplossingen die acetonitril of gemengde acetonitril / water bevatten oplosmiddelen automatisch aan de oppervlakken van de weefselsecties met een Bruker ImagePrep of soortgelijke elektronische matrix spuit.
  2. Bedek de randen van het vooroppervlak van de ITO-gecoate glasplaatje met tape zodat de matrix niet laag de randen van de schuif. Dit zorgt ervoor dat de leer merktekens op het tegenoverliggende oppervlak kan worden gebruikt voor weefsel dia uitlijning. Bedek de randen van de dia met matrix als ze worden gebruikt als contactpunten voor de elektrische geleidbaarheid van de ITO-gecoate dia behouden.
  3. Coat het glaasje door twintig cycli van matrix coating (2-sec spray, 30-sec incubatie en 60-seconden droogtijd voor elke cyclus).

2.2. Handmatig Matrix Coating

  1. Als organische oplosmiddelen (bijv. chloroform en ethylacetaat) die onverenigbaar zijn met de productie-materialen van de elektronische matrix spuit zijn zijn requirood, gebruik dan een pneumatisch-assisted airbrush spuit om de matrix te passen. Voeg de voorbereide matrix oplossing voor het oplosmiddel reservoir van de airbrush pistool en breng een zachte stroming van onder druk stikstofgas prime de spray.
  2. Bedek de randen van het vooroppervlak van de ITO-beklede glasplaatjes met tape zodat de matrix niet laag de randen van de schuif. Dit zorgt ervoor dat de leer merktekens op het tegenoverliggende oppervlak kan worden gebruikt voor weefsel dia uitlijning. Bedek de randen van de dia met matrix als ze worden gebruikt als contactpunten voor de elektrische geleidbaarheid van de ITO-gecoate dia behouden.
  3. Na stabiele en fijne nevels zijn waargenomen, handmatig spuiten de matrix, zodat deze volledig bedekt de sectie weefsel. Breng de minimale hoeveelheid matrix oplossing die nodig is om nauwelijks nat het oppervlak tijdens elke cyclus om mogelijke analyt delocalisatie voorkomen. In het algemeen gebruiken ongeveer 10 cycli van matrix spray om vacht een sectie weefsel, het aantal cycli isafhankelijk van het weefseltype en matrixsamenstelling.

3. MALDI MS

  1. Bereid een massa ijkoplossing door verdunning van de "ES Tuning Mix" standaardoplossing met een factor 1:200 in 60:40 isopropanol: water (dat 0,1% mierenzuur in het uiteindelijke mengsel).
  2. Introduceer 2 pl / min van de verdunde "ES Tuning Mix" oplossing in de dual-mode elektrosprayionisatie (ESI) / MALDI ionenbron op de FTICR massaspectrometer, uit de ESI kant.
  3. Bedien de FTICR instrument in de positieve-ion ESI modus, met breedband detectie en een data-acquisitie grootte van 1024 kb / sec. Typische ESI parameters zijn capillaire elektrospray spanning, 3900 V; spuiten schild spanning 3600 V; vernevelaar gas (N 2) stroom, 2 L / min; droog gas (N 2) stromen en de temperatuur, 4 L / min en 200 ° C; skimmer 1 spanning, 15 V; time of flight (TOF), 0.009 sec, bij een botsing gas (Ar) stroom, 0,4 l / s; bron ion accumulatie tijd, 0.1 sec;en botsing cel ion accumulatie tijd, 0.2 sec. Stem de FTICR bedrijfsparameters om de analytische gevoeligheid via massabereik van m / z 200 tot 1.400 maximaliseren, met behoud goede tijd-domein free-inductieverval (FID) signalen. Typisch, de ICR operatie parameters zijn sidekick spanning, 8 V; sidekick offset spanning, 8 V; excitatie amplificatie van 10; excitatie puls tijd, 0,01-,015 sec; voorzijde val plaat spanning, 1,5 V; terug val plaat spanning, 1,6 V en analyzer ingang spanning, -4 V. Nadat is vastgesteld een reeks FTICR operatie parameters, het verwerven van de ESI massa spectra en het ijken van het instrument met de referentie-massa van de standaard verbindingen in de "ES Tuning Mix" oplossing.
  4. Afstemmen het instrument MALDI werking los verschillende 1 ui porties van een gemengde terfenadine en reserpine standaardoplossing in de matrix oplossing bij een concentratie van 1 uM elk en spot deze oplossingen direct op een van de tissue secties (dwz een test weefsel sectie) die op een ITO-gecoate glijbaan heeft gemonteerd. Plaats de ITO-gecoate glijbaan in een weefsel dia adapter (bijvoorbeeld een speciale MALDI doel) en laad de adapter uit het MALDI kant in de dubbele ESI / MALDI ionenbron. Optimaliseer de juiste MALDI bedrijfsparameters voor het laservermogen en het aantal laserschoten voor MALDI signaal accumulatie per massa scan, enz. Typerende MALDI bedrijfsparameters zijn: laserschoten, 50, en een MALDI plaat spanning van 300 V.
  5. Na tuning, het kalibreren, en het optimaliseren van het instrument voor MALDI-MSI experimenten, lijnt de fysieke locatie van een sectie weefsel af te beelden met zijn opgenomen optisch beeld binnen de imaging software. Gebruik de drie "correctie-vloeistof" merken, die eerder was gezet aan de andere kant van de ITO-gecoate glijvlak (stap 1.9), voor deze aanpassing met behulp van een drie-punts triangulatie methode.
  6. Voer een gelijktijdige ESI en MALDI werking zodat elke massaspectrum bevat de referentiemassa toppen van de "ES Tuning Mix" oplossing voor post-acquisitie interne massa kalibratie. Dit zal resulteren in de meest nauwkeurige massameting bij MALDI MS. Om dit te doen, eerst de ESI signaal verzwakken door het verlagen van de capillaire spanning totdat de MALDI signalen domineren de spectra terwijl de ESI kalibrant signalen zijn nog steeds hoog genoeg voor interne massa kalibratie.
  7. Next, het opzetten van een geautomatiseerd rastervelden methode voor laser bestraling. Definieer het weefsel regio's af te beelden en stel de juiste laser raster stapgrootte. Merk op dat kleinere raster stapgroottes bieden een hogere resolutie weefsel beelden, maar vereisen een aanzienlijk langere massaspectrale acquisitie tijd en meer opslagruimte voor gegevens. Het nummer van het beeld pixels is afhankelijk van de laser raster stapgrootte op te zetten en het weefsel grootte. Voor een typische runderen lens die een 1 cm 2 weefsel grootte heeft, is het een weefsel gewoonlijk uit ca. 5000 pixels als een laser raster stapgrootte van 200 urn wordt gebruikt op een FTICR instrument. Gebruik een "random spot" analyse, zoals deze voorkomt locatiegebaseerde vertekening als gevolg van de geleidelijke verzwakking van het signaal tijdens het experiment.

4. Data Analysis

  1. Kalibreer de MALDI spectra met behulp van interne kalibratie voor de eerste vergelijking en pieken voor MS / MS selecteren. De-isotoop en selecteer de monoisotoop pieken zoals eerder beschreven, met behulp van een aangepaste VBA script 38.
  2. Exporteer de resulterende monoisotoop piek lijsten en voer de gemeten m / z-waarden in de Metlin 39 en / of de HMDB 40 metabolome databases voor massa matching met de bibliotheek inzendingen. Beschouw de (M + H) +, (M + Na) + en (M + K) + ionen in de database zoeken, met een toegelaten massa van ± 1 ppm.
  3. Genereer MALDI afbeeldingen voor alle van de lipide entiteiten waargenomen over de hele sectie weefsel met behulp van IMAGe-analysesoftware, met een massa filter breedte van 1 ppm op de top.
  4. Zodra beelden zijn gegenereerd voor alle m / z waarden die overeenkomen met databasegegevens, het genereren van afbeeldingen voor alle andere pieken en om te zoeken naar unieke distributie patronen die later kan worden onderzocht.

5. Bevestiging van de identiteit van de Imaged Lipids

  1. Bevestigen de identiteit van de hoge overvloed lipiden, die karakteristiek fragment ionen die kunnen worden gedetecteerd met behulp van de FTICR instrument (bijv. 184,073 voor fosfolipiden), door MALDI-MS/MS hebben. Voer MALDI-MS/MS behulp botsingsgeïnduceerde dissociatie (CID) direct op het weefsel.
  2. Voor de lipide soorten die niet direct kan worden bevestigd door MALDI-MS/MS Gebruik een UPLC gekoppeld met een Q-TOF massaspectrometer 34.
    1. Handmatig ontleden aliquots met ~ 10 mg weefsel uit het gebied waar het van belang zijnde species is gelokaliseerd. Plaats deze weefsel monsters in 2ml centrifuge buizen.
    2. Meng elk weefsel monster in 250 ul van water, met behulp van een mixer molen met twee 5 mm RVS metalen ballen.
    3. Voeg 1 ml chloroform-methanol-oplossing (1:3, v / v) en vortex de buizen. Vervolgens centrifuge buizen met een microcentrifuge bij 12.000 xg gedurende 10 minuten.
    4. Verzamel de bovenstaande vloeistof en droog ze in een roterende snelheid vacuüm concentrator.
    5. Los de residuen in 100 ul 30:70 isopropanol: water. Injecteer een 10-pi aliquot op de kolom UPLC voor kleurscheiding met gradiëntelutie.
    6. Gebruik de chromatografische voorwaarden voor on-line lipide LC-MS/MS, die al eerder zijn gepubliceerd 34.
    7. Genereer geëxtraheerd ionenstroom (XIC) chromatogrammen met de theoretische m / z-waarden, met een venster van ± 50 ppm in de theoretische massa.
    8. Als authentieke verbindingen voor die lipiden zijn, overeenkomen met de retentietijd authentieke verbindingen met die van de overeenkomstigekomstige XIC pieken van de weefselmonsters. Wanneer de verbindingen zijn hetzelfde, moet de retentietijden en de MS / MS spectra passen.
  3. Als een authentieke verbinding niet beschikbaar is, gebruik dan de fragmentatie patroon van de gedetecteerde lipide een standaard MS / MS-spectrum van een metabolome databank zoals Metlin of HMDB passen. Gebruik de novo massaspectrum interpretatie een mogelijke structuur voor de lipide bepalen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Weefselmonsters die coupes en dooi gemonteerd op de ITO gecoat glas dia's moeten intact zijn, zonder zichtbare scheuren. Voor veel weefsels, directe weefsel dooi montage op een ITO gecoat glas dia is aanvaardbaar. Voor sommige specifieke weefsels zoals runderen lens, wordt uitgebreid scheuren van het weefsel vaak gezien als directe dooi montage wordt gebruikt (figuur 1a). Voorcoating van de ITO glasplaatje met ethanol of mierenzuur (figuur 1b) helpt om de integriteit van de we...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De belangrijkste overwegingen voor een succesvolle MALDI MSI zijn: 1) de voorbereiding weefsel, 2) matrix keuze; 3) matrix toepassing, en 4) interpretatie van gegevens en analyse. Als het monster en de matrix passende wijze bereid, wordt het MS data acquisitie geautomatiseerd. De gegevensanalyse van dergelijke experimenten is vrij arbeidsintensief.

Geschikte weefsels voorbereiding is cruciaal voor een succesvolle MALDI MSI experimenten. De bron van het weefsel en de behandeling kan een grote...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen graag Genome Canada en Genome British Columbia erkennen voor platform financiering en ondersteuning. We danken ook Dr Carol E. Parker voor kritische beoordeling van het manuscript en bewerken van hulp. CHL dankt ook de British Columbia Proteomics Netwerk voor ondersteuning.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Rat LeverPel-Freez Biologicals56023-2
Bovine Calf LensPel-Freez Biologicals57114-2Sample moet worden ontkapseld29 voor gebruik
Dithranol (DT)Sigma-Aldrich10608MALDI Matrix
α-Cyano-4-hydroxy-cinnamic Zuur (CHCA)Sigma-Aldrich70990MALDI Matrix
2,5-Dihydroxybenzoic Zuur (DHB)Sigma-Aldrich85707MALDI Matrix
ReserpineSigma-Aldrich83580
TerfenadineSigma-AldrichT9652
Formic ZuurSigma-Aldrich14265
Ammonium FormateSigma-Aldrich14266
Ammonium HydroxideSigma-Aldrich320145
Trifluoroacetic Zuur (TFA)Sigma-Aldrich302031
WaterSigma-Aldrich39253
MethanolSigma-Aldrich34860
AcetonitrileSigma-Aldrich34967
Ethyl AcetaatSigma-Aldrich34972
IsopropanolSigma-Aldrich34965
ChloroformSigma-Aldrich366927
AcetonSigma-Aldrich34850
EthanolCommercial Alcohols95%
ES Tuning MixAgilent TechnologiesG2431A
ITO Gecoate Glazen GlijbanenHudson Surface TechnologyPSI1207000Zorg ervoor dat monsters op de elektrisch geleidende kant worden geplaatst
Wite-Out Shake-N-Squeeze CorrectiepenBicWOSQP11
Airbrush SpuitIwataEclipse HP-CS
ImagePrepBruker249500-LS
MALDI adapterBruker235380

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chaurand, P., Stoeckli, M., Caprioli, R. M. Direct Profiling of Proteins in Biological Tissue Sections by MALDI Mass Spectrometry. Anal. Chem. 71, 5263-5270 (1999).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples. Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  3. Amstalden van Hove, E. R., Smith, D. F., Heeren, R. M. A. A concise review of mass spectrometry imaging. J. Chromatogr. A. 1217, 3946-3954 (2010).
  4. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of Tissue Specimens by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry in Biological and Clinical Research. Chem. Rev. Feb 11, (2013).
  5. Walch, A., Rauser, S., Deininger, S. -O., Höfler, H. MALDI imaging mass spectrometry for direct tissue analysis: a new frontier for molecular histology. Histochem. Cell Biol. 130, 421-434 (2008).
  6. Hsieh, Y., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for direct measurement of clozapine in rat brain tissue. Rapid Commun. Mass Spectrom. 20, 965-972 (2006).
  7. Trim, P. J., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization-ion mobility separation-mass spectrometry imaging of vinblastine in whole body tissue sections. Anal. Chem. 80, 8628-8634 (2008).
  8. Khatib-Shahidi, S., Andersson, M., Herman, J. L., Gillespie, T. A., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by imaging MALDI mass spectrometry. Anal. Chem. 78, 6448-6456 (2006).
  9. Atkinson, S. J., Loadman, P. M., Sutton, C., Patterson, L. H., Clench, M. R. Examination of the distribution of the bioreductive drug AQ4N and its active metabolite AQ4 in solid tumours by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21, 1271-1276 (2007).
  10. Drexler, D. M., et al. Utility of imaging mass spectrometry (IMS) by matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) on an ion trap mass spectrometer in the analysis of drugs and metabolites in biological tissues. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 279-288 (2007).
  11. Prideaux, B., Stoeckli, M. Mass spectrometry imaging for drug distribution studies. J. Proteomics. 75, 4999-5013 (2012).
  12. Sugiura, Y., Setou, M. Imaging Mass Spectrometry for Visualization of Drug and Endogenous Metabolite Distribution: Toward In Situ Pharmacometabolomes. J. Neuroimmune Pharmacol. 5, 31-43 (2009).
  13. Garrett, T. J., Yost, R. A. Analysis of intact tissue by intermediate-pressure MALDI on a linear ion trap mass spectrometer. Anal. Chem. 78, 2465-2469 (2006).
  14. Woods, A. S., Jackson, S. N. Brain tissue lipidomics: direct probing using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. AAPS J. 8, 391-395 (2006).
  15. Cha, S., Yeung, E. S. Colloidal graphite-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry and MSn of small molecules. 1. Imaging of cerebrosides directly from rat brain tissue. Anal. Chem. 79, 2373-2385 (2007).
  16. Burnum, K. E., et al. Spatial and temporal alterations of phospholipids determined by mass spectrometry during mouse embryo implantation. J. Lipid Res. 50, 2290-2298 (2009).
  17. Veloso, A., et al. Anatomical distribution of lipids in human brain cortex by imaging mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 329-338 (2011).
  18. Tanaka, H., et al. Distribution of phospholipid molecular species in autogenous access grafts for hemodialysis analyzed using imaging mass spectrometry. Anal. Bioanalyt. Chem. 400, 1873-1880 (2011).
  19. Lou, X., van Dongen, J. L., Vekemans, J. A., Meijer, E. W. Matrix suppression and analyte suppression effects of quaternary ammonium salts in matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry: an investigation of suppression mechanism. Rapid Comm. Mass Spectrom. 23, 3077-3082 (2009).
  20. Knochenmuss, R., Karbach, V., Wiesli, U., Breuker, K., Zenobi, R. The matrix suppression effect in matrix-assisted laser desorption/ionization: application to negative ions and further characteristics. Rapid Commun. Mass Spectrom. 12, 529-534 (1998).
  21. Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).
  22. Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. Sublimation as a Method of Matrix Application for Mass Spectrometric Imaging. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 1646-1652 (2007).
  23. Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).
  24. Fuchs, B., Süss, R., Schiller, J. An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research. Prog. Lipid Res. 49, 450-475 (2010).
  25. Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).
  26. Vermillion-Salsbury, R. L., Hercules, D. M. 9-Aminoacridine as a matrix for negative mode matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 16, 1575-1581 (2002).
  27. Hu, C., et al. Analytical strategies in lipidomics and applications in disease biomarker discovery. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 877, 2836-2846 (2009).
  28. Miura, D., et al. Ultrahighly sensitive in situ metabolomic imaging for visualizing spatiotemporal metabolic behaviors. Anal. Chem. 82, 9789-9796 (2010).
  29. Cerruti, C. D., Benabdellah, F., Laprevote, O., Touboul, D., Brunelle, A. MALDI Imaging and Structural Analysis of Rat Brain Lipid Negative Ions with 9-Aminoacridine Matrix. Anal. Chem. 84, 2164-2171 (2012).
  30. Astigarraga, E., et al. Profiling and Imaging of Lipids on Brain and Liver Tissue by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Using 2-Mercaptobenzothiazole as a Matrix. Anal. Chem. 80, 9105-9114 (2008).
  31. Whitehead, S. N., et al. Imaging mass spectrometry detection of gangliosides species in the mouse brain following transient focal cerebral ischemia and long-term recovery. PloS one. 6, e20808(2011).
  32. Cornett, D. S., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80, 5648-5653 (2008).
  33. Deininger, S. O., et al. Normalization in MALDI-TOF imaging datasets of proteins: practical considerations. Anal. Bioanalyt. Chem. 401, 167-181 (2011).
  34. Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a MALDI matrix for tissue imaging of lipids by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 84, 8391-8398 (2012).
  35. Han, J., Schey, K. L. MALDI Tissue Imaging of Ocular Lens α-Crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2990-2996 (2006).
  36. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  37. Chen, Y., et al. Imaging MALDI mass spectrometry of sphingolipids using an oscillating capillary nebulizer matrix application system. Meth. Mol. Biology. 656, 131-146 (2010).
  38. Han, J., et al. Towards high throughput metabolomics using ultrahigh field Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Metabolomics. 4, 128-140 (2008).
  39. Smith, C. A., et al. METLIN: a metabolite mass spectral database. Ther. Drug Monit. 27, 747-751 (2005).
  40. Wishart, D. S., et al. HMDB: a knowledgebase for the human metabolome. Nucleic Acids Res. 37, D603-D610 (2009).
  41. Hoteling, A. J., Erb, W. J., Tyson, R. J., Owens, K. G. Exploring the importance of the relative solubility of matrix and analyte in MALDI sample preparation using HPLC. Anal. Chem. 76, 5157-5164 (2004).
  42. Hoteling, A. J., Mourey, T. H., Owens, K. G. Importance of solubility in the sample preparation of poly(ethylene terephthalate. for MALDI TOFMS. Anal. Chem. 77, 750-756 (2005).
  43. Shroff, R., Rulísek, L., Doubsky, J., Svatos, A. Acid-base-driven matrix-assisted mass spectrometry for targeted metabolomics. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 106, 10092-10096 (2009).
  44. Eikel, D., et al. Liquid extraction surface analysis mass spectrometry (LESA-MS) as a novel profiling tool for drug distribution and metabolism analysis: the terfenadine example. Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 3587-3596 (2011).
  45. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Appl. Surf. Sci. 127 - 129, 226-234 (1998).
  46. O'Connor, P. B., Costello, C. E. Internal Calibration on Adjacent Samples (InCAS) with Fourier Transform Mass Spectrometry. Anal. Chem. 72, 5881-5885 (2000).
  47. Jing, L., Amster, I. J. An improved calibration method for the matrix-assisted laser desorption/ionization-Fourier transform ion cyclotron resononance analysis of 15N-metabolically- labeled proteome digests using a mass difference approach. Eur. J. Mass Spectrom. 18, 269-277 (2012).
  48. Zhang, L. -K., Rempel, D., Pramanik, B. N., Gross, M. L. Accurate mass measurements by Fourier transform mass spectrometry. Mass Spectrom. Rev. 24, 286-309 (2005).
  49. Clemis, E. J., et al. Quantitation of spatially-localized proteins in tissue samples using MALDI-MRM imaging. Anal. Chem. 84, 3514-3522 (2012).
  50. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry--looking beyond classical histology. Nat. Rev. Cancer. 10, 639-646 (2010).
  51. Oppenheimer, S. R., Mi, D., Sanders, M. E., Caprioli, R. M. Molecular analysis of tumor margins by MALDI mass spectrometry in renal carcinoma. J. Proteome Res. 9, 2182-2190 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Dithranol MatrixMALDI ImagingFTICR Mass SpectrometryLipid DetectionTissue SectioningMatrix ApplicationMass CalibrationInternal CalibrationImage GenerationSpatial Localization

Gerelateerde artikelen