Methodenartikel

Gebruik Caenorhabditis elegans Als een modelsysteem voor de Protein Homeostase studeren in een meercellige

DOI:

10.3791/50840

⸱

18 december 2013

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Life Sciences, National Institute for Biotechnology in the Negev, Ben-Gurion University of the Negev

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om de relatie tussen eiwithomeostase, stress en veroudering te bestuderen, hebben we veranderingen in eiwitvouwing gemonitord door eiwitdisfunctie, eiwitlocalisatie in de cel en eiwitstabiliteit op organismisch, cellulair en eiwitniveau te volgen, met behulp van de genetisch hanteerbare metazoa Caenorhabditis elegans als modelsysteem.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het vouwen en samenstellen van eiwitten is essentieel voor de eiwitfunctie, de langetermijngezondheid van de cel en de levensduur van het organisme. Historisch werd de functie en regulatie van eiwitvouwing in vitro bestudeerd, in geïsoleerde weefselkweekcellen en in eencellige organismen. Recente studies hebben verbanden ontdekt tussen eiwithomeostase (proteostase), metabolisme, ontwikkeling, veroudering en temperatuurwaarneming. Deze bevindingen hebben geleid tot de ontwikkeling van nieuwe hulpmiddelen voor het monitoren van eiwitvouwing in het modelmetazoënorganisme Caenorhabditis elegans. In ons laboratorium combineren we gedragsanalyses, beeldvorming en biochemische benaderingen met behulp van temperatuurgevoelige of natuurlijk voorkomende metastabiele eiwitten als sensoren van de vouwomgeving om eiwitmisvouwing te monitoren. Gedragsanalyses die geassocieerd zijn met het misvouwen van een specifiek eiwit, bieden een eenvoudige en krachtige uitlezing voor eiwitvouwing, waardoor genen en omstandigheden die de vouwing moduleren snel kunnen worden gescreend. Evenzo kan een dergelijk misvouwen worden geassocieerd met eiwitmislokalisatie in de cel. Het monitoren van eiwitlokalisatie kan daarom veranderingen in de cellulaire vouwcapaciteit benadrukken die optreden in verschillende weefsels, in verschillende ontwikkelingsstadia en bij veranderende omstandigheden. Ten slotte kunnen we met behulp van biochemische hulpmiddelen ex vivo de eiwitstabiliteit en -conformatie direct monitoren. Dus door gedragsanalyses, beeldvorming en biochemische technieken te combineren, kunnen we eiwitmisvouwing monitoren met de resolutie van het organisme, de cel en het eiwit, respectievelijk.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De interactie van de verschillende stappen van eiwitbiosynthese, zoals mRNA-transcriptie, verwerking en translatie, evenals eiwitvouwing, translocatie en assemblage/demontage, bepaalt de belasting van metastabiele eiwitten die afhankelijk zijn van de cellulaire eiwitkwaliteitscontrolemechanismen voor hun functie1. Het ontbreken of de storing van eiwitkwaliteitscontrolemechanismen kan daarom resulteren in de functionele achteruitgang van verschillende soorten cellulaire mechanismen en in het ontstaan van eiwitmisvouwingsziekten2-7. Wanneer de capaciteit van eiwitvouwing en opruimingsmechanismen in balans is met de belasting van metastabiele eiwitten, wordt eiwithomeostase (proteostase) bereikt, een toestand die uiteindelijk de accumulatie van misgevouwen eiwitten en aggregaatvorming binnen cellen voorkomt6. Accumulatie van misgevouwen eiwitten wordt gezien als het signaal dat stress-inducerbare transcriptiefactoren activeert, zoals hitteschokfactor (HSF-1), en resulteert in de activering van cyto-beschermende stressresponsen6,8.

Ons begrip van de functies van proteostasenetwerken in metazoa is voornamelijk afgeleid van in vitro reconstituaties en van observaties gemaakt met weefselkweekcellen en eencellige organismen9. Bijvoorbeeld, onderzoek naar moleculaire chaperones die eiwitbeschadiging voorkomen en oplossen, heeft zich gericht op biochemische en cellulair-biologische studies van de mechanismen van chaperone-gemedieerde eiwitvouwing, disaggregatie en translocatie10-13. In vergelijking daarmee is er beperkte informatie beschikbaar over de geïntegreerde functie van verschillende proteostasecomponenten in de verschillende cellen en weefsels van metazoa onder 'normale' groeiomstandigheden en in reactie op stress11. De ontdekking dat in C. elegans cellulaire eiwitkwaliteitscontrole ook cel-niet-autonoom kan worden gereguleerd, zoals blijkt uit experimenten die mutaties in de twee neuronen die temperatuur waarnemen, de activering van de hitteschokrespons kunnen blokkeren en de thermotolerantie verminderen, heeft de noodzaak aangetoond om proteostase-regulatie in meercellige organismen te bestuderen14-17. Wat echter ontbreekt, is een samenhangend beeld van hoe proteostasenetwerken, zoals de verschillende moleculaire chaperone-families, functioneren in de weefsels van een intact metazoon en hoe dynamisch deze netwerken zijn tijdens ontwikkeling en veroudering. Om dit doel te bereiken, zijn betrouwbare sensoren nodig voor het bewaken van proteoomonderhoud in levende dieren om de proteostatische capaciteit van verschillende cellen in een meercellig organisme tijdens ontwikkeling en veroudering te bepalen.

Voor een bepaald eiwit om als sensor van cellulaire proteostase te functioneren, moet het reageren op veranderingen in de cellulaire vouwomgeving terwijl het de vouwing van niet-gerelateerde eiwitten in de cel minimaal interfereert. Om het onderhoud en herstel van cellulaire proteostase in een levend organisme te onderzoeken, kunnen twee complementaire benaderingen die afhankelijk zijn van vouwingsensoren worden gebruikt. De eerste is gebaseerd op ontworpen vouwingsensoren, gebaseerd op experimenteel geïdentificeerde metastabiele eiwitten waarvan bekend is dat ze afhankelijk zijn van proteostase-machinerie, zoals vuurvlieg-luciferase18-20 of GFP gekoppeld aan een degron21-24. In de tweede benadering worden endogene metastabiele eiwitten, zoals temperatuurgevoelige (ts) of leeftijdsafhankelijke aggregatieve eiwitten die reageren op incrementele veranderingen in de cellulaire omgeving, getraceerd25-27. Ontworpen vouwingsensoren dienen geen essentiële biologische functie, maar bieden het voordeel dat ze detecteerbaar zijn door krachtige rapportage-assays, zoals GFP-gelabelde eiwitten, en kunnen worden gebruikt met veel verschillende cellulaire en diermodellen18. Echter, omdat het introduceren van een enkel vreemd eiwit de vouwomgeving kan beïnvloeden27, kunnen dergelijke polypeptiden de cellulaire proteostase-machinerie overbelasten. Alternatief, ontworpen vouwingsensoren die niet inheems zijn in de cel waarop ze rapporteren, kunnen niet worden beïnvloed door veranderingen in de proteostasecapaciteit van de cel. Bijvoorbeeld, een GFP-gelabelde proteasoomreportersubstraat vereiste ~90% van het proteasoom om geïnhibeerd te worden voordat een fenotype kon worden gedetecteerd23. In tegenstelling daarmee bieden endogene metastabiele eiwitten die afhankelijk zijn van de proteostase-machinerie van de cel het voordeel dat ze binnen het cellulaire gevoeligheidsbereik liggen. Echter, het functieverlies geassocieerd met het misvouwen van dergelijke eiwitten kan ook de celfunctie en organisma-levensvatbaarheid beïnvloeden. Hier zullen we ons concentreren op het gebruik van endogene C. elegans vouwingsensoren.

C. elegans is een goed gevestigd metazoa-model voor de studie van zowel ontwikkeling als veroudering dat veel geconserveerde biologische paden gebruikt en kan worden gebruikt om eiwitvouwing in de cel te volgen, door een combinatie van celbiologie, biochemische en genetische benaderingen. We hebben metastabiele eiwitten gebruikt als sondes van proteostatische capaciteit door veranderingen in hun fenotype, lokalisatie en stabiliteit te monitoren. Bovendien kunnen een verscheidenheid aan eiwitfuncties worden bestudeerd door eenvoudige gedragsanalyse. Evenzo treedt aanzienlijke mislokalisatie van eiwitten op wanneer cellulaire eiwitkwaliteitscontrolenetwerken niet kunnen aanpassen aan cellulaire eisen. Eiwitten kunnen gemakkelijk worden gevisualiseerd in cellen van levende dieren met behulp van fluorescentie-gelabelde eiwitten of via immunokleuring. Ten slotte is het mogelijk om eiwitexpressie en stabiliteit te monitoren met behulp van ex vivo methoden. Dit maakt snelle en eenvoudige screening van gedrags- en fysiologische veranderingen mogelijk, gekoppeld aan diepgaande analyse van eiwitlokalisatie en stabiliteit, wat het mogelijk maakt om proteostase-modifiers te monitoren. Door deze verschillende methoden te combineren, kan een breed beeld van de eiwitvouwomgeving van een cel worden verkregen. Inderdaad, deze strategie is met succes gebruikt om proteostase-verstoring te monitoren in C. elegans, gist, weefselkweek en bacter

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gebruik maken van gedragsanalyses om eiwitvouwing in een levend organisme te monitoren

1. Synchroniseren van dieren voor gedragsanalyses

  1. Volg standaardmethoden voor het onderhouden van C. elegans36, inclusief media- en platenvoorbereiding, voedselvoorbereiding en groeiomstandigheden voor dieren. Beheer de kweekcondities zorgvuldig, inclusief temperatuur (15-25 °C), populatiegrootte en voedselbeschikbaarheid. Gooi elke plaat weg die bacteriële of schimmelbesmetting vertoont.
  2. Pluk 15-30 embryo's, breng ze over naar nieuwe platen en kweek ze op de gewenste temperatuur (15-25 °C) gedurende de duur van het experiment. Als alternatief, zet 10-20 drachtige volwassenen op een plaat, laat ze 30-60 minuten eieren leggen en verwijder ze dan van de plaat. Zowel direct plukken van embryo's als het zetten van drachtige volwassenen zal enige variabiliteit in leeftijd geven (±6 uur). Om deze variabiliteit te verminderen, pluk ofwel embryo's in een specifiek stadium, bijvoorbeeld het kommastadium, ofwel zet 10-20 volwassenen die net beginnen eieren te leggen (dag 2 van volwassenheid). Vermijd synchronisatie door bleken waar mogelijk, aangezien deze behandeling stressvol is en proteostase kan beïnvloeden.
  3. Pluk gesynchroniseerde dieren, breng ze over naar een proefplaat voor scoren en gooi ze dan weg.

2. Bewegingsproef

Pluk gesynchroniseerde dieren en breng ze over naar een schone plaat op de gewenste temperatuur voor bewegingsscoren (15-25 °C). Score voor elke biologische replica >20 dieren en herhaal de proef minstens 3x per experimentele conditie. Gebruik de Wilcoxon Mann-Whitney rangsomtest om twee onafhankelijke experimentele omstandigheden te vergelijken.

  1. Om lichte bewegingsbeperking te meten, zet 5-7 dieren samen in het midden van een schone bacteriële laag en laat de dieren 2 min op de plaat bewegen. Dit tijdsinterval werd bepaald op basis van de tijd die 90% van de wildtype dieren nodig had om een cirkel van 1 cm te doorkruisen.
  2. Tel het aantal dieren dat geen cirkel van 1 cm doorkruiste (bijv. dat binnen een straal van 1 cm van het punt waarop ze werden geplaatst bleef) binnen 2 min als ongecoördineerd.
  3. Om ernstige bewegingsbeperking te meten, zet de dieren op een schone bacteriële laag.
  4. Fotograaf verschillende dieren op tijd nul (t=0) en weer 5 min later (t=5). Score dieren die na 5 min geen lichaamslengte zijn bewogen als verlamd.

3. Thermo-resistentie

  1. Pluk >20 gesynchroniseerde dieren en breng ze over naar een 24-wellplaat met 450 µl Heat Shock (HS) buffer (Tabel 1). Score voor elke biologische replica >20 dieren en herhaal de proef minstens 4x per experimentele conditie.
  2. Breng de 24-wellplaat over naar een verwarmd bad. HS temperatuur en duur zijn sterk afhankelijk van groeiomstandigheden, in het bijzonder de kweektemperatuur.
  3. Voeg 9 µl SYTOX oranje toe aan de HS buffer.
  4. Score overleving van dieren door de opname van kleurstof te controleren, met behulp van een fluorescerende stereomicroscoop met een TXR-filter. Dieren die de kleurstof hebben opgenomen, zijn dood. Gebruik de Wilcoxon Mann-Whitney rangsomtest om twee onafhankelijke experimentele omstandigheden te vergelijken.

Gebruik maken van immunokleuring en getagde eiwitten om eiwitvouwing in specifieke cellen te monitoren

4. Lokalisatie van eiwitten bewaken door middel van immunokleuring

  1. In het vereiste stadium, breng ten minste 30 dieren over in een Eppendorfbuisje met M9 buffer36.
  2. Was de dieren een paar keer met M9 buffer door een korte, lage snelheid centrifugatiestap uit te voeren (3.000 rpm/900 x g, 2 min) en opnieuw op te schorsen.
  3. Plaats de buisjes een paar minuten op ijs om af te koelen.
  4. Verwijder overtollig vocht en incubeer met 500 µl ijskoud 4% paraformaldehyde-oplossing (Tabel 2). De incubatietijd moet voor elk onderzochte eiwit worden gekalibreerd en zou rond de 5-30 min bij kamertemperatuur moeten zijn. Verlengde incubatie bij 4 °C kan ook worden uitgevoerd, maar dit kan de permeabilisatie van het monster verstoren.
  5. Was vaste dieren 3x met PBS-Tween (pH 7.2) buffer door centrifugatie (3.000 rpm, 1-2 min). De dieren kunnen in dit stadium enkele weken worden bewaard bij 4 °C.
  6. Verzamel de dieren door centrifugatie (3.000 rpm, 1-2 min).
  7. In de kap, verwijder het meeste supernatant en schud het pellet op in 1 ml β-mercaptoethanol (β-ME) oplossing (Tabel 2).
  8. Incubeer 37 °C overnacht met zacht schudden op een nutator.
  9. In de kap, was dieren 3x met PBS-Tween (pH 7.2) buffer.
  10. Schud de dieren op in 50-100 µl van PBS-Tween (pH 7.2). De dieren kunnen in dit stadium enkele weken worden bewaard bij 4 °C.
  11. Verzamel de dieren door centrifugatie (3.000 rpm, 1-2 min) en verwijder het meeste PBS-Tween buffer.
  12. Voeg 100-150 µl van collagenase-oplossing toe aan elke buis en incubeer bij 37 °C met krachtige agitatie (met be

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een aangetast vouwingsmilieu kan leiden tot eiwitmisvouwing en -aggregatie. Eiwitmisvouwing gaat gepaard met een veranderde conformatie en resulteert in verlies van eiwitfunctie. We gebruiken complementaire benaderingen om eiwitvouwing en -functie te monitoren in intacte dieren, specifieke cellen en eiwitextracten. Een intelligente keuze van vouwingssensor, gebaseerd op sterke gedrags- en cellulaire fenotypes die geassocieerd zijn met een bekende destabiliserende mutatie, kan vervolgens worden gebruikt om veranderingen i...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Probes van de cellulaire proteostasecapaciteit moeten zeer gevoelig zijn voor veranderingen in de vouwomgeving en gemakkelijk te volgen zijn om realtime beoordeling van de kwaliteitscontrolecapaciteiten van eiwitvouwing te kunnen bieden. Door metastabiele eiwitten te gebruiken als proeven van de proteostasecapaciteit, hebben we veranderingen in fenotype, subcellulaire eiwitlokalisatie en eiwitconformatie gemonitord. De hier gepresenteerde protocollen richten zich op fenotypen die verband houden met spiereiwitten, inclusi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle nematodensoorten die in dit werk werden gebruikt, werden ter beschikking gesteld door het Caenorhabditis Genetics Center, dat wordt gefinancierd door het NIH National Center for Research Resources (NCRR). De monoklonale antilichamen die door H.F. Epstein werden ontwikkeld, werden verkregen van de Developmental Studies Hybridoma Bank, ontwikkeld onder auspiciën van de NICHD en onderhouden door het Department of Biology, University of Iowa. N. Shemesh werd ondersteund door de Fay and Bert Harbour award. A.B.-Z. werd ondersteund door een Alon Fellowship van de Israeli Council for Higher Education, door een Marie Curie International Reintegration grant, en door subsidies van de Binational Science Foundation en de Israeli Science Foundation (subsidienummer 91/11).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Antibody staning and fiaxtionparaformaldehydeMerc8187151000
Tween-20 Bio-Rad1706531
CollagenaseSigmaC5138-100MG
DABCOMerc8034560100
Triton X-100Alfa AesarA16046
β -MESigma8057400250
BSADi Cam000-40-100
 Partial digest ChymotrypsinSigmaC4129-250MG
Thermo-resistanceSYTOX OrangeInvitrogenS11368
CholesterolAmaresco0433-250G
EQUIPMENT
M165 FC fluorescent stereoscopeLeicaTXR filter
EXi Blue Fluorescence Microscopy CameraQImagingEXI-BLU-R-F-M-14-C
ConfoCor 3/510 META confocal microscopeZeiss
Pellet pestlesSigmaZ359947-100EA
Pellet Pestle Cordless MotorKontesK749540-0000
MicroCL 17 Microcentrifuge SeriesThermo75002455Gekoeld,, 230 V 50/60 Hz, inclusief 24x 1.5/2.0 ml rotor met ClickSeal Biocontainment Lid

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Balch, W. E., Morimoto, R. I., Dillin, A., Kelly, J. W. Adapting proteostasis for disease intervention. Science. 319, 916-919 (2008).
  2. Arias, E., Cuervo, A. M. Chaperone-mediated autophagy in protein quality control. Curr. Opin. Cell. Biol. 23, 184-189 (2011).
  3. Tyedmers, J., Mogk, A., Bukau, B. Cellular strategies for controlling protein aggregation. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 11, 777-788 (2010).
  4. Walter, P., Ron, D. The unfolded protein response: from stress pathway to homeostatic regulation. Science. 334, 1081-1086 (2011).
  5. Finley, D. Recognition and processing of ubiquitin-protein conjugates by the proteasome. Annu. Rev. Biochem. 78, 477-513 (2009).
  6. Gidalevitz, T., Prahlad, V., Morimoto, R. I. The stress of protein misfolding: from single cells to multicellular organisms. Cold Spring Harb Perspect Biol. 3, (2011).
  7. Haynes, C. M., Ron, D. The mitochondrial UPR - protecting organelle protein homeostasis. J. Cell. Sci. 123, 3849-3855 (2010).
  8. Akerfelt, M., Morimoto, R. I., Sistonen, L. Heat shock factors: integrators of cell stress, development and lifespan. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol.. 11, 545-555 (2010).
  9. Prahlad, V., Morimoto, R. I. Integrating the stress response: lessons for neurodegenerative diseases from C. elegans. Trends Cell. Biol. 19, 52-61 (2009).
  10. Li, J., Soroka, J., Buchner, J. The Hsp90 chaperone machinery: conformational dynamics and regulation by co-chaperones. Biochim. Biophys. Acta. 1823, 624-635 (2012).
  11. Hartl, F. U., Bracher, A., Hayer-Hartl, M. Molecular chaperones in protein folding and proteostasis. Nature. 475, 324-332 (2011).
  12. Winkler, J., Tyedmers, J., Bukau, B., Mogk, A. Chaperone networks in protein disaggregation and prion propagation. J. Struct. Biol. 179, 152-160 (2012).
  13. Mayer, M. P. Gymnastics of molecular chaperones. Mol. Cell. 39, 321-331 (2010).
  14. Durieux, J., Wolff, S., Dillin, A. The cell-non-autonomous nature of electron transport chain-mediated longevity. Cell. 144, 79-91 (2011).
  15. Garcia, S. M., Casanueva, M. O., Silva, M. C., Amaral, M. D., Morimoto, R. I. Neuronal signaling modulates protein homeostasis in Caenorhabditis elegans post-synaptic muscle cells. Genes Dev. 21, 3006-3016 (2007).
  16. Prahlad, V., Cornelius, T., Morimoto, R. I. Regulation of the cellular heat shock response in Caenorhabditis elegans by thermosensory neurons. Science. 320, 811-814 (2008).
  17. Bar-Lavan, Y., Kosolapov, L., Frumkin, A., Ben-Zvi, A. Regulation of cellular protein quality control networks in a multicellular organism. FEBS J. 279, 526-531 (2012).
  18. Gupta, R., et al. Firefly luciferase mutants as sensors of proteome stress. Nat. Methods. 8, 879-884 (2011).
  19. Rampelt, H., et al. Metazoan Hsp70 machines use Hsp110 to power protein disaggregation. EMBO J. 31, 4221-4235 (2012).
  20. Winkler, J., Tyedmers, J., Bukau, B., Mogk, A. Hsp70 targets Hsp100 chaperones to substrates for protein disaggregation and prion fragmentation. J. Cell. Biol. 198, 387-404 (2012).
  21. Kim, Y. I., Burton, R. E., Burton, B. M., Sauer, R. T., Baker, T. A. Dynamics of substrate denaturation and translocation by the ClpXP degradation machine. Mol. Cell. 5, 639-648 (2000).
  22. Hamer, G., Matilainen, O., Holmberg, C. I. A photoconvertible reporter of the ubiquitin-proteasome system in vivo. Nat. Methods. 7, 473-478 (2010).
  23. Bence, N. F., Sampat, R. M., Kopito, R. R. Impairment of the ubiquitin-proteasome system by protein aggregation. Science. 292, 1552-1555 (2001).
  24. Dantuma, N. P., Lindsten, K., Glas, R., Jellne, M., Masucci, M. G. Short-lived green fluorescent proteins for quantifying ubiquitin/proteasome-dependent proteolysis in living cells. Nat. Biotechnol. 18, 538-543 (2000).
  25. Brown, C. R., Hong-Brown, L. Q., Welch, W. J. Correcting temperature-sensitive protein folding defects. J. Clin. Invest. 99, 1432-1444 (1997).
  26. Van Dyk, T. K., Gatenby, A. A., LaRossa, R. A. Demonstration by genetic suppression of interaction of GroE products with many proteins. Nature. 342, 451-453 (1989).
  27. Gidalevitz, T., Ben-Zvi, A., Ho, K. H., Brignull, H. R., Morimoto, R. I. Progressive disruption of cellular protein folding in models of polyglutamine diseases. Science. 311, 1471-1474 (2006).
  28. Ben-Zvi, A., Miller, E. A., Morimoto, R. I. Collapse of proteostasis represents an early molecular event in Caenorhabditis elegans aging. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 14914-14919 (2009).
  29. Burkewitz, K., Choe, K., Strange, K. Hypertonic stress induces rapid and widespread protein damage in. C. elegans. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 301, 566-576 (2011).
  30. Alavez, S., Vantipalli, M. C., Zucker, D. J., Klang, I. M., Lithgow, G. J. Amyloid-binding compounds maintain protein homeostasis during ageing and extend lifespan. Nature. 472, 226-229 (2011).
  31. David, D. C., et al. Widespread protein aggregation as an inherent part of aging in C. elegans. PLoS Biol. 8, (2010).
  32. Eremenko, E., Ben-Zvi, A., Morozova-Roche, L. A., Raveh, D. Aggregation of human S100A8 and S100A9 amyloidogenic proteins perturbs proteostasis in a yeast model. PLoS One. In press, (2013).
  33. Gidalevitz, T., Krupinski, T., Garcia, S. M., Morimoto, R. I. Destabilizing protein polymorphisms in the genetic background direct phenotypic expression of mutant SOD1 toxicity. PLoS Genet. 5, (2009).
  34. Silva, M. C., et al. A genetic screening strategy identifies novel regulators of the proteostasis network. PLoS Genet.. 7, (2011).
  35. Prahlad, V., Morimoto, R. I. Neuronal circuitry regulates the response of Caenorhabditis elegans to misfolded proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 14204-14209 (2011).
  36. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , 1-11 (2006).
  37. Gengyo-Ando, K., Kagawa, H. Single charge change on the helical surface of the paramyosin rod dramatically disrupts thick filament assembly in Caenorhabditis elegans. J. Mol. Biol. 219, 429-441 (1991).
  38. Clark, S. G., Shurland, D. L., Meyerowitz, E. M., Bargmann, C. I., vander Bliek, A. M. A dynamin GTPase mutation causes a rapid and reversible temperature-inducible locomotion defect in C. elegans. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.. 94, 10438-10443 (1997).
  39. Hsu, A. L., Murphy, C. T., Kenyon, C. Regulation of aging and age-related disease by DAF-16 and heat-shock factor. Science. 300, 1142-1145 (2003).
  40. Morley, J. F., Morimoto, R. I. Regulation of longevity in Caenorhabditis elegans by heat shock factor and molecular chaperones. Mol. Biol. Cell. 15, 657-664 (2004).
  41. Morimoto, R. I. Proteotoxic stress and inducible chaperone networks in neurodegenerative disease and aging. Genes Dev. 22, 1427-1438 (2008).
  42. Taylor, R. C., Dillin, A. Aging as an event of proteostasis collapse. Cold Spring Harb. Perspect. Biol.. 3, (2011).
  43. Tissenbaum, H. A. Genetics, Life Span, Health Span, and the Aging Process in Caenorhabditis elegans. J. Gerontol. A. Biological Sci. Med. Sci. 67, 503-510 (2012).
  44. Hosono, R., Mitsui, Y., Sato, Y., Aizawa, S., Miwa, J. Life span of the wild and mutant nematode Caenorhabditis elegans. Effects of sex, sterilization, and temperature. Exp. Gerontol. 17, 163-172 (1982).
  45. Madi, A., et al. Mass spectrometric proteome analysis for profiling temperature-dependent changes of protein expression in wild-type Caenorhabditis elegans. Proteomics. 3, 1526-1534 (2003).
  46. Herndon, L. A., et al. Stochastic and genetic factors influence tissue-specific decline in ageing C. elegans. Nature. 419, 808-814 (2002).
  47. Barral, J. M., Hutagalung, A. H., Brinker, A., Hartl, F. U., Epstein, H. F. Role of the myosin assembly protein UNC-45 as a molecular chaperone for myosin. Science. 295, 669-671 (2002).
  48. Melkani, G. C., Bodmer, R., Ocorr, K., Bernstein, S. I. The UNC-45 chaperone is critical for establishing myosin-based myofibrillar organization and cardiac contractility in the Drosophila heart model. PLoS One. 6, (2011).
  49. Gosai, S. J., et al. Automated high-content live animal drug screening using C. elegans expressing the aggregation prone serpin alpha1-antitrypsin Z. PLoS One. 5, (2010).
  50. Cohen, E., Bieschke, J., Perciavalle, R. M., Kelly, J. W., Dillin, A. Opposing activities protect against age-onset proteotoxicity. Science. (313), 1604-1610 (2006).
  51. Cohen, E., et al. Reduced IGF-1 signaling delays age-associated proteotoxicity in mice. Cell. 139, 1157-1169 (2009).
  52. Shemesh, N., Shai, N. Ben-Zvi A (2013) Germline stem cell arrest inhibits the collapse of somatic proteostasis early in Caenorhabditis elegans adulthood. Aging Cell. 12 (2013), 814-822 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

GedragsassaysimmunofluorescentiemicroscopieWestern blot analyseassay voor temperatuurgevoeligheideiwitmisfoldingproteostase monitoringanimalsynchronisatiecollagenasedigestie

Gerelateerde artikelen