We beschrijven een multi-angle rotatie optische beeldvorming (Maroi) systeem voor in vivo kwantificatie van een fluorescerende marker door saposine C (SAPC)-dioleoylfosfatidylserine (DOPS) nanovesicles geleverd. Gebruikmakend muismodellen van kanker en artritis, laten we zien hoe de Maroi signaalverloop analyse kan worden gebruikt voor een nauwkeurige kartering en biologische karakterisering van ziekteprocessen.
Methodenartikel
In vivo optische beeldvorming van hersentumoren en artritis met fluorescerende SAPC-DOPS nanovesicles
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
We beschrijven een multi-angle rotatie optische beeldvorming (Maroi) systeem voor in vivo opvolging van pathofysiologische processen gelabeld met een fluorescente marker. Muismodellen (hersentumor en artritis) werden gebruikt om de bruikbaarheid van deze methode te evalueren. Saposine C (SAPC)-dioleoylfosfatidylserine (DOPS) nanovesicles getagd met CellVue Maroon (CVM) fluorofoor werden intraveneus toegediend. Dieren werden vervolgens in de roterende houder (MARS) van de in vivo imaging systeem. Beelden werden in 10 ° stappen verworven meer dan 380 °. Een rechthoekige regio van belang (ROI) werd over de volle breedte afbeelding geplaatst op de modelziekte website. Binnen de ROI, en voor elk beeld, werd de gemiddelde fluorescentie-intensiteit berekend mits achtergrond aftrek. In de muismodellen onderzocht werden de gemerkte nanovesicles opgenomen in zowel de orthotope en transgene hersentumoren, en de artritische plekken (tenen en enkels). Curve analyse van de multi angle image ROI bepaald de hoek met het sterkste signaal. Zo is de optimale hoek voor beeldvorming elke ziekte plaats werd gekarakteriseerd. De Maroi toegepast op beeldvorming van fluorescente verbindingen is een niet-invasieve, economische en nauwkeurig hulpmiddel in vivo kwantitatieve analyse van de ziektetoestanden beschreven muismodellen.
Inleiding
Hele dier beeldvorming is uitgegroeid tot een krachtig hulpmiddel in de studie van dierlijke fysiopathologie. Onder de huidige beeldvormende systemen, de MS FX PRO stelt onderzoekers in staat om nauwkeurig te visualiseren fluorescent gelabelde (of lichtgevende) verbindingen en / of weefsels in levende muizen, en tegelijkertijd krijgen röntgenbeelden. Met de onlangs geïntroduceerde multimodale rotatie dierlijke (MARS) volledig geautomatiseerde rotatie van de muis wordt bereikt om zowel fluorescerend / luminescente en röntgenbeelden op specifieke hoeken vastleggen 1. Beeldacquisitie kan zodanig zijn dat opeenvolgende reeks beelden kunnen worden vastgelegd op specifieke, incrementele hoeken zo klein als 1 ° worden geprogrammeerd. Hierdoor kan men de optimale oriëntatie van het dier, dat wil zeggen identificeren. waarin de afstand tussen de intern gegenereerde fluorescent / luminescent signaal en detectie-inrichting van het systeem is de kortste. Dit op zijn beurt maakt nauwkeurige herpositionering van het dier voor verdere beeldvorming sessions tijdens longitudinale studies.
In dit rapport beschrijven we de implementatie van een multi-angle rotatie optische beeldvorming (Maroi) systeem voor in vivo kwantificatie van fluorescente marker intensiteit. Maroi signaalverloop analyse kan worden gebruikt in longitudinale studies directe correlatie van fluorescentiesignaal verdeling nauwkeurig in kaart zieke sites of biologische processen plaats.
Dit systeem werd gebruikt voor het bewaken van de absorptie van fluorescent gelabelde SAPC-DOPS nanovesicles door orthotope en spontane tumoren, alsmede door artritis foci in levende muizen; verstrekte multispectrale en multimodale datasets afkomstig van volledige rotatie dekking van de dieren. Onder de talrijke fluorescente probes beschikbaar voor in vivo beeldvorming, die emitteren in het nabije infrarood en ver-rode spectrale gebieden verlenen de laagste interferentie met de huid en weefsels, en bieden de hoogste penetratie en het resolution. We gebruikten CellVue Maroon (CVM) 2,3, een ver-rood fluorescerende cel linker (Ex 647/Em 667), om SAPC-DOPS (SAPC-DOPS-CVM) 4-12 labelen.
Protocol
Ethiek verklaring van het gebruik van dieren. Alle dierlijke studies werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite van de Universiteit van Cincinnati (IACUC Protocol Number: 11-05-05-02) en de Cincinnati Children's Hospital Research Foundation (Dierenwelzijn Assurance nummer A3108-01). Alle experimenten met muizen volgden het dier zorg richtlijnen van de Universiteit van Cincinnati en de Cincinnati Children's Hospital Research Foundation.
1. Bereid Animal Models
Opmerking: Drie verschillende diermodellen hieronder beschreven werden gebruikt in onze eerdere studies:
- Orthotopische hersentumor muis: Gebruik nu / nu athymische vrouwelijke muizen die intracranially zijn ingespoten met menselijke U87-AEGFR-Luc cellen. Deze muizen ontwikkelen een agressieve tumor met typische kenmerken van de menselijke glioblastoma.
- Genetisch gemanipuleerde hersentumor muismodellen 13: Kweek Mut3 (GFAP-cre; Nf1loxP / +; Trp53-/ +) mannelijke muizen met Trp53loxP/loxP; PtenloxP / loxP vrouwtjes Mut6 muizen genereren (GFAP-cre; Nf1loxP / +; Trp53-/loxP; PtenloxP / +). Handhaaf Mut3 muizen in B6CBAF1 / J stam door het fokken mannelijke Mut3 muizen met vrouwelijke B6CBAF1 / J muizen. Genotype de muizen tussen P9 en P12 en bevestig de genotypes na het oogsten van hun weefsels.
- K / BXN artritis Gebruik C57BL/6J muizen die intraperitoneaal zijn toegediend met 150 pi sera van KRN x NOD F1 muizen. Deze muizen ontwikkelen artritis 24-48 uur na sera injectie. Beeldvorming van de artritis muizen wordt uitgevoerd op dag 7 na sera administratie, een tijdstip waarop muizen vertonen openlijke macroscopische artritis. Muizen worden geëvalueerd met behulp van de in de volgende stap criteria.
- Evaluatie van muismodellen voor macroscopische artritis volgens een artritis index macroscopisch scoringssysteem als volgt: 0 = geen detecteerbare artritis, 1 = zwelling en / of roodheid van poot of een cijfer, 2 = twee betrokken gewrichten, 3 = drie gewrichten opschorved, en 4 = ernstige artritis van de gehele poot en cijfers. De artritis scoresysteem wordt gebruikt om het aantal gewrichten aangetast en de ernst van artritis in de muis poten bepalen. Zelfs muizen met de hoogst mogelijke score artritis vertonen zelden tekenen van immobiliteit. Echter, artritis is bewaakte 3x/week en muizen in overmatige pijn (zoals ernstige immobiliteit van gezwollen poten die voedsel en water remt) worden opgeofferd.
- Opmerking: Vloeistoffen IV geïnjecteerd in de muis staart ader hebben steriliteit gehandhaafd gedurende het experiment. Schone, steriele, disposable spuiten en flacons worden gebruikt voor studie oplossing bereiding en toediening.
2. Bereiding van fluorescent-gelabelde SAPC-DOPS nanovesicles
- SAPC eiwitproductie: Recombinant SAPC eiwit met exacte menselijke SAPC sequentie werd in E. geproduceerd coli cellen zoals eerder beschreven modificaties 4.SAPC werd geprecipiteerd met ethanol gevolgd door hogedrukvloeistofchromatografie zuiveringen. Na vriesdrogen werd droog SAPC gebruikt en de concentratie werd bepaald door het gewicht.
- Meng SAPC eiwit zoals eerder beschreven 7,10,11. Mix DOPS (0,18 mg) en CVM (0,03 mg) in een glazen buis en gebruiken stikstofgas om vetoplossers verdampen.
- Voeg SAPC eiwitpoeder (0,32 mg) aan het mengsel, opschorten het droge mengsel in 1 ml PBS buffer en bad ultrasone trillingen gedurende ongeveer 15 minuten zoals eerder beschreven 7,10,11. Laat vervolgens de suspensie door een Sephadex G25 kolom (PD-10) om gratis CVM kleurstof te verwijderen. Excitatie en emissie maxima van het eindproduct, namelijk SAPC-DOPS CVM nanovesicles, zijn 653 nm en 677 nm respectievelijk.
3. Imaging
- Gebruik hersentumor en artritis muismodellen (beschreven in stap 1) tot het Maroi systeem te testen. Verdoven muizen te bewerkstelligen met 2% isofluraan. 1-2% isofluraan is maintained voor de duur van de beeldvormende procedure. Warme lucht wordt continu en voorzichtig afgeleverd in de beeldvorming kamer gedurende de duur van beeldvorming. Een bolletje steriele kunsttranen zalf op elk oog van de muis om dekking en smeer het oog. Plaats muizen in het MARS systeem plaatsen van de muizen in een liggende positie met de rug eerst gericht op de camera (figuur 1). Kalibreer de MARS 380 ° steun film en de positie van de muis met behulp van de rotatie-software in het tabblad Bruker MI protocol. Verkrijgen basislijn beelden van muizen voor SAPC-DOPS CVM toediening op de hieronder beschreven wijze.
- Injecteer 200 ui van SAPC-DOPS CVM intraveneus in de staartader van de muis. Dienen aan muizen en artritis of de hersenen tumor-dragende muizen beheersen.
- Afbeelding muizen 24 uur na injectie en weer op 7-9 dagen na de injectie door middel van fluorescentie (25 sec belichtingstijd) en X-ray (10 sec belichtingstijd) images in stappen van 10 ° over een cursus van 380 °, het creëren van een kleine overlapping om ervoor te zorgen dat er geen gaten in de rotatie-dataset. Met behulp van Bruker MI software, superimpose fluorescerende op X-ray beelden voor anatomische lokalisatie.
4. Beeldanalyse
- Teken een rechthoekige ROI omvat de breedte van het gezichtsveld (FOV) van de ziekteplaats (tumor en artritis). De ROI moet groot genoeg zijn om de functie ziekte binnen het ZV houden wanneer het dier beweegt tijdens de 380 ° rotatie. Voor hersentumor muizen (orthotopic en transgene modellen), maken gebruik van dezelfde rechthoekige ROI op elke tumor model en zijn drie (3) respectieve controle muizen voor alle tijdstippen (baseline, 24 uur, en 9 dagen). De positionering van de rechthoekige ROI voor elke muis wordt behouden over alle tijdstippen door het gebruik van anatomische oriëntatiepunten op overeenkomstige X-ray beelden van elk dier. De anatomische landmark (s) die op de tumor model moet worden gebruikt place identieke rechthoekige ROI op respectieve controles elk model. Anatomische oriëntatiepunten vastgesteld op de X-ray beelden waardoor consistente ROI plaatsing onder de basis van de schedel en het achterste deel van het jukbeen. Zij worden gevisualiseerd aan de rechter en linker laterale schedel in het beeld posterior-anterior (PA).
- Na de automatische achtergrond aftrekken, bepalen de gemiddelde fluorescentie-intensiteit voor elk beeld. De fluorescentie afbeeldingen omzetten in fotonen / s / mm 2 met behulp van Bruker MI beeldbewerkingssoftware. Teken de fluorescentie waarden als functie van de beeldvormende hoeken, en gelden als error bars de standaarddeviatie van de gemiddelde fluorescentie waarden verkregen uit controle muizen met Excel of andere grafische software.
Resultaten
We tonen hier dat SAPC-DOPS nanovesicles gelabeld met een ver-rode kleurstof (CVM) specifiek accumuleren in orthotope en spontane muis hersentumoren, alsook in artritische gewrichten van K / BXN muizen. Seriële fluorescentie / röntgenbeelden verkregen van een ROI geplaatst over elk ziekteplaats in volledige rotaties van de muizen werden onderworpen aan Maroi curve analyse, die de optimale imaging hoek met de hoogste fluorescentie-intensiteit geopenbaard.
Het primaire doel volgens de MARS systeem is de optimale hoek van fluorescentie bepalen zodat de meest nauwkeurige metingen kunnen worden verricht. Representatieve resultaten van drie experimenten met muizen met hersentumoren of artritis getoond. Met SAPC-DOPS CVM en MARS (figuur 1), het best mogelijke beeld hoek voor het observeren van de tumor of ontsteking als gevolg van artritis werd bepaald. Fluorescentiebeelden, gevolgd door een X-ray overname werden verworven om de 10 °tijdens een 380 ° rotatie van de muis. Fluorescentie beelden werden bedekt op de bijbehorende X-ray beelden voor het display en rotatie film generatie.
Resultaten van de orthotope hersentumor model worden gedemonstreerd in Figuur 2. De fluorescentie beeld van een representatief orthotope tumordragende muizen (Ortho1) wordt getoond in Figuur 2A. De optimale beeldhoek voor dit dier is 10 °, de positie waar het foton fluorescentie-intensiteit het grootst (figuur 2B). Metingen werden genomen vóór de injectie met SAPC-DOPS-CVM (baseline) en 24 uur na de injectie. Controlemuizen (tumorvrij) een soortgelijke behandeling.
Figuur 3 toont vergelijkbare gegevens van de genetisch gemanipuleerde hersentumor muismodel. De fluorescentie beelden en foton metingen werden genomen vóór de injectie met SAPC-DOPS-CVM (baseline) en 24 uur (Figuren 3A en 3B) en 9 dagen (figuur 3C) na injectie. Deze grafieken laten zien dat de optimale beeldvorming hoek in het tumor-dragende dieren (Tumor Mut49) is 20 ° 24 uur na de injectie, maar verandert in 10 ° 9 dagen na de injectie. Dit suggereert dat fluorescentiesignaal verandering gecorreleerd met morfologische veranderingen, waarschijnlijk als gevolg van tumorgroei.
Zoals getoond in Tabel 1, de Maroi methode duidelijk dat het fluorescentiesignaal af voor projecties bij toenemende draaiing van het optimale imaging hoek. Bij hersentumoren, een 7% gemiddelde afname in fluorescerend signaal werd verkregen als fysieke oriëntatie van het dier was ± 10 ° ten opzichte van de optimale beeldvorming hoek. Een gemiddeld 21% afname in fluorescentiesignaal werd gemeten bij ± 20 °. Dus relatief kleine offsets de optimale hoek kan leiden tot aanzienlijke signaalverzwakking. Gebruik makend van de Maroi techniek voor het positioneren zullen inve toestaanstigators meer consistente en betrouwbare gegevens.
De Maroi methode werd uiteindelijk gebruikt om de gerichtheid van artritis gewrichten door SAPC-DOPS CVM 24 uur na SAPC-DOPS CVM-injectie te evalueren. Dit dier scoorde 3 met drie artritis gewrichten. Fluorescentie afbeeldingen van teen en enkel van de artritische muis zijn getoond in Figuren 4A en 4B. Overeenkomstige foton metingen bij 10 ° rotatie intervallen in een grafiek weergegeven in figuur 4C en 4D. De optimale imaging hoeken gevonden teen en enkel zijn 140 ° en 120 °, resp.
Samengevat, de combinatie van het Maroi systeem met fluorescerende SAPC-DOPS nanovesicles vertegenwoordigt een niet-invasieve, nauwkeurige en gevoelige strategie voor levende beeldvorming, die zorgt voor kwantitatieve studies van tumor progressie en artritis bij gezelschapsdieren. De mogelijkheid van het verwerven van een 360 ° multimodale beeldvorming dataset aanzienlijk improves data analyse en interpretatie, in vergelijking met wat haalbaar is met behulp van een enkele hoek beeldvormende technieken.
Tabel 1. Optimale beeldvorming hoeken voor elke muis model. De verschillen tussen de hoek van de maximum foton fluorescentie (FLR optimale hoek) en de standaard anatomische hoek (X-ray) kan worden gezien. Wanneer deze twee invalshoeken steeds anders, het gemeten signaal aanzienlijk verandert. Klik hier voor grotere afbeelding .
Figuur 1. Multi-angle rotatie optische beeldvorming (Maroi) apparaat. Klik hier voor grotere afbeelding .
Figuur 2. Fluorescentie signaal versus beeldhoek in een orthotope hersentumor muismodel. (A). Afbeelding van de piek fluorescentiesignaal op het optimale beeld hoek van 10 °. De blauwe doos toont de ROI gebruikt om de uitgezonden fotonen kwantificeren. (B). Grafiek van de beeldhoek versus fotonemissie. De vertegenwoordiger orthotopic tumor-dragende muizen (Ortho1) wordt getekend tegen de gemiddelde fluorescentie waarden uit identieke ROI in drie nontumor muizen. Metingen werden genomen bij aanvang (voor injectie) en 24 uur na injection. Fout balken geven standaarddeviatie. Klik hier voor grotere afbeelding .
Figuur 3. Fluorescentie signaal versus beeldhoek in een spontane hersentumor van een genetisch gemanipuleerde muis model. (A). Afbeelding van de piek fluorescente signaal van ROI 1 (bovenste blauwe doos) op de optimale beeldhoek van 20 °. (B) en (C). Grafieken van de beeldhoek versus fotonemissie van ROI 1. Waarden uit een vertegenwoordiger spontane hersentumor-dragende muizen, Tumor-Mut 49, in een grafiek weergegeven tegen gemiddelde waarden van drie niet tumor muizen. Metingen werden genomen bij basislijn (voor injectie) en 24 uur (B) en 9 dagen (C) na injectie. Fout b ars vertegenwoordigen standaarddeviatie. Klik hier voor grotere afbeelding .
Figuur 4. Fluorescentiesignaal versus beeldhoek in een muis met artritis van de teen en enkelgewrichten. (A) en (B). Beelden die de piek fluorescerende signaal voor de tenen (A) en enkelgewrichten (B), binnen de in de rode doos ROI. (C). Grafiek van de hoek versus betekenen foton emissie voor de teen. Peak fotonemissie kan gezien worden onder een hoek van 140 ° (D) Grafiek van hoek versus betekenen foton emissie voor de enkel..; maximale intensiteit plaatsvindt onder een hoek van 120 °.target = "_blank"> Klik hier voor grotere afbeelding.
Discussie
Nauwkeurige bepaling van de locatie en de omvang van solide tumoren en inflammatoire foci bij reumatische aandoeningen is van cruciaal belang om een adequate behandeling te implementeren en opvolgen ziekteprogressie of kwijtschelding. Terwijl waardevolle, de huidige grafische strategieën (X-stralen, MRI, echografie, X-ray tomografie) onvolledige beoordeling van de status van de ziekte. Zo wordt artritis gewrichtsschade gewoonlijk bepaald door X-stralen, die gegevens over botstructuur maar niet op zacht weefsel ontsteking en vernietiging, kenmerkend vroege stadia van de ziekte bepaalt. De Maroi hier gepresenteerde methode combineert de voordelen van zowel röntgenstraling en verfijnde zachte weefsel beeldvormende modaliteiten (bijv. MRI of echografie) een geïntegreerde, niet-invasieve en eenvoudigere platform dat ook zorgt voor een volledige 3D mapping en reconstructie van het zieke weefsel of orgaan in kleine dieren zoals muizen.
Deze methode maakt gebruik van de selectieve affiniteit of SAPC-DOPS nanovesicles voor blootgestelde fosfatidylserine residuen, die overvloedig in de membranen van kanker en inflammatoire cellen. De determinant van deze binding is SAPC, een fusogene lysosomale eiwit met een sterke affiniteit voor anionische fosfolipiden zoals fosfatidylserine 7,10,11. Wanneer geconjugeerd aan een fluorescente probe (CVM), kunnen systemisch geïnjecteerd SAPC-DOPS naar tumor en artritis locaties worden opgespoord door fluorescentie beeldvorming.
Beperkingen van onze methode zijn gerelateerd aan de gevoeligheid, die op dit moment beperkt het gebruik ervan tot beeldvorming van kleine dieren zoals muizen. Zoals met andere beeldvormende werkwijzen wordt optimaal fluorescent signaal ruisverhouding beperkt door de grootte van de tumor of de omvang van artritis en kunnen gecompromitteerd bij beeldvorming weefsels of organen met een hoge achtergrond (autofluorescentie) zoals oren (brain imaging), darmen / feces (abdominale beeldvorming) en poten (achterste ledematen imaging). Daarbij vonden we dat een ver-rode kleurstof zoals CVM probepaalt betere spectrale scheiding en oplossing in de in vivo omgeving dan andere fluorescerende probes in het zichtbare gebied.
Andere valkuilen zijn onder potentiële beweging van het dier tijdens de beeldvorming, zowel tijdens narcose en post mortem (rigor mortis). Achterste ledematen positionering, bijzonder vaak moeilijk te stabiliseren beweging tijdens rotatie te voorkomen. In de huidige staat van de techniek is ook tijdrovend, met scan keer zo lang als 60 minuten nodig om een volledige omwenteling te voltooien en het verwerven van beelden van hoge kwaliteit.
De Maroi methode biedt een aantal voordelen ten opzichte van andere beeldvormende modaliteiten. De mogelijkheid om het zieke weefsel van 38 (of meer) verschillende hoeken maakt visualisatie van de fluorescentie die wordt belemmerd bij de beoordeling uit een enkel vlak; Dit is waardevol in dierstudies omdat het kan helpen verminderen het aantal valse negatieven als gevolg van beeldvorming op ongepaste hoeken. Door overdrukying röntgen en fluorescentiebeelden, kan een nauwkeurige anatomische lokalisatie van de zieke plaats worden bepaald. Tenslotte, de mogelijkheid van levende (in vivo) beeldvorming maakt longitudinale onderzoek wordt uitgevoerd.
Openbaarmakingen
Er is niets te onthullen.
Dankbetuigingen
Dit werk werd mede ondersteund door NIH / NCI Grants nummer 1R01CA158372-01 (Qi) en New Drug State Key Project Grant Number 009ZX09102-205 (Qi). Het schrijven van hulp werd geboden door Dr Judy Racadio, en werd gefinancierd door de Universiteit van Cincinnati Afdeling Hematologie en Oncologie. Vontz Core Imaging Lab (VCIL) in het College of Medicine van de Universiteit van Cincinnati.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Dulbecco's Modified Eagle Medium | Gibco (Grand Island, NY) | 11965 | |
| Fetaal Runderserum | Gibco (Grand Island, NY) | 16000077 | |
| Penicillin-streptomycine | Hyclone (Logan, Utah) | SV30010 | |
| Dioleoylphosphatidylserine | Avanti Polar Lipids (Alabaster, AL) | 840035C | |
| CellVue Maroon | Molecular Targeting Technologies, Inc. (Exton, PA) | C-1001 | |
| Sephadex G25 kolom PD-10 | Amersham Pharmacia Biotech, (Piscataway, NJ) | 17-0851-01 | |
| Nieuwe standaard Stereotaxic voor ratten en muizen | Harvard Apparatus (Holliston, MA) | 726335 | |
| Bransonic Ultrasoonreinigers Model 1510 | Branson Ultrasonics (Danbury, CT) | CPN-952-118 | |
| Multi-spectral FX systeem | Bruker Corporation (Billerica, MA) | ||
| Multi-hoek Rotatie Optisch Beeldvormingsapparaat | Bruker Corporation (Billerica, MA) |
Referenties
- Pizzonia, J., et al. Multimodality animal rotation imaging system (Mars) for in vivo detection of intraperitoneal tumors. Am J Reprod Immunol. 67, 84-90 (2012).
- Al-Mehdi, A. B., et al. Increased depth of cellular imaging in the intact lung using far-red and near-infrared fluorescent probes. Int J Biomed Imaging. , (2006).
- Gertner-Dardenne, J., et al. Lipophilic fluorochrome trackers of membrane transfers between immune cells. Immunol Invest. 36, 665-685 (2007).
- Qi, X., et al. Functional human saposins expressed in Escherichia coli. Evidence for binding and activation properties of saposins C with acid beta-glucosidase. J Biol Chem. 269, 16746-16753 (1994).
- Wang, Y., Grabowski, G. A., Qi, X. Phospholipid vesicle fusion induced by saposin. C. Arch Biochem Biophys. 415, 43-53 (2003).
- Qi, X., Chu, Z. Fusogenic domain and lysines in saposin. C. Arch Biochem Biophys. 424, 210-218 (2004).
- Qi, X., et al. Cancer-selective targeting and cytotoxicity by liposomal-coupled lysosomal saposin C protein. Clin Cancer Res. 15, 5840-5851 (2009).
- Kaimal, V., et al. Saposin C coupled lipid nanovesicles enable cancer-selective optical and magnetic resonance imaging. Mol Imaging Biol. 13, 886-897 (2011).
- Lu, K., et al. Toll-like receptor 4 can recognize SapC-DOPS to stimulate macrophages to express several cytokines. Inflamm Res. 60, 153-161 (2011).
- Qi, X., et al. Saposin C coupled lipid nanovesicles specifically target arthritic mouse joints for optical imaging of disease severity. PLoS One. 7, (2012).
- Abu-Baker, S., Chu, Z., Stevens, A. M., Li, J., Qi, X. Cytotoxicity and selectivity in skin cancer by SapC-DOPS nanovesicles. Journal of Cancer Therapy. 3, 321-326 (2012).
- Wojton, J., et al. Systemic delivery of SapC-DOPS has antiangiogenic and antitumor effects against glioblastoma. Mol Ther. 21, 1517-1525 (2013).
- Kwon, C. H., et al. Pten haploinsufficiency accelerates formation of high-grade astrocytomas. Cancer Res. 68, 3286-3294 (2008).
Herprints en machtigingen
