Urineblaas Uitzetting Evoked visceromotorische Responses als een model voor de pijn in de blaas in Muizen

Samenvatting

Ongeveer 3-8.000.000 mensen in de Verenigde Staten heeft last van interstitiële cystitis / pijn in de blaas syndroom (IC / BPS), een invaliderende aandoening die gekenmerkt wordt voor een deel door bekkenpijn. Om zenuwstelsel bijdragen aan de toestand te bestuderen, is een fysiologisch model urineblaas pijn in muizen en ratten.

Samenvatting

Ongeveer 3-8.000.000 mensen in de Verenigde Staten lijden aan interstitiële cystitis / blaas pijn syndroom (IC / BPS), een invaliderende aandoening gekenmerkt door verhoogde urgentie en frequentie van urineren, en nocturie en algemene bekkenpijn, vooral bij blaasvulling of plassen. Ondanks jaren van onderzoek, de oorzaak van IC / BPS blijft ongrijpbaar en behandelingsstrategieën zijn niet in staat om een ​​volledige verlichting te bieden aan patiënten. Om zenuwstelsel bijdragen aan de toestand te bestuderen, hebben vele diermodellen ontwikkeld om de pijn en symptomen geassocieerd met IC / BPS nabootsen. Een dergelijk muizenmodel is urineblaas uitzetting (UBD). In dit model wordt perslucht van een specifieke druk geleverd aan de blaas van een licht verdoofd dier gedurende een bepaalde periode. Gedurende de procedure draden in de superieure schuine buikspieren elektrische activiteit van de spier. Deze activiteit is bekend als de visceromotorische respons (VMR) en isa betrouwbare en reproduceerbare meting van nociceptie. Hier beschrijven we de stappen die nodig zijn om deze techniek uit te voeren in muizen, waaronder chirurgische manipulaties, fysiologische opname en data-analyse. Met het gebruik van dit model, kan de coördinatie tussen primaire sensorische neuronen, ruggenmerg secundaire afferenten en hogere centrale zenuwstelsel die betrokken zijn bij pijn in de blaas worden ontrafeld. Deze fundamentele wetenschap kennis kan vervolgens klinisch worden vertaald naar patiënten die lijden aan IC / BPS behandelen.

Inleiding

Chronische pijn wordt officieel gedefinieerd als pijn die houdt ongeveer drie maanden, of langer dan de normale weefsel genezing tijd ^1. Dit type van pijn is een van de belangrijkste redenen dat mensen gedreven worden om medische hulp te zoeken ² en kan oplopen tot $ 635.000.000.000 dollar per jaar ^3. Huidige chronische pijn coping-strategieën zijn archaïsch beschouwd; na decennia van medische vooruitgang, NSAID's (niet-steroïde anti-inflammatoire geneesmiddelen) en opioïden zijn nog steeds de door artsen voorgeschreven primaire behandelingen. Deze behandelingen gericht maar alle verschillende soorten pijn op dezelfde wijze verschaffen analgetische effecten over het lichaam, in tegenstelling tot specifiek gericht op de oorzaak van dat exacte pijn incident. Om beter te kunnen helpen die lijden aan chronische pijn, moet het onderzoek aandacht worden verlegd naar de etiologie en de mogelijke pijn-specifieke behandelingen in verband met de meest voorkomende oorzaken van chronische pijn. Het doel van dit manuscript is om een ​​model dat wordt gebruikt om beter te begrijpen een aandoening die bekend staat als de Tussenliggende / Pijnlijke blaas syndroom (IC / BPS) te beschrijven.

IC / BPS is een invaliderende aandoening die miljoenen mensen, vooral vrouwen boven de leeftijd van 40 ⁴ beïnvloedt. De exacte oorzaken van IC / BPS zijn niet bekend, maar de prevalentie is gekoppeld aan genetica ^5, specifieke diëten en hoge stress niveaus ⁶ . Symptomen van IC / BPS omvatten, maar zijn niet beperkt tot: verhoogde urgentie om te urineren, verhoogde frequentie van het plassen, pijn, piercing, of brandende pijn tijdens het vullen van de blaas en de lediging en nocturia ^7. Patiënten die deze aandoeningen ervaren hebben meer stress en zijn meer angstig ^8. Deze verhoogde stress resulteert in een toename van pijn, waarbij de oorspronkelijke stress verhoogt. Studies hebben aangetoond dat depressie en angst niveaus dalen volgende behandelingen die urine pijn te verlichten, dus effectief deze positieve feedback cyclus breken ^{9. Een van de uitdagingen in het ontdekken van nieuwe behandelingen voor IC / BPS heeft het gebrek aan een fundamentele wetenschap begrip van pijn in de blaas geweest.}

Om zenuwstelsel bijdragen aan de toestand te bestuderen, hebben vele diermodellen ontwikkeld om de pijn en symptomen geassocieerd met IC / BPS nabootsen. Traditioneel is cystitis is opnieuw bij dieren met de introductie van diverse chemicaliën zoals mosterdolie, aceton, lipopolysaccharide, zoutzuur en cyclofosfamide in de blaas. Er is echter geen buitenlandse agenten aanwezig zijn in de steriele urine van IC / BPS-patiënten, waardoor de validiteit van deze modellen ondervraging. Een andere muizenmodel van urologische pijn is urineblaas uitzetting (UBD) ^10. In dit model wordt perslucht van een specifieke druk geleverd aan de blaas van een wakkere of licht verdoofd dier gedurende een bepaalde periode. Tijdens de gehele procedure, draden in de superieure schuine buikspieren opnemen elektrische activheid van de spier (een elektromyogram (EMG)). Deze activiteit is bekend als de visceromotorische respons (VMR) en betrouwbaar, reproduceerbaar maat nociceptie ^10. Soortgelijke hol orgaan uitzetting (bijvoorbeeld blaas, rectum) bij gezonde vrijwilligers veroorzaakt gevoel van ongemak en significante verhogingen van pijn gerapporteerd ^11,12, eigenschappen die vaak worden gebruikt om IC / BPS diagnose. Dus in samenhang met elektrische, farmacologische en optogenetic werkwijzen stimulatie of remming, UBD is een nuttig en geldig model voor het begrijpen van zowel perifere als centrale zenuwstelsel onderdelen blaas nociceptie en pijn.

Hier beschrijven we de procedure voor de UBD als wordt momenteel gebruikt in ons laboratorium binnen vrouwelijke leden van de gemeenschappelijke muizenstam, C57BL/6J. Vanwege moeilijkheden bij de katheterisatie proces mannetjes, wordt deze procedure hoofdzakelijk uitgevoerd bij vrouwelijke muizen. Dit protocol is een aangepaste versie van die ontwikkeld door Ness et al.. ¹⁰ en eerder gepubliceerde uit ons lab ^13. Het volgende protocol beschrijft vier primaire componenten van dit model in verdoofde dieren: (1) blaaskatheter en registratie-elektrode chirurgie (2) gedeeltelijke verdoving inductie (3) blaas uitzetting en VMR opnemen, en (4) data-analyse van rauwe VMR / EMG sporen . Subtiele verschillen in de UBD-VMR procedure door de keuze van het organisme, anesthesie diepte en inductie en lichaamstemperatuur worden hieronder besproken.

Protocol

Het volgende protocol is goedgekeurd door het Comite Institutional Animal Care en gebruik aan de Duquesne Universiteit en is in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health.

1. Chirurgische Implantatie van Draadelektroden en Urineblaas Catheter met steriele technieken (totale tijd 5-10 min)

1. De volgende items moeten worden voorbereid voor het starten van de operatie:
   1. Actief te monitoren en aan te passen lichaamstemperatuur tot 37,5 ± 0,5 ° C met behulp van temperatuur monitoring systeem met een batterij-aangedreven verwarming pad en dierlijk lichaam temperatuursensor (Materials List) Sluit automatisch systeem een ​​laag wattage warmtelamp voor extra controle van de lichaamstemperatuur.
   2. Apparatuur die nodig is voor isofluraananesthesie omvat perslucht (bijv. 100% O _2), isofluraan vaporizer, isofluraan, isofluraan inductie kamer (voor de eerste knock-down), neuskegel, en het uitlaatsysteem.
   3. Monteer the juiste chirurgische instrumenten, IV katheter, en elektroden (Materials List)
2. Induceren verdoving staat in inductie kamer bij 2-3% isofluraan. Verwijder de muis uit zijn ondergebracht als oprichtreflex verloren (0-1 min).
3. Plaats de muis in de neuskegel met 2-2,5% isofluraan. Knijpen teen te controleren op volledige narcose. Er mag geen reactie van het dier. Start timer.
4. Breng 1 druppel ofthalmische zalf elk oog van de muis.
5. Draai de muis over dus dorsale zijde naar beneden is gericht.
6. Steek katheter via de plasbuis en in de blaas.
7. Dompel katheter in chirurgische glijmiddel om katheter te smeren.
   1. Voorzichtig Houd urethrale opening met spitse tang loodrecht op het lichaam dier. Houden katheter met de 2 ^e set van tang, breng dan katheter uiteinde in urethra onder een hoek loodrecht op het lichaam dier.
   2. Wanneer katheter gestoken in urethra ~ 1-2 mm, zacht passen katheter zodat het nu parallel aan het lichaamhet streven naar het hoofd. Deze beweging is noodzakelijk om het schaambeen voorkomen.
   3. Duw voorzichtig katheter naar het lichaam van de muis. De katheter schuiven in de lichaamsholte soepel en zonder weerstand. Heeft katheter niet forceren. Als katheter niet soepel in te voeren, terug te keren naar de loodrechte katheter positie en opnieuw beginnen.
   4. Met katheter volledig is ingebracht in de blaas, duw naar beneden op de buik van de muis om de inhoud van de blaas te verdrijven. Verwijder alle urine uit katheter door op een klein stukje papier handdoek in katheteropening. Wanneer papieren handdoek is doorweekt met urine, te vervangen. Verwijder urine continu tijdens de resterende protocol ook tijdens blaas uitzetting experimenten (zie Protocol 3 hieronder.)
8. Plaats twee zilveren draden in linker buikspieren en een zilveren draad in de borst (als grond.)
   1. Alcohol of jodium stippellijn laterale desinfecteren rechts van katheter (linkerkant van het lichaam dier.)
   2. Expose linker buikspier.
      1. Houd de huid in de buurt van links buikspier met een pincet. Maak een kleine 1-2 cm incisie met medium chirurgische schaar.
      2. Steek punt van een schaar in incisie en voorzichtig uit te breiden incisie tot 2 cm.
      3. Gebruik een tang om overliggende fascia naar superieure schuine buikspier bloot. Wees voorzichtig niet te snijden / rippen een van de grote bloedvaten die zich in deze regio.
   3. Buig drie zilveren draden in de helft. Gebruik scherpe 21 G-naald een klein hapje van de spier te nemen. Duw naald door spier. Bij het invoegen in de spieren wees voorzichtig geen interne organen niet te doorboren of te veroorzaken onnodige schade aan de spier.
   4. Plak een vrije einde van een zilveren draad in de opening van de 21 G naald. Trek de naald terug door de spier om de zilveren draad te trekken door de spier beet. Wanneer de naald is vrij van spier, trek zilveren draad door spier totdat de lus in de draad gelijk ligt met despier beet.
   5. Herhaal de stappen 1.7.3-1.7.4 voor de tweede spier draad. Deze draad moet worden geplaatst ~ 0,5 cm van de eerste spier draad. Het is belangrijk dat de twee draden niet na inbrengen niet raken.
   6. Plaats de derde zilverdraad (massa) in de borst inferieur aan het hart.
      1. Gebruik scherpe 21 G-naald een klein hapje van de huid te nemen (het is niet nodig om een ​​incisie te maken of scheren de huid) en duw de naald door de huid.
      2. Steek zilver draad zoals hierboven beschreven en haal deze door de huid.
9. Plaats een kleine hoeveelheid van 37,5 ° C steriele minerale olie over de blootliggende spieren te vochtig en trek huid over zoveel zichtbare spieren mogelijk.
10. Injecteer 0,5 ml zoutoplossing subcutaan te helpen vocht op peil te houden tijdens de daaropvolgende stappen.
11. Schud dier op kant zodat lichaamstemperatuur gemakkelijk kan worden gehandhaafd.

2. Gedeeltelijke Anesthesie Step-down procedure (Total tijd ~ 75 min)

De volgende anesthesie protocol is goedgekeurd door het Comite Institutional Animal Care en gebruik aan de Duquesne Universiteit en is in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health.

1. Onmiddellijk na sectie I (hierboven) is voltooid, lager isofluraan tot 1,5%. Houden op dit niveau gedurende 15 minuten.
2. Lagere isofluraan zodat het dier gedeeltelijk verdoofd.
   1. Lagere isofluraan met 0,125% elke 15 min tot dier vertoont een buiging reactie op teen knijpen, maar niet hardop of anderszins bewegen.
   2. Typisch, een niveau van 0,8-1,0% isofluraan optimaal echter niveaus te compenseren voor verschillen in de anesthesie opstellingen. Vocalisatie en / of ambulantie zijn uiterst zeldzame gebeurtenissen als anesthesie is op het juiste niveau.

. 3 Elektromyogram (EMG) opname Bij Blaas Uitzetting met Graded Drukken (15-75 mmHg) (totale tijd - variabel, afhankelijk van experiment)

1. Stel de volgende items voor EMG opname en blaas uitzetting:
   1. Setup een versterker, een digitizer, en opnamesoftware. In deze opstelling, de digitizer heeft een ingang voor de versterker en twee ingangen voor de drukregelaar (druk en stimulus marker ingangen, zie verder paragraaf 3.1.2). Exact hardware en software configuratie is aan te passen (zie Materialen Lijst voor specifieke instructies).
   2. Het inrichten van een systeem om specifieke uitbarstingen van luchtdruk te leveren aan dier. Dit systeem wordt aangeduid als de "timed drukregelaar" in het volgende protocol. Het zorgt voor geautomatiseerde druk levering waaronder de digitalisering van de luchtdruk, de controle van het proces lengte, inter-trial interval automatisering, controle van trial nummer, en stimulusaanvang digitaal signaal (zie Anderson et al.. ¹⁴ voor schema van een getimede drukregelaar).
2. Verbind alle stroomdraden van muis (2 abdominale draden + 1 aarde) naar de versterker en dedigitizer en start de opname EMG signaal in digitizer software. Noteren wat tijd "Write" is geselecteerd in digitizer software.
3. Verwijder het papier handdoek van blaaskatheter. Sluit katheter luchtslang (vanaf getimede drukregelaar.)
4. Leveren een enkele 20 sec proef bij 60 mmHg buik druk.
   1. Zet de stroom regulator tot 60 mmHg (check druk met behulp van een analoge bloeddrukmeter.)
   2. Stel de getimede drukregelaar een 20 seconden voordruk interval (de tijd de 2V stimulus signaal geregistreerd digitizer software) gevolgd door 20 seconden druk uitzetting impuls leveren.
   3. Start het proces (voordruk interval + druk distention trial). Wanneer de werkelijke druk proef begint, controleer de druk met behulp van de 3 bloeddrukmeters aangesloten op het systeem.
   4. Tijdens de druk uitzetting proces, moet een sterk EMG signaal (> 0,5 V) in acht worden genomen tijdens en eventueel na 20 sec uitzetting. Het dier kan abdomi vertoneninterne beweging, maar het dier moet niet hardop of anderszins bewegen. Hoewel zeldzaam, als abnormale bewegingen of geluiden worden waargenomen, verhoogt de isofluraan niveau.
5. Als de 1 ^e 60 mmHg uitzetting produceert een geschikt EMG signaal, herhaal stap 3.4 nog twee keer met een interval tussen 1-2 minuten.
6. Na ontvangst sterke signalen van de drie 60 mmHg studies uitvoeren experimentele distentions.
   1. Veel studies gebruiken graded distensies beginnend bij lage druk (10-15 mmHg) en werken tot schadelijke druk (75-80 mmHg) in stappen van 10-15 mmHg. Zie representatieve resultaten hieronder bijvoorbeeld sporen bij verschillende drukken.
   2. Typische studies omvatten een 20 sec voordruk interval, een 20 sec druk uitzetting proces, en een 1-2 min. interval tussen.
   3. Voer drie distentions bij elke druk en dan gemiddeld over de drie onderzoeken (een enkele visceromotorische respons voor elk druk te verkrijgen). Bij een alternatieve werkwijze, perform vijf distensies bij elke druk, gooi de hoge en lage proeven, en vervolgens het gemiddelde van de overige drie reacties.
7. Zodra experimentele distensies zijn voltooid, stoppen met opnemen, sla het experiment bestand, en offeren van dieren met behulp van goedgekeurde methoden.

4. Analyse van Raw EMG Traces

1. Analyse van visceromotorische reacties (bijvoorbeeld EMG) kunnen eenvoudig via on-board digitizer software of door een programma van derden (Materials List) De volgende instructies zijn algemene instructies die kunnen worden gebruikt om deze informatie te analyseren met behulp van verschillende programma's of via handmatige analyse .
2. EMG, druk exporteren en stimulus signaal gegevens uit digitizer software het volgende doen:
   1. Open experimentele bestand.
   2. Klik op "Bestand" "Exporteren als."
   3. Wijzig het bestand naar "spreadsheet tekst (. Txt)," noem het bestand en klik op 'Opslaan'.
   4. In het pop-up venster, verander de output sample rate op "1000", verander de begintijd naar het moment dat het verzamelen van gegevens begon en verander de eindtijd "MaxTime ()." Selecteer het vakje markering "time shift-uitgang, zodat eerste lijn is een 0.0 sec, "en klik op" OK. "
   5. De gegevens worden nu geëxporteerd als een tekstbestand dat in een verscheidenheid van programma's kunnen worden geopend. Het bestand moet vier kolommen (Timer, VMR (EMG), Pressure, Stimulus) bevatten.
3. Voor elke experimentele dieren getest, voert u de volgende wiskundige bewerkingen.
   1. Storing EMG signaal voor de gehele door het berekenen van de absolute waarde van elk tijdstip gegevensset.
   2. Bepaal de gemiddelde EMG respons tijdens het achtergrond gedeelte van het experiment.
   3. Trek dit gemiddelde achtergrond EMG respons van elke verholpen gegevenspunt in het experiment om de achtergrond gecorrigeerde dataset te verkrijgen.
   4. Bepaal het oppervlak onder de curve (AUC) voor elke 20 sec predruk interval op de achtergrond gecorrigeerde dataset.
   5. Bepaal de AUC voor elke 20 sec druk uitzetting proces in de achtergrond gecorrigeerde dataset.
   6. Verdeel elke druk uitzetting proef AUC (verkregen in stap 4.3.5) door de laagste voordruk interval AUC van het hele experiment (verkregen in stap 4.3.4.). Dit is de genormaliseerde en achtergrond gecorrigeerde AUC voor elke volledige druk uitzetting proces.
4. Voor elk proefdier gemiddelde multiple genormaliseerde proeven van een druk om de genormaliseerde VMR in Volt * s (Vsec) te verkrijgen.
5. Voer de betreffende statistieken over de gegevens, afhankelijk van de experimentele opzet.

Resultaten

Een illustratie van de algemene UBD-VMR opstart te zien in figuur 1A. Toenemende stappen induceren een toename in het ruwe VMR (bijvoorbeeld EMG) (Figuur 1B). Het ruwe VMR, druk en stimulus teller signaal dat tijdens het opnemen met digitizer software moet worden opgemerkt is te zien in Figuur 2. Het bovenste kanaal gezien in Figuur 2 is het EMG spoor (in V). De achtergrond signaal van de EMG trace moet gelijkmatig en lage amplitude (<0,2 V)...

Discussie

Bij de mens, interstitiële cystitis / pijn in de blaas syndroom (IC / BPS) is een belangrijke klinische probleem omdat patiënten hebben invaliderende pijn die vaak niet reageert op reguliere pijnbehandeling ^15. Een van de grote uitdagingen in het begrijpen en uiteindelijk behandeling van chronische pijn in de blaas op de normale neurale processen die betrokken zijn bij de respons op pijnlijke blaas uitzetting begrijpen. Om dit probleem te ondervangen, een diermodel van blaaspijn noodzakelijk. Dit model dient ...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Infrarood verwarmingsdeken en monitoringsysteem	Kent Scientific	Right-Temp System	Dit systeem is ingesteld om twee afzonderlijke temperaturen te monitoren.  Dit moet het dier en de verwarmingsdeken omvatten.  Bovendien kan het systeem de temperatuur automatisch aanpassen om een ingestelde temperatuur te handhaven.  Deze automatische functie produceert echter elektrische interferentie tijdens EMG-opname en moet worden uitgeschakeld.  Kent kan een batterijpakket voor het verwarmingskussen leveren voor gebruik tijdens het riEMG-opnamegedeelte van het experiment.
Isofluraannevelizer	Draeger	Vapor 19.1	Elke isofluraannevelizer werkt, maar het is handig om er een te hebben met meerdere inkepingen tussen 0-2% isofluraan.
Isofluraan	meerdere bronnen	n/a
100% Zuurstof luchttank	meerdere bronnen	n/a	Voor ventilatie van dier
Lucht ademhalingskwaliteit	meerdere bronnen	n/a	Voor blaasdistensie
24 G 0,56 inch IV katheter	BD Biosciences	381411	Voor blaascatheterisatie
Surgilube (sterieel)	Savage Laboratories	0281-0205-02	Elke chirurgische smeermiddel zou prima werken.
Mineraal olie (sterieel)	meerdere bronnen	n/a
Saline (sterieel)	meerdere bronnen	n/a
AG8W Zilverdraad, 2 m, 0,20 mm (.008 inch) D, L, Geen Isolatie	Warner Instruments	W4 64-1318	Elke zilverdraad met deze specificaties werkt.  De draad hoeft niet 'gechloreerd' te zijn.
Oftalmische zalf	meerdere bronnen	n/a
Kleine chirurgische schaar	meerdere bronnen	n/a
Scherpe tang	meerdere bronnen	n/a
21 G Naald	meerdere bronnen	n/a
Grass versterker P511 met 3-draads invoerkabel	Grass Instruments	P511 (F-P5IC3/REV1)	Dit is de 'versterker' die in het protocol wordt gebruikt.  Versterker met de volgende instellingen: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Versterking = 20; Hi freq = 10 kHz; Lijnfilter = in.
Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (of equivalent)	Cambridge Electronic Design	1401 Plus	Dit is de 'digitizer' die in het protocol wordt gebruikt.  Andere digitizersystemen van WINDAQ of andere bedrijven zouden prima werken; Noodzakelijke inputs voor druksignalen, EMG en stimulussignaal.
CED Spike2 software	Cambridge Electronic Design	Spike 2	Dit is de 'digitizer software' die in het protocol wordt gebruikt.  Moet van dezelfde fabrikant zijn als de digitizer.  Het programma moet worden ingesteld met 3 kanalen voor druk (0-100 mmHg schaal), EMG-signaal (typisch -5 tot +5 V bereik) en stimulusmarker (0-2 V) bereik.
Stroomschema van luchttank naar blaascatheter	n/a	n/a	Volgorde van verbindingen van geperste luchttank naar dierbladder:  Luchttank naar 1/4 inch slang naar Gilmont flowmeter naar y-connector.  Branch 1 van y-connector naar sphygmomanometer.  Branch 2 naar een enkele ingang op de 4-weg gangklep naar 4-weg klepuitgang naar de getimeerde drukregelaar naar 3/32 slang van de getimeerde drukregelaar naar 2e y-connector (tak 1 naar sphygmomanometer) met tak 2 naar 3/32 slang  naar een 3e y-connector.  Branch 1 van y-connector naar een 3e sphygmomanometer en branch 2 naar dierbladder katheter.
Gilmont Flowmeter	Gilmont	GF8321-1401	Meerdere merken flowmeters werken.  Voor blaasdistensielucht moet de flowmeter hoge drukken kunnen weerstaan (zoals deze Gilmont meter).  Voor ademlucht moet de stroomsnelheid instelbaar zijn tot 100 ml/min (typische muissnelheid is 500-1.000 ml/min).
4-weg Gang klep	Elite		Dit is een specifiek stuk apparatuur.  De Elite gangklep is ontworpen voor vistanks bij lage luchtdrukken.  In de blaasdistensieopstelling fungeert deze klep als veiligheidsklep in geval van drukpieken.  Te hoge druk tijdens het aanzetten van de tank zal de druktransducer in de getimeerde drukregelaar en/of de sphygmometers beschadigen. Bovendien, door een kleine hoeveelheid lek in het systeem te bieden, maakt deze klep het gemakkelijker om de druk tussen 10-80 mmHg aan te passen.
1/4 inch Slang	meerdere bronnen	n/a
3/32 inch Slang	meerdere bronnen	n/a
'Y' connectors (1/4 en 3/32 inch)	meerdere bronnen	n/a
Sphygmomanometer	CVS		Elke analoge sphygmomanometer uit een drogisterij werkt voor deze toepassing.
Getimeerde Drukregelaar	aangepast		Dit is een op maat gemaakte machine (Washington University in St. Louis Machine shop) die geautomatiseerde druklievering mogelijk maakt, inclusief digitalisering van luchtdruk, controle van proeflengte, automatisering van interval tussen proeven, controle van proefnummer en digitale signaal voor stimulusbegin.  De basiscomponenten van het systeem (druk aan en uit voor een bepaalde proefperiode) kunnen echter worden geregeld met een eenvoudige in-line aan/uit-schakelaar.   Dergelijke analoge controle van een proef zou extra analyseparameters vereisen (zie Protocol 4).  Bovendien zou men de druk handmatig moeten toewijzen op basis van de analoge sphygmomanometer tijdens gegevensanalyse.
IGOR Pro	Wavemetrics	n/a	Voor analyse van EMG-signaal. Veel verschillende soorten software kunnen worden gebruikt voor gegevensanalyse in deze experimenten.