Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Elektrospinproces Growth Factor Releasing microsferen in Stapel- Steigers

12K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/51517

⸱

16 augustus 2014

 , 
1Biomedical Engineering, Wayne State University

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol combineert elektrospinnen en microsferen om weefselgeëngineerde scaffolds te ontwikkelen om neuronen te richten. Het zenuwgroeifactor werd ingekapseld in PLGA-microsferen en elektrogespunnen in hyaluronzuur (HA) vezelige scaffolds. De bioactiviteit van het eiwit werd getest door de scaffolds te zaaien met primaire kippendorsaalwortelganglia en 4-6 dagen te kweken.

Samenvatting

Deze procedure beschrijft een methode om een veelzijdig substraat te fabriceren om zenuwcelgroei te sturen. Dit systeem bevat mechanische, topografische, adhesieve en chemische signalen. Mechanische eigenschappen worden gecontroleerd door het type materiaal dat wordt gebruikt om de elektrogesponnen vezels te fabriceren. In dit protocol gebruiken we 30% gemethacryleerde hyaluronzuur (HA), dat een trekmodulus van ~500 Pa heeft, om een zacht vezelig schaaltje te produceren. Elektrospinnen op een roterende as produceert uitgelijnde vezels om een topografisch signaal te creëren. Adhesie wordt bereikt door het schaaltje te coaten met fibronectine. De belangrijkste uitdaging die hierin wordt aangepakt, is het leveren van een chemisch signaal gedurende de diepte van het schaaltje voor langere perioden. Deze procedure beschrijft het fabriceren van poly(melkzuur-co-glycolzuur) (PLGA) microsferen die Zenuwgroeifactor (NGF) bevatten en het direct impregneren van het schaaltje met deze microsferen tijdens het elektrospinproces. Vanwege de ruwe productieomgeving, inclusief hoge schuifkrachten en elektrische ladingen, wordt de eiwitlevensvatbaarheid na de productie gemeten. Het systeem biedt eiwitafgifte gedurende meer dan 60 dagen en is aangetoond als bevorderlijk voor primaire zenuwcelgroei.

Inleiding

Een van de voortdurende uitdagingen in zenuwweefsel techniek is het creëren van een zenuwleiding (NC) die de extra cellulaire matrix, waar zenuwen groeien natuurlijk nabootst. Onderzoek heeft aangetoond dat de cellen reageren op verschillende factoren in hun omgeving met inbegrip van mechanische, topografische, lijm en chemische signalen 1-3. Een van de belangrijkste uitdagingen op dit gebied bepalen van de juiste combinatie van signalen en het vervaardigen van een systeem dat signalen kan handhaven voor een langere periode celgroei 4 ondersteunen. Perifere neuronen is bekend dat ze een zachte ondergrond de voorkeur geven, worden geregisseerd door uitgelijnde vezels, en reageren op zenuw groeifactor (NGF) 5-7. NC chemische signalen kan voorzien weken bleken verbeterde functioneel herstel dichter bij die van allografts, de huidige gouden standaard voor zenuwreparatie 8,9 verschaffen.

Diverse materialen en productiemethoden worden gebruikt mechanische en topografische producerenal keuen 10-13. Mechanische signalen zijn inherent aan het gekozen materiaal, waardoor selectie van de geschikte materiaal voor de toepassing kritische 1,13. Productiemethoden te controleren topografische aanwijzingen bevatten fasescheiding, zelf-assemblage en electospinning 1,13. Voor microschaal toepassingen, microfluidics, photopatterning, etsen, zout bloedzuigers, of gas schuim kan ook worden gebruikt 14-17. Elektrospinproces heeft ontpopt als de meest populaire manier om vezelig substraten voor weefselkweek ingenieur vanwege de flexibiliteit en het gemak van de productie 13,18-23. Elektrogesponnen nanovezels zijn gefabriceerd door het toepassen van een hoge spanning naar een polymeer oplossing waardoor het zich af te weren en zich over een korte afstand te ontladen 24. Een uitgelijnde steiger kan worden gecreëerd door het verzamelen van de vezels op een geaard roterende doorn en nonaligned steigers worden verzameld op een stationaire plaat 25. Adhesie signalering kan worden bereikt door het bekleden van de vezelige scaffold with fibronectine of conjugeren een adhesie peptide, zoals RGD, de HA vóór elektrospinning 26.

Chemische signalen zoals groeifactoren, dit zijn de moeilijk te handhaven gedurende langere perioden aangezien zij een bron voor gecontroleerde vrijgave nodig. Veel systemen zijn geprobeerd om gecontroleerde afgifte toe te voegen aan elektrogesponnen vezelig netwerken met wisselend succes. Deze methoden omvatten mix elektrospinnen, emulsie elektrospinnen, core-shell elektrospinproces en eiwitconjugatie 27. Bovendien wordt electrospinning traditioneel gedaan in een vluchtig oplosmiddel, waarbij de levensvatbaarheid van het eiwit 28 kan beïnvloeden, handhaaft derhalve bioactiviteit van het eiwit worden onderzocht.

Deze aanpak specifiek over de combinatie van mechanische, topografische, chemische en lijm signalen naar een afstembare steiger voor perifere zenuw groei te creëren. Steiger monteurs wordt nauwkeurig gecontroleerd door het synthetiserengemethacryleerde Hyaluronzuur (HA). De methacrylation sites worden gebruikt om foto reactieve verknopers hechten. Het verknoopte materiaal niet meer water oplosbare en uitsluitend afgebroken door enzymen 29. De hoeveelheid verknoping verandert de afbraaksnelheid, mechanica en andere fysische eigenschappen van het materiaal. Met HA met 30% methacrylation, die een trekmodulus van -500 Pa heeft, is zacht substraat dat vlakbij de natieve mechanica van neuraal weefsel en kenmerkend voorkeur van neuronen 26,29. Elektrospinnen op een roterende doorn wordt gebruikt om uitgelijnde vezels te creëren voor een topografische cue. Met behulp elektrospinproces samen met microsferen biedt chemische signalen binnen het schavot gedurende langere perioden. Om neuriet groei microsferen bevattende NGF worden gebruikt om de chemische afgeven ondersteunen. Unlike meeste electrospun materialen HA oplosbaar in water zodat het NGF geen agressieve oplosmiddelen tegenkomt tijdens de productie. Om een ​​lijm signaal toe te voegen, de scaffold bekleed met fibronectine. Het ingevulde systeem bevat alle vier de soorten signalen zoals hierboven beschreven: zacht (mechanische) uitgelijnd (topografische) glasvezels met een NGF vrijgeven microsferen (chemische) gecoat met fibronectine (lijm). Productie en het testen van dit systeem wordt beschreven in dit protocol.

Het proces begint met de productie van de microsferen met een water-in-olie-in-water dubbele emulsie. De emulsie wordt gestabiliseerd met een surfactant, polyvinylalcohol (PVA). De binnenste waterfase bevat het eiwit. Als het wordt toegevoegd aan de oliefase, die de PLGA schaalmateriaal opgelost in dichloormethaan (DCM), de surfactant creëert een barrière tussen de fasen beschermen het eiwit uit de DCM. Deze emulsie wordt dan gedispergeerd in een waterfase bevattende PVA aan het buitenoppervlak van de microsferen te creëren. De stabiele emulsie wordt geroerd om het DCM verdampen. Na het spoelen en vriesdrogen van u blijven zitten met de droge microbolletjes containing het eiwit.

Nadat de microsferen zijn voltooid zijn ze klaar om te worden electrospun in steigers. Eerst moet je de elektrospinnen oplossing te bereiden. De viscositeit van de oplossing tiekritische vezelvorming. Oplossingen van pure HA niet voldoen aan deze eis; PEO wordt toegevoegd als drager polymeer om voor electrospinning. De microsferen worden toegevoegd aan de oplossing en electrospun resulteert in een vezelachtige steiger met microsferen overal verspreid.

Zodra de productie voltooid is, moet het eiwit worden getest om de levensvatbaarheid verifiëren. Om dit te doen, kan een primaire cel die reageert op NGF worden gebruikt. Dit protocol maakt gebruik van de ganglia (DRG) 8-10 dagen oude kippenembryo's. De cel bundels worden gezaaid op steigers microsferen gevuld met NGF of als ze leeg zijn. Als NGF nog steeds levensvatbaar zou u verbeterde neuriet groei bij de NGF bevattende scaffolds bekijken. Als NGF niet langer levensvatbaar zal hetniet neurites te breiden bevorderen en moeten vergelijkbaar zijn met de controle verschijnen.

De hierin beschreven exacte procedure is gericht op neurale steun echter met eenvoudige wijzigingen van het materiaal, electrospinning methode en eiwitten het systeem kan worden geoptimaliseerd voor verschillende types cellen en weefsels.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1 Water / Olie / Water Dubbele Emulsion Microsfeer Productie

  1. Maak eerst 2% en 0,5% w / v oplossing van polyvinylalcohol (PVA) in gedeïoniseerd water. Roer de oplossing bij 50 ° C totdat een heldere, kan enkele uren duren. Bereid een oplossing van 2% v / v isopropylalcohol in gedeïoniseerd water.
  2. Bereid een waterige oplossing van hydrofiele gewenste eiwit. De onderstaande tabel geeft bijvoorbeeld formuleringen.

figure-protocol-1
Tabel 1:. Voorbeeld Eiwit Oplossingen De volgende eiwit oplossingen zijn succesvol ingekapseld en elektrogesponnen gebruik van dit protocol. Andere hydrofiele eiwitoplossingen kunnen naar behoefte worden gebruikt.

  1. Plaats 40 ml van de 0,5% PVA oplossing in een centrifugebuis van 50 ml en zet apart.
  2. In een 15 ml centrifugebuis los 300 mg 65:35poly (melkzuur-co-glycolzuur) (PLGA) in 3 ml dichloormethaan. Een vortex mixer kan worden gebruikt PLGA oplossen versnellen.
  3. Combineer 200 pi eiwitoplossing en 4 ui van 2% PVA oplossing. Giet het eiwitmengsel in de PLGA-oplossing (stap 1.4). De oplossingen zullen veelal gescheiden blijven.
  4. Plaats de buis in een bekerglas van ijswater. Met een wand sonicator bij ~ 10 watt (RMS), schud de oplossing gedurende enkele seconden (5-10) totdat een uniform romig witte emulsie ontstaat.
  5. Giet de emulsie in de 50 ml buis met 0,5% PVA (stap 1.3). Meng de oplossing bij hoge snelheid op een vortex mixer ~ 20 sec. De oplossing zal een troebele schijn ontwikkelen.
  6. Breng de emulsie in een bekerglas en plaats 200 ml op een roer plaat bij 350 rpm gedurende 2 minuten. Voeg 50 ml van 2% isopropylalcohol aan de beker van de roerplaat. Laat het mengsel verder geroerd minimaal 1 uur om de DCM te verdampen en de PLGA uitharden.
  7. Transfer tHij microbolletje oplossing in centrifugebuizen.
  8. Centrifugeer bij 425 xg gedurende 3 minuten. De microsferen verzamelt op de bodem van de buis en wit worden weergegeven. Verwijder de supernatant van de buis boven de microsferen en bewaar in een fles van 500 ml.
  9. Spoel de microsferen met gedeïoniseerd water door het vullen van de buis driekwart vol en schudden om de microsferen opnieuw te verdelen in de vloeistof.
  10. Herhaal de stappen 1.10 & 1.11 vier keer.
  11. Na de laatste spoeling, verwijder het supernatans opnieuw en plaats in de fles van 500 ml met de andere monsters. Bevries de in de centrifugebuis verzameld microbolletjes vervolgens lyofiliseren ten minste 24 uur.
  12. Zichtbaar de microsferen onder een lichtmicroscoop of een Scanning Electron Microscope. Microsferen niet groter dan 60 micrometer zijn voor een effectieve elektrospinproces. Als microbolletjes te groot zijn, kan het langer sonicatie of vortexen keer in stap 1.6 of 1.7 vereist.
  13. Bewaar de gedroogde microbolletjes in een -20 ° C vriezer.
  14. Optioneel: Gebruik een eiwit assay, instructies van de fabrikant, om de hoeveelheid eiwit te testen in de fles 500 ml van stap 1.10 30. Dit wordt gebruikt om het percentage te berekenen eiwit ingekapseld in de microsferen, door het aftrekken van de hoeveelheid in de oplossing van wat werd gebruikt in het productieproces.

Opmerking: visualiseren eiwit locatie in het microbolletje commentaar Rhodamine 2 ug / ml aan de PLGA oplossing 31 en kapselen een FITC geconjugeerd eiwit Figuur 1 toont een voorbeeld..

2 Electrospinning met microsferen

  1. Alvorens met electrospinning oplossing maakt een 0,5% w / v oplossing van initiator, in gedeïoniseerd water door het oplossen bij 37 ° C. Dit proces kan enkele uren duren.
  2. Een 2% w / v gemethacryleerd hyaluronzuur (meha) (zie Burdick et al. Synthese) 29, 3%w / v 900 kD poly (ethyleenoxide) (PEO) en 0,05% w / v photo initiator opgelost in gedeïoniseerd water.
    1. Bereken de juiste hoeveelheid meha en PEO voor het gewenste volume. Bijvoorbeeld, 10 ml electrospinning oplossing vereist 200 mg meha en 300 mg PEO.
    2. Los het PEO in gedeïoniseerd water bij 90% van de uiteindelijke gewenste volume (9 ml voor dit voorbeeld). Dit kan enkele uren duren, kan een verhitte roerplaat of waterbad bij 37 ° C worden gebruikt om het proces te versnellen.
    3. Voeg vervolgens de meha en gebruik een vortex mixer aan de oplossing totdat duidelijk roeren. Dit duurt slechts een paar minuten.
    4. Voeg tenslotte de 0,5% fotoinitiator oplossing voor de resterende 10% volume (1 ml voor dit voorbeeld) te vullen.
  3. Voeg microsferen in de gewenste concentratie tot 400 mg / ml. Meng de oplossing op een vortex mixer totdat de microsferen gelijkmatig verdeeld in de oplossing.
  4. Breng de oplossing aan een injectiespuit en bevestig een 6 inch 18 gauge blunt tip naald.
  5. Plaats de spuit in een injectiepomp en zet deze af te zien van 1,2 ml / uur.
  6. Tape een laagje aluminiumfolie op de collectie plaat of doorn. Dit zorgt voor een gemakkelijke schone up en opslag van de afgewerkte steiger. Een roterende doorn wordt gebruikt om uitgelijnd vezels geven. Een vlakke plaat of stationaire doorn resulteert in willekeurig gerangschikt vezels.
  7. Sluit de aardedraad van een hoge spanning stroombron om de collectie apparaat. Sluit de positieve draad aan de naald.
  8. Stel de spuitpomp en verzameling oppervlak zodat er 15 cm tussen de naaldpunt en verzameloppervlak.
  9. Start de polymeer pompen, wanneer de oplossing zichtbaar aan het einde van de injectiespuit, zet de spanningsbron en zet de spanning 24 kV Let. Wanneer de spanning is ingeschakeld kan een metalen deel van het systeem aanraken. Heffing kan ook springen korte afstanden van geëlektrificeerde onderdelen voor de huid.
  10. Voer de oplossing tot desired steiger dikte is bereikt. Als het klaar is uit te schakelen spanningsbron en injectiepomp.
  11. Verwijder folie met steiger bevestigd. Afgesloten steigers eiwithoudende opgeslagen in een -20 ° C vriezer.

3 Protein Bioactiviteit Testing

  1. Bereid celcultuurmedia. Voeg 10% v / v foetaal runderserum, 1% v / v L-glutamine en 1% v / v penicilline-streptomycine aan Dulbecco's gemodificeerd Eagle's medium.
  2. Selecteer dekglaasjes die volledig passen in een put plaat.
  3. Gebruik 3 (Trimethoxysilyl) propyl methacrylaat de dekglaasjes behandelen als beschreven door de fabrikant. Methacrylation verbetert steiger vasthouden aan de dekglaasjes.
  4. Bevestig gemethacryleerde dekglaasjes om het verzamelgebied van de electrospinner met verwijderbare dubbelzijdige tape voordat electospinning. Spinning op de dekglaasjes vergemakkelijkt bediening en weergave.
  5. Electrospin gewenste dikte als boven beschreven.
  6. Eenfter Electrospinning zorgvuldig dekglaasjes verwijderen uit doorn. Plaats de steiger gecoate dekglaasjes in een heldere stikstof kamer en ervoor zorgen dat alle zuurstof wordt gespoeld.
  7. Plaats de kamer en steiger onder een 10 mW / cm 2 365 nm licht gedurende 15 minuten. Na verknoping plaats in geschikt formaat putjesplaat. Zorg ervoor dat de steiger kant naar boven is gericht.
  8. Plaats scaffolds onder een kiemdodende lamp gedurende 30 min te steriliseren. Desgewenst fibronectine of andere eiwit wordt gebruikt als een bekleding op celhechting te verbeteren. Volg de instructies van de fabrikant om de vacht van steigers.
  9. Oogst van de ganglia (DRG) zoals eerder beschreven door Hollenbeck 32. Een DRG zal nodig zijn voor elke steiger overdekte dekglaasje getest.
  10. Plaats 100-200 ul van media op elke steiger in de wells plaat. Plaats een DRG voorzichtig op elke steiger in de media druppel. Voor dikke steiger meer media nodig zijn; DRG moeten volledig worden ondergedompeld en niet Floating.
  11. Incubeer de steiger en DRG bij 37 ° C gedurende 4 uur om de cel te houden aan de steiger.
  12. Vul de media op het juiste niveau voor het goed en plaats terug in de incubator. Verder incuberen gedurende 4-6 dagen.
  13. Na de incubatieperiode zorgvuldig de media uit elke te verwijderen goed en voorzichtig een keer wassen met PBS. Fix cellen gedurende 30 min onder toepassing van 4% w / v paraformaldehyde.
  14. Stain cellen met een antilichaam kleuring voor neurofilament. Hierdoor kunnen visualiseren van neurietuitgroei voor kwantificering. DAPI kan ook worden gebruikt om kernen van de cellen zien. Een voorbeeld kleuring protocol beschreven door Sundararaghavan en collega 14.
  15. Zichtbaar de cellen met een fluorescentiemicroscoop.
    1. Plaats wells plaat op het podium van de microscoop.
    2. Zoek de cel massa met behulp van de filter en de excitatie-instellingen voor DAPI.
    3. Zodra de cel schakelt het filter FITC de uitgebreide neurieten visualiseren. Uzing de steek functie op de microscoop verzamelen en combineren veel afbeeldingen als nodig om de gehele structuur te bekijken. Herhaal dit voor DAPI, FITC en heldere veld.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Microsferen 50 ± 14 micrometer in diameter met een meer dan 85% eiwit inkapseling zijn consistent geproduceerd en elektrogesponnen in steigers. Grootte werd bepaald door beeldvorming monsters van microsferen uit drie afzonderlijke productie batches. De beelden waarin vastgelegd op een optische microscoop en lengten wanneer gemeten met commerciële software lab. Figuur 1 toont een histogram van de grootteverdeling. Encapsulation percentage werd ook getest drie verschillende microsfeer opbrengsten, door he...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Vele studies hebben aangetoond dat de zenuwcellen kunnen worden geregisseerd door topografische cues (fiber alignment) en chemische signalen (groeifactoren) 1,2,10,11,35. Electrospinning is een gemakkelijke methode om uitgelijnde vezels geven. Groeifactoren stimuleren zenuwgroei maar om ze op te nemen in zenuw leidingen (NC), is een werkwijze voor aanhoudende afgifte vereist. Om een ​​meer robuust systeem met beide signalen maken, moeten deze twee signalen worden gecombineerd. Verscheidene werkwijzen zijn eer...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gedeeltelijk gefinancierd door de Richard Barber Foundation en een Thomas Rumble Fellowship (TJW).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
DAPIInvitrogenD1306
Irgacure 2959BASF24650-42-8Bescherm tegen licht
PEO 900 kDaSigma-Aldrich189456
Methacryloxethyl thiocarbamoyl rhodamine BPolysciences, Inc.23591-100Maak stockoplossing in DMSO
SpuitpompKD ScientificKDS100
VoedingGamma High VoltageES30P-5W
MotorTriem Electric Motors, Inc0132022-15Moet worden bevestigd aan een op maat gemaakte draaibank
ToerentellerNetwork Tool WarehouseESI-330Gebruik om de snelheid van de draaibank te controleren
Omnicure UV Spot Cure System met collimaterende adapterEXFOS1000
NaaldenFisher Scientific14-825-16H
DekglasjesFisher Scientific12-545-81
PolyvinylalcoholSigma-AldrichP8136-250G
IsopropylalcoholSigma-AldrichI9030-500mL
Rundserumalbumine (BSA)Fisher ScientificBP9703-100
BSA-FITCSigma-Aldrich080M7400
β-Nerve Growth Factor (NGF)R&D Systems1156-NG
65:35 Poly-Lactic-Glycolic-Acid (PLGA)Sigma-Aldrich1001554270
DichloormethaanSigma-Aldrich34856-2L
Coomassie (Bradford) Proteïne AssayThermo Scientific1856209
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylateSigma-Aldrich1001558456
FibronectineSigma-AldrichF2006
DMEMLonza12-604F
FBSAtlanta BiologicalsS11150
PBSHycloneSH30256.01
GlutamineFisher ScientificG7513
Pen-StrepSigma-AldrichP4333
ParaformaldehydeAlfa AesarA11313 

Referenties

  1. Wrobel, M. R., Sundararaghavan, H. G. Directed migration in neural tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. , (2013).
  2. Schmidt, C. E., Leach, J. B. Neural tissue engineering: strategies for repair and regeneration. Annual Review of Biomedical Engineering. 5, 293-347 (2003).
  3. Madduri, S., di Summa, P., Papaloizos, M., Kalbermatten, D., Gander, B. Effect of controlled co-delivery of synergistic neurotrophic factors on early nerve regeneration in rats. Biomaterials. 31, 8402-8409 (2010).
  4. Madduri, S., Gander, B. Growth factor delivery systems and repair strategies for damaged peripheral nerves. J Control Release. 161, 274-282 (2012).
  5. Madigan, N. N., McMahon, S., O'Brien, T., Yaszemski, M. J., Windebank, A. J. Current tissue engineering and novel therapeutic approaches to axonal regeneration following spinal cord injury using polymer scaffolds. Respir Physiol Neurobiol. 169, 183-199 (2009).
  6. Sundararaghavan, H. G., Monteiro, G. A., Firestein, B. L., Shreiber, D. I. Neurite growth in 3D collagen gels with gradients of mechanical properties. Biotechnol. Bioeng. 102, 632-643 (2009).
  7. Hudson, T. W., Evans, G. R., Schmidt, C. E. Engineering strategies for peripheral nerve repair. Clin Plast Surg. 26, 617-628 (1999).
  8. Kokai, L. E., Bourbeau, D., Weber, D., McAtee, J., Marra, K. G. Sustained growth factor delivery promotes axonal regeneration in long gap peripheral nerve repair. Tissue Eng Part A. 17, 1263-1275 (2011).
  9. Bronzino, J. D., Peterson, D. R. The Biomedical Engineering Handbook, Third Edition - 3 Volume Set: Tissue Engineering and Artificial Organs. , 3 edition edn, CRC Press. (2006).
  10. Bell, J. H. A., Haycock, J. W. Next generation nerve guides: materials, fabrication, growth factors, and cell delivery. Tissue Eng Part B Rev. 18, 116-128 (2012).
  11. Ruiter, G. C. W., Malessy, M. J. A., Yaszemski, M. J., Windebank, A. J., Spinner, R. J. Designing ideal conduits for peripheral nerve repair. Neurosurgical focus. 26, (2009).
  12. Olakowska, E., Woszczycka-Korczyńska, I., Jędrzejowska-Szypułka, H., Lewin-Kowalik, J. Application of nanotubes and nanofibres in nerve repair. A review. Folia Neuropathol. 48, 231-237 (2010).
  13. Gunn, J., Zhang, M. Polyblend nanofibers for biomedical applications: perspectives and challenges. Trends Biotechnol. 28, 189-197 (2010).
  14. Sundararaghavan, H. G., Masand, S. N., Shreiber, D. I. Microfluidic generation of haptotactic gradients through 3D collagen gels for enhanced neurite growth. Journal of Neurotrauma. 28, 2377-2387 (2011).
  15. Sundararaghavan, H. G., Metter, R. B., Burdick, J. A. Electrospun fibrous scaffolds with multiscale and photopatterned porosity. Macromol Biosci. 10, 265-270 (2010).
  16. Edalat, F., Sheu, I., Manoucheri, S., Khademhosseini, A. Material strategies for creating artificial cell-instructive niches. Current Opinion in Biotechnology. 23, 820-825 (2012).
  17. Annabi, N., et al. Synthesis of highly porous crosslinked elastin hydrogels and their interaction with fibroblasts in vitro. Biomaterials. 30, 4550-4557 (2009).
  18. Castaño, O., Eltohamy, M., Kim, H. -W. Electrospinning technology in tissue regeneration. Methods Mol. Biol. 811, 127-140 (2012).
  19. Chew, S. Y., Wen, J., Yim, E. K. F., Leong, K. W. Sustained release of proteins from electrospun biodegradable fibers. Biomacromolecules. 6, 2017-2024 (2005).
  20. Han, D., Gouma, P. -I. Electrospun bioscaffolds that mimic the topology of extracellular matrix. Nanomedicine. 2, 37-41 (2006).
  21. Prabhakaran, M. P., et al. Electrospun biocomposite nanofibrous scaffolds for neural tissue engineering. Tissue Eng Part A. 14, 1787-1797 (2008).
  22. Xie, J., MacEwan, M. R., Schwartz, A. G., Xia, Y. Electrospun nanofibers for neural tissue engineering. Nanoscale. 2, 35-44 (2010).
  23. Yao, L., O'Brien, N., Windebank, A., Pandit, A. Orienting neurite growth in electrospun fibrous neural conduits. J. Biomed. Mater. Res. Part B Appl. Biomater. 90, 483-491 (2009).
  24. Sill, T. J., von Recum, H. A. Electrospinning: applications in drug delivery and tissue engineering. Biomaterials. 29, 1989-2006 (2008).
  25. Ifkovits, J. L., Sundararaghavan, H. G., Burdick, J. A. Electrospinning fibrous polymer scaffolds for tissue engineering and cell culture. Journal of Visualized Experiments: JoVE. , (2009).
  26. Sundararaghavan, H. G., Burdick, J. A. Gradients with depth in electrospun fibrous scaffolds for directed cell behavior. Biomacromolecules. 12, 2344-2350 (2011).
  27. Meinel, A. J., Germershaus, O., Luhmann, T., Merkle, H. P., Meinel, L. Electrospun matrices for localized drug delivery: current technologies and selected biomedical applications. Eur J Pharm Biopharm. 81, 1-13 (2012).
  28. Ji, W., et al. Bioactive electrospun scaffolds delivering growth factors and genes for tissue engineering applications. Pharm. Res. 28, 1259-1272 (2011).
  29. Burdick, J. A., Chung, C., Jia, X., Randolph, M. A., Langer, R. Controlled degradation and mechanical behavior of photopolymerized hyaluronic acid networks. Biomacromolecules. 6, 386-391 (2005).
  30. Péan, J. M., et al. Optimization of HSA and NGF encapsulation yields in PLGA microparticles. International Journal of Pharmaceutics. 166, 105-115 (1998).
  31. Cartiera, M. S., Johnson, K. M., Rajendran, V., Caplan, M. J., Saltzman, W. M. The Uptake and Intracellular Fate of PLGA Nanoparticles in Epithelial Cells. Biomaterials. 30, 2790-2798 (2009).
  32. Hollenbeck, P. J., Bamburg, J. R. Neurons: Methods and Applications for the Cell Biologist. , Gulf Professional Publishing. (2003).
  33. Boer, R., et al. Rat sciatic nerve repair with a poly-lactic-co-glycolic acid scaffold and nerve growth factor releasing microspheres. Microsurgery. 31, 293-302 (2011).
  34. Pujic, Z., Goodhill, G. J. A dual compartment diffusion chamber for studying axonal chemotaxis in 3D collagen. Journal of Neuroscience Methods. 215, 53-59 (2013).
  35. Madduri, S., di Summa, P., Papaloïzos, M., Kalbermatten, D., Gander, B. Effect of controlled co-delivery of synergistic neurotrophic factors on early nerve regeneration in rats. Biomaterials. 31, 8402-8409 (2010).
  36. Xu, X., et al. Polyphosphoester microspheres for sustained release of biologically active nerve growth factor. Biomaterials. 23, 3765-3772 (2002).
  37. Yan, Q., Yin, Y., Li, B. Use new PLGL-RGD-NGF nerve conduits for promoting peripheral nerve regeneration. Biomed Eng Online. 11, (2012).
  38. Gungor-Ozkerim, P. S., Balkan, T., Kose, G. T., Sarac, A. S., Kok, F. N. Incorporation of growth factor loaded microspheres into polymeric electrospun nanofibers for tissue engineering applications. J Biomed Mater Res A. , (2013).
  39. Li, X., et al. Encapsulation of proteins in poly(L-lactide-co-caprolactone) fibers by emulsion electrospinning. Colloids Surf B Biointerfaces. 75, 418-424 (2010).
  40. Wang, C. -Y., et al. The effect of aligned core-shell nanofibres delivering NGF on the promotion of sciatic nerve regeneration. J Biomater Sci Polym Ed. 23, 167-184 (2012).
  41. Liu, J. -J., Wang, C. -Y., Wang, J. -G., Ruan, H. -J., Fan, C. -Y. Peripheral nerve regeneration using composite poly(lactic acid-caprolactone)/nerve growth factor conduits prepared by coaxial electrospinning. J Biomed Mater Res A. 96, 13-20 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Fabricage van microsferenafgifte van groeifactorenvezelachtig steunmateriaalzenuwgroeifactorPLGA microsferenimmunofluorescentiemicroscopiedorsale wortelgangliaeiwitinkapselinguitgelijnde vezels
Elektrospinproces Growth Factor Releasing microsferen in Stapel- Steigers
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.